JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا، ونحن وصف نموذج الماوس من الإقفاري الشبكية عن طريق انسداد الشريان السباتي المشترك الثنائية العابرة باستخدام خياطة بسيطة ومشابك. يمكن أن يكون هذا النموذج مفيدًا لفهم الآليات المرضية لتروية الشبكية الناجمة عن تشوهات القلب والأوعية الدموية.

Abstract

يمكن أن تؤدي أمراض الأوعية الدموية المتنوعة مثل اعتلال الشبكية السكري، وانسداد الأوردة الشبكية أو الشرايين ومتلازمة نقص التروية العينية إلى نقص التروية الشبكية. من أجل تحري الآليات المرضية لاقفارية الشبكية، يجب تطوير نماذج تجريبية ذات صلة. تشريحيا، والأوعية الرئيسية لتوريد الدم الشبكية هو الشريان العيني (OpA) و OpA ينبع من الشريان السباتي الداخلي من الشريان السباتي المشترك (CCA). وهكذا، يمكن أن يسبب اضطراب CCA فعلياً نقص التروية الشبكية. هنا، أنشأنا نموذج الماوس من الإقفاري الشبكية عن طريق انسداد الشريان السباتي المشترك الثنائي العابر (tBCCAO) لربط CCA اليمنى مع خياطة الحرير 6-0 وocclude CCA اليسار عابرة لمدة 2 ثانية عن طريق المشبك، وأظهرت أن tBCCAO يمكن أن تحفز هتكيمي الشبكية الحادة مما يؤدي إلى خلل الشبكية. الطريقة الحالية يقلل الاعتماد على الأدوات الجراحية فقط باستخدام الإبر الجراحية والمشبك، ويختصر الوقت انسداد للحد من الموت الحيواني غير متوقع، والذي غالبا ما ينظر في نماذج الماوس من انسداد الشريان الدماغي الأوسط، ويحافظ على قابلية التكاثر من النتائج التروية الشبكية الشائعة. ويمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في الفيزيولوجيا المرضية من اعتلال الشبكية الإقفي في الفئران ، ويمكن استخدامها كذلك في فحص المخدرات في الجسم الحي.

Introduction

الشبكية هي نسيج عصبي للبصر. منذ هناك حاجة إلى كمية كبيرة من الأوكسجين لوظيفة بصرية، ومن المعروف شبكية العين باعتبارها واحدة من أعلى الأوكسجين تطالب الأنسجة في الجسم1. الشبكية عرضة لأمراض الأوعية الدموية كما يتم تسليم الأكسجين من خلال الأوعية الدموية. أنواع مختلفة من أمراض الأوعية الدموية، مثل اعتلال الشبكية السكري والأوعية الدموية الشبكية (الأوردة أو الشرايين) انسداد، يمكن أن تحفز الإقفاريات الشبكية. للتحقيق في الآليات المرضية لاقفية الشبكية ، تعتبر النماذج التجريبية القابلة للتكاثر والملاءمة سريريًا من نقص التروية الشبكية ضرورية. انسداد الشريان الدماغي الوسطى (MCAO) عن طريق إدراج خيوط داخل الغدد هو الأسلوب الأكثر استخداما عموما لتطوير في نماذج القوارض في الجسم الحي من الإقفاريات الدماغية التجريبية2،3. نظرا لقرب الشريان العيني (OpA) إلى MCA، وتستخدم أيضا نماذج MCAO في وقت واحد لفهم الفيزيولوجيا المرضية من الإقفاري الشبكية4،5،6. للحث على نقص التروية الدماغية جنبا إلى جنب مع الإقفار الشبكية، وعادة ما يتم إدراج خيوط طويلة من خلال شق الشريان السباتي المشترك (CCA) أو الشريان السباتي الخارجي (ECA). هذه الطرق صعبة الأداء، تتطلب وقتا طويلا لإكمال الجراحة (أكثر من 60 دقيقة ماوس واحد)، وتؤدي إلى تباينات عالية في النتائج بعد الجراحة7. ولا يزال من المهم وضع نموذج أفضل لتحسين هذه الشواغل.

في هذه الدراسة، استخدمنا ببساطة قصيرة عابرة CCA الانسداد الثنائي (tBCCAO) مع الإبر ومشببك للحث على نقص التروية الشبكية في الفئران وتحليل النتائج النموذجية لإصابات الإقفاري في شبكية العين. في هذا الفيديو، سوف نقدم مظاهرة من الإجراء tBCCAO.

Protocol

وقد تمت الموافقة على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل لجنة رعاية الحيوانات واستخدامها (IACUC) من جامعة كيو كلية الطب.

1. إعداد الأدوات الجراحية والحيوانات

  1. الأوتوكلاف الأدوات الجراحية والاحتفاظ بها في 70٪ الكحول الإيثيل. قبل كل إجراء جراحي جديد، أدوات جراحية نظيفة بعناية باستخدام 70٪ الكحول الإيثيل.
  2. إعداد ذكور BALB / cAJc1 الفئران (6 أسابيع من العمر، 26-28 كجم) في غرفة محددة خالية من مسببات الأمراض (SPF) للحفاظ على الظروف العقيمة قبل وأثناء وبعد الجراحة.

2. عابرة الثنائية المشتركة انسداد الشريان السباتي (tBCCAO)

  1. وضع الماوس تحت التخدير عن طريق الحقن داخل الصفاق مع مزيج من ميدازولام (40 ميكروغرام/100 ميكرولتر)، medetomidine (7.5 ميكروغرام/100 ميكرولتر) وبوتورفانول ترترات (50 ميكروغرام/100 ميكرولتر)، الذي يطلق عليه "MMB"، كما سبق وصفه8،9. عقد جلود الماوس الخلفي للحفاظ على الماوس بعيدا عن الاهتزاز عينيه حتى يتم تخدير الماوس تماما.
    1. الحكم على عمق التخدير عن طريق معسر إصبع قدم الماوس حتى لا يكون لديه استجابة، من الذي يستخدم أسلوب عادة للتحقق من التخدير الكامل10.
      ملاحظة: عموما، أقل من 5 دقائق مطلوبة للفئران لتغفو. وصفات مناسبة للتخدير العام قد تكون مختلفة من قبل المؤسسات.
  2. تطبيق قطرة واحدة من 0.1٪ تنقية الصوديوم هيالوونت حل قطرة العين إلى العينين لمنع جفاف على العينين تحت التخدير.
  3. وضع الماوس على ظهره وإصلاح الكفوف الماوس باستخدام أشرطة لاصقة.
  4. تطهير منطقة الرقبة من الماوس باستخدام 70٪ ايثيل الكحول قبل الجراحة.
    ملاحظة: لم يتم تنفيذ لقطة إضافية من الفراء لأن هذا قد يسبب التهاب الجلداللاحقة 11,12.
  5. أداء شق القوس من الرقبة مع شفرة (الشكل 1).
    ملاحظة: يجب إجراء شق على خط الوسط بين الرقبة والقص والقص الهوائية.
  6. فصل كلا الغدد اللعابية بعناية باستخدام اثنين من ملقط وتعبئة لهم لتصور CCAs الكامنة.
  7. عزل CCA الحق بعناية من الأعصاب المغالى ذات الصلة والأوردة المصاحبة دون الإضرار هياكلها، ووضع اثنين من خياطة الحرير 6-0 تحت CCA. ربط العلاقات اثنين بإحكام لمنع تدفق الدم (الشكل 1).
    ملاحظة: أثناء الإجراء، قد تتلف الأوردة الصغيرة. إذا كان النزيف هو رؤية، ومسح مطلوب لتصور CCAs بوضوح.
  8. العثور على CCA اليسار بعناية من الأعصاب المغالى ذات الصلة والأوردة المصاحبة دون الإضرار هياكلها، و occlude CCA اليسار لمدة 2 ثانية بواسطة المشبك (الشكل 1).
    ملاحظة: هناك حاجة إلى إبرة خياطة الحرير 6-0 ليتم وضعها تحت CCA اليسار لوضع علامة على موقع لقط.
  9. بعد إعادة فتح CCA اليسار، جروح خياطة الرقبة بواسطة خياطة الحرير 6-0 وتطبيق الداب من المضادات الحيوية (50 ميكرولتر) على الرقبة لمنع العدوى البكتيرية.
    ملاحظة: إزالة بهدوء المشبك لتجنب إتلاف جدار الشريان عند إعادة فتح CCA اليسار.
  10. حقن 0.75 ملغ/كغ من اتيباميزولي هيدروكلوريد intraperitoneally إلى الماوس لمساعدة الماوس تعافى من التخدير العميق بسرعة. ارجع الماوس إلى قفص الماوس مع منصات ساخنة مسبقًا.
    ملاحظة: لا تدع الماوس ترك دون مراقبة حتى الماوس يستعيد الوعي كافية للحفاظ على إعادة شغل القص.
  11. حقن 0.4 ملغ / كغ من الترطرات بوتورفانول إلى الماوس لإدارة الألم عندما يستيقظ الماوس.
    ملاحظة: يمكن أن يكون مؤقتاً البروتوكول هنا. كتلميح الأول لـ tBCCAO ناجحة، يمكن ملاحظة تدلي الجفن من الماوس (الشكل 2).
  12. للقتل الرحيم، حقن 3x من خليط MMB للفئران والتضحية بها من أجل التجارب.

3- ملاحظات عامة (معدلات البقاء على قيد الحياة وتدلية الجفن)

  1. بعد الجراحة، تحقق من معدلات البقاء على قيد الحياة لجميع أسباب الوفاة في اليوم 0 (بعد الجراحة) و1 و3 و7.
  2. تقييم تدلي الجفن من قبل مقياس تصنيف 4 نقاط: 1 = لا تدلى، 2 = تدلى معتدل (~ 50٪)، 3 = تدلى شديد (أكثر من 50٪)، و 4 = تدلى شديد مع إفرازات العين.

4. سفك الدم الشبكية

  1. حقن 200 ميكرولتر من FITC-dextran (25 ملغ / مل) في البطين الأيسر من الماوس، والذي يستخدم عادة لمراقبة ضخ الدم في الأوعية الشبكية الماوس13،14.
  2. 2 دقائق بعد الدورة الدموية، enucleate العينين وإصلاح في 4٪ شبهformaldehyde لمدة 1 ساعة. تم الحصول على شبكية العين بعناية ومسطحة محمولة، كما وصفت سابقا15، وفحصها عن طريق المجهر الفلوري.
  3. التقاط صور من الشبكية كله يتصاعد في التكبير 4x ودمجها في واحد باستخدام محلل دمج، وصفت سابقا16.
  4. قياس المناطق المُغرّمة عن طريق أداة تحليل السفن في برنامج NIH Fiji/ImageJ.

5. لطخة غربية

  1. بعد 3 و 6 ساعات من tBCCAO ، احصل على عيون الفئران ونقلها على الفور إلى طبق بيتري يحتوي على PBS البارد لعزل شبكية العين.
  2. بعد عزل شبكية العين، أداء النشاف الغربية، كما سبق وصفه9.
  3. احتضان مع الأجسام المضادة لخافض الأكسجة-عامل غير قابل للاجك -1α (HIF-1α؛ علامة نقص الأكسجة العامة) و β-Actin (مراقبة التحميل الداخلية) بين عشية وضحاها تليها حضانة الأجسام المضادة الثانوية لمعالجة هكف. تصور الإشارات عبر chemiluminescence.

6. كمية PCR (qPCR)

  1. 6, 12 و 24 ساعة بعد tBCCAO, معالجة شبكية العين التي تم الحصول عليها لqPCR, كما سبق وصفها17.
  2. تنفيذ qPCR عن طريق نظام PCR في الوقت الحقيقي. يتم سرد التمهيديات المستخدمة في الجدول 1. حساب التغييرات أضعاف بين مستويات من النصوص المختلفة من قبلالأسلوب T ΔC.

7. الكيمياء المناعية (IHC)

  1. بعد 3 أيام من tBCCAO ، احصل على عيون الفئران وتضمين البارافين.
  2. قطع العينين البارافين جزءا لا يتجزأ من قبل microtome للحصول على أقسام العين.
  3. de-paraffinize وتلطيخ أقسام العين من 5 μm سمك كما هو موضح سابقا13.
  4. احتضان مع جسم مضاد للبروتين حمضي الرجالية الزليبية (GFAP؛ علامة موثوقة للخلايا الفلكية وخلايا مولر في شبكية العين) بين عشية وضحاها تليها حضانة اليكسا فلور 555-مترافق الأجسام المضادة الثانوية.
  5. استخدام DAPI (4′, 6-diamidino-2-فينيليندول) لتلوين النواة في شبكية العين. تصور الإشارات عبر مجهر الفلوريسانس.
  6. تقييم التشكل الذي يسجل بمقياس تصنيف من 4 نقاط، كما سبق وصفه13،18:0 = لا إشارة، 1 = بضعة أقدام ضئيلة إيجابية في طبقة خلايا العقدة (GCL)، 2 = عدد قليل من العمليات التي تصل من GCL إلى الطبقة النووية الخارجية (ONL)، و 3 = معظم العمليات ذات العلامات التي تصل من GCL إلى ONL.

8. التصوير الكهربائي (ERG)

  1. بعد 3 و 7 أيام tBCCAO، تنفيذ ERG باستخدام قبة Ganzfeld، ونظام اقتناء ومحفزات LED، كما سبق وصفها9.
  2. بعد التكيف الظلام بين عشية وضحاها، تخدير الفئران مع مزيج من MMB تحت ضوء أحمر خافت.
  3. استخدام حل مختلط من 0.5٪ تروبيكاميد و 0.5٪ فينيليفرين لتمدد التلاميذ.
  4. ضع الأقطاب النشطة على العدسات اللاصقة ووضع القطب المرجعي في الفم.
  5. الحصول على استجابات ERG من كلتا العينين لكل.
  6. سجل ردود scotopic تحت التكيف الظلام مع مختلف المحفزات.
  7. قياس السعات من موجة من خط الأساس إلى أدنى نقطة من موجة.
  8. قياس السعات من موجة ب من أدنى نقطة من موجة إلى ذروة موجة ب.
  9. الحفاظ على جميع الفئران الحارة أثناء الإجراء باستخدام منصات الحرارة.

9- التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT)

  1. 2 أسابيع بعد tBCCAO، أداء OCT باستخدام نظام SD-OCT، كما ذكرت سابقا8،9.
  2. للقياس، تخضع الفئران إلى داء الداء المتضام عن طريق محلول مختلط من 0.5٪ تروبيكاميد و 0.5٪ فينيليفرين، وإلى التخدير العام عن طريق مزيج من MMB.
  3. الحصول على صور المسح الضوئي B من شرائح الاستوائية من مسح الوجه.
  4. فحص شبكية العين في 0.2، 0.4 و 0.6 ملم من رأس العصب البصري.
  5. قياس سمك الشبكية من طبقة الألياف العصبية الشبكية (NFL) إلى الغشاء الخارجي المحدد (ELM)، والنظر في متوسط القيم المقاسة كما سمك شبكية العين من الماوس الفردية.
  6. رسم النتائج كـ رسومات تخطيطية عنكبوتية.

النتائج

بعد الدورة الدموية الجهازية من FITC-dextran لمدة 2 دقيقة، وفحص الأوعية الدموية الشبكية من شبكية العين اليسرى والأيمن في الفئران التي تعمل صوريا والفئران التي تديرها tBCCAO(الشكل التكميلي 1). كان فيتك-ديكستران مرئيًا تمامًا في شبكية العين في الفئران التي تعمل بالجهابات والشبكية اليسرى في ?...

Discussion

في الدراسة، وقد أظهرنا أن tBCCAO، وذلك باستخدام الغرز البسيطة ومشابك، يمكن أن تحفز الإقفاري الشبكية والخلل الوظيفي الشبكي المصاحبة. وعلاوة على ذلك، فقد أثبتنا لدينا بروتوكول الحالي لتطوير نموذج الماوس من الإقفاري الشبكية هو أسهل وأسرع بالمقارنة مع البروتوكولات السابقة الأخرى لتطوير نماذج...

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل من خلال المنح في المعونة للبحث العلمي (KAKENHI) (18K09424 إلى Toshihide Kurihara و20K18393 إلى يوكيهيرو ميوا) من وزارة التعليم والثقافة والرياضة والعلوم والتكنولوجيا (MEXT).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Atipamezole hydrochlorideZenoaqAntisedanFor anti-anesthesia
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-For qPCR
Butorphanol tartrateMeiji Seika PharmaVetorphaleFor anesthesia
BZ-II AnalyzerKEYENCE-For an image merge
BALB/cAJc1CLEA-Mouse strain
β-Actin (8H10D10) Mouse mAbCST3700For western blot
Clamp ForcepWorld Precision InstrumentsWPI 500451For surgery
Dumont forceps #5Fine Science Tools11251-10For surgery
DAPI solutionDojindo340-07971For IHC
Envisu SD-OCT systemLeicaR4310For OCT
FITC-dextranMerkFD2000SFor retinal blood perfusion
Fluorescence microscopeKEYENCEBZ-9000For fluorescence detection
Gatifloxacin hydrateSenju PharmaceuticalGachifuroFor anti-bacterial infection
GFAP Monoclonal Antibody (2.2B10)Thermo13-0300For IHC
Heating padMarukanRH-200For surgery
HIF-1α (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169For western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGE Healthcare-For chemiluminescence
MidazolamSandoz K.KSANDOZFor anesthesia
Microtome Tissue-Tek TEC 6Sakura-For sectioning
MedetomidineOrion CorporationDomitorFor anesthesia
Needle holderHandayaHS-2307For surgery
PuRECMAYO Corporation-For ERG
ScissorFine Science Tools91460-11For surgery
Sodium hyaluronateSanten PharmaceuticalHyaleinFor eye lubrication
Tropicamide/Penylephrine hydrochlorideSanten PharmaceuticalMydrin-PFor mydriasis
6-0 silk sutureNatsumeE12-60N2For surgery

References

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086 (2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75 (2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822 (2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387 (2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423 (2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275 (2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878 (2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20 (2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119 (1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503 (2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620 (2002).
  33. Dutton, J. . Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364 (2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961 (2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80 (2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380 (2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210 (2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879 (2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

165Reperfusion

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved