JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

כאן, אנו מתארים דגם עכבר של איסכמיה רשתית על ידי חסימת עורקים דו-צדדית נפוצה חולפת באמצעות תפרים פשוטים ומהדק. מודל זה יכול להיות שימושי להבנת המנגנונים הפתולוגיים של איסכמיה ברשתית הנגרמת על ידי מומים קרדיווסקולריים.

Abstract

מחלות כלי דם מגוונות כגון רטינופתיה סוכרתית, חסימה של ורידים ברשתית או עורקים ותסמונת איסכמית עינית יכול להוביל איסכמיה ברשתית. כדי לחקור מנגנונים פתולוגיים של איסכמיה ברשתית, יש לפתח מודלים ניסיוניים רלוונטיים. מבחינה אנטומית, כלי אספקת דם רשתית עיקרי הוא עורק עיניים (OpA) ו OpA מקורו בעורק הראשי הפנימי של העורק הראשי המשותף (CCA). לכן, שיבוש של CCA יכול לגרום ביעילות איסכמיה ברשתית. כאן, הקמנו מודל העכבר של איסכמיה רשתית על ידי חסימה חולפת של עורק ראשי משותף דו-צדדי (tBCCAO) כדי לקשור את CCA הימני עם 6-0 תפרי משי ולחסום את CCA שמאל לזמן חולף במשך 2 שניות באמצעות מהדק, והראה כי tBCCAO יכול לגרום איסכמיה רשתית חריפה המובילה לתפקוד רשתית. השיטה הנוכחית מפחיתה את ההסתמכות על מכשירים כירורגיים רק באמצעות מחטים כירורגיות ומהדק, מקצרת את זמן החסימה כדי למזער מוות בלתי צפוי של בעלי חיים, אשר נתפס לעתים קרובות במודלים של עכבר של חסימת עורק המוח האמצעי, ושומר על יכולת רבייה של ממצאים איסכמיים ברשתית נפוצה. המודל יכול להיות מנוצל כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה של רטינופתיות איסכמי בעכברים, עוד יותר יכול לשמש הקרנת סמים vivo.

Introduction

הרשתית היא רקמה נוירו-חושית לתפקוד חזותי. מאז כמות משמעותית של חמצן נדרש לתפקוד חזותי, הרשתית ידועה כאחת הרקמות תובעניות חמצן הגבוה ביותר בגוף1. הרשתית רגישה למחלות כלי דם כמו חמצן מועבר דרך כלי הדם. סוגים שונים של מחלות כלי דם, כגון רטינופתיה סוכרתית וכלי דם ברשתית (ורידים או עורקים) חסימה, יכול לגרום איסכמיה ברשתית. כדי לחקור מנגנונים פתולוגיים של איסכמיה ברשתית, מודלים ניסיוניים לשחזור ורלוונטיים קלינית של איסכמיה ברשתית נחשבים הכרחיים. חסימת עורק המוח התיכון (MCAO) על ידי החדרת חוט תוך-אלומיניום היא השיטה הנפוצה ביותר לפיתוח מודלים מכרסמים vivo של איסכמיה מוחית ניסיונית2,3. בשל הקרבה של עורק העיניים (OpA) ל MCA, מודלים MCAO משמשים גם בו זמנית כדי להבין את הפתופיזיולוגיה של איסכמיה ברשתית4,5,6. כדי לגרום איסכמיה מוחית יחד עם איסכמיה ברשתית, חוטים ארוכים מוכנסים בדרך כלל באמצעות חתך של העורק הראשי המשותף (CCA) או עורק הראשי החיצוני (ECA). שיטות אלה קשות לביצוע, דורשות זמן רב כדי להשלים את הניתוח (מעל 60 דקות עבור עכבר אחד), ולהוביל שונות גבוהה בתוצאות לאחר הניתוח7. זה עדיין חשוב לפתח מודל טוב יותר כדי לשפר את החששות האלה.

במחקר זה, פשוט השתמשנו בחסימת CCA דו-צדדית חולפת קצרה (tBCCAO) עם מחטים ומהדק כדי לגרום לאיסכמיה ברשתית בעכברים וניתחנו תוצאות אופייניות של פציעות איסכמיות ברשתית. בסרטון זה, אנו נותנים הדגמה של הליך tBCCAO.

Protocol

כל השיטות המתוארות כאן אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של בית הספר לרפואה של אוניברסיטת קיו.

1. הכנת מכשירים כירורגיים ובעלי חיים

  1. אוטוקלאב מכשירים כירורגיים ולשמור אותם 70% אלכוהול אתיל. לפני כל הליך כירורגי חדש, לנקות מכשירים כירורגיים בזהירות באמצעות 70% אלכוהול אתיל.
  2. הכינו עכברי BALB/cAJc1 זכרים (בני 6 שבועות, 26-28 ק"ג) בחדר ספציפי ללא פתוגן (SPF) לשמירה על מצבים סטריליים לפני הניתוח, במהלכו ואחריו.

2. חסימת עורקים דו-צדדית דו-צדדית משותפת (tBCCAO)

  1. שים עכבר תחת הרדמה באמצעות הזרקה תוך-אישית עם שילוב של midazolam (40 מיקרוגרם /100 μL), medetomidine (7.5 מיקרוגרם / 100 μL) ו טרטרט butorphanol (50 מיקרוגרם / 100 μL), המכונה "MMB", כפי שתואר קודם לכן8,9. החזק את עורות הגב של העכבר כדי להרחיק את העכבר מלהתנגש בעיניו עד שהעכבר מורדם לחלוטין.
    1. לשפוט את עומק ההרדמה על ידי צביטה בוהן העכבר עד שאין לו תגובה, של איזו שיטה משמשת בדרך כלל לבדיקת הרדמה מלאה10.
      הערה: בדרך כלל, פחות מ 5 דקות נדרשים עכברים להירדם. מתכונים מתאימים להרדמה כללית עשויים להיות שונים על ידי מוסדות.
  2. החל טיפה אחת של 0.1% מטוהרים נתרן hyaluronate טיפת עיניים פתרון לעיניים כדי למנוע יובש על העיניים תחת הרדמה.
  3. הנח את העכבר על גבו ותקן את כפותיו של העכבר באמצעות קלטות דבק.
  4. לחטא את אזור הצוואר של העכבר באמצעות 70% אלכוהול אתיל לפני הניתוח.
    הערה: גזיר נוסף של הפרווה לא בוצע מכיוון שהדבר עלול לגרום לדלקת עורעוקבת 11,12.
  5. בצע חתך קשתי בצוואר באמצעות להב (איור 1).
    הערה: חתך צריך להתבצע על קו האמצע בין הצוואר, עצם החזה וקנה הנשימה.
  6. להפריד את שתי בלוטות הרוק בזהירות באמצעות שני מלקחיים לגייס אותם כדי לדמיין את CCAs הבסיסית.
  7. לבודד את CCA הנכון בזהירות מן העצבים vagal בהתאמה ואת הוורידים הנלווים מבלי לפגוע במבנים שלהם, ומניחים שני תפרים משי 6-0 תחת CCA. קשרו את שני הקשרים בחוזקה כדי לחסום את זרימת הדם (איור 1).
    הערה: במהלך ההליך, ורידים קטנים עלולים להיפגע. אם דימום נראה, ניגוב נדרש כדי לדמיין את CCAs בבירור.
  8. מצא את CCA השמאלי בזהירות מן העצבים vagal בהתאמה ואת הוורידים הנלווים מבלי לפגוע במבנים שלהם, ולחסן את CCA שמאל במשך 2 שניות על ידי מהדק(איור 1).
    הערה: יש צורך להציב מחט תפר משי 6-0 מתחת ל- CCA השמאלי כדי לסמן אתר להידוק.
  9. לאחר פתיחה מחדש של CCA השמאלי, פצעי תפר של הצוואר על ידי תפר משי 6-0 ולהחיל טיפה של אנטיביוטיקה (50 μL) על הצוואר כדי לעכב זיהום חיידקי.
    הערה: הסר בעדינות מלחציים כדי למנוע פגיעה בקיר העורקים בעת פתיחה מחדש של CCA השמאלי.
  10. להזריק 0.75 מ"ג/ק"ג של atipamezole הידרוכלוריד תוך-אופייני לעכבר כדי לעזור לעכבר התאושש מהרדמה עמוקה במהירות. להחזיר את העכבר לכלוב עכבר עם רפידות מחוממות מראש.
    הערה: אל תתנו לעכבר להישאר ללא השגחה עד שהעכבר יחזור להכרה מספקת כדי לשמור על שכיבה קשה.
  11. להזריק 0.4 מ"ג/ק"ג של טרטרט butorphanol לעכבר לניהול הכאב כאשר העכבר מתעורר.
    הערה: ניתן להשהות את הפרוטוקול כאן. כרמז ראשון ל-tBCCAO מוצלח, ניתן לראות ריר עפעפיים של העכבר (איור 2).
  12. עבור המתת חסד, להזריק 3x של תערובת MMB לעכברים להקריב אותם לניסויים.

3. תצפיות כלליות (שיעורי הישרדות וצניחת עפעפיים)

  1. לאחר הניתוח, בדוק את שיעורי ההישרדות של כל סיבות המוות ביום 0 (לאחר הניתוח), 1, 3 ו -7.
  2. הערכת צניחת עפעפיים בסולם דירוג של 4 נקודות: 1 = ללא ריר, 2 = צניחה קלה (~ 50%), 3 = ריר חמור (מעל 50%), ו- 4 = צניחה חמורה עם הפרשות עיניים.

4. זלוף דם ברשתית

  1. הזרק 200 μL של FITC-dextran (25 מ"ג / מ"ל) לתוך החדר השמאלי של העכבר, אשר משמש בדרך כלל לתצפית על זלוף הדם בכלי רשתית העכבר13,14.
  2. 2 דקות לאחר זרימת הדם, לאכוף את העיניים ולתקן 4% paraformaldehyde במשך שעה אחת. הרשתיות הושגו בקפידה ורכובות שטוחות, כפי שתואר קודם לכן15, ונבדקו באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי.
  3. צלם את כל תושבות הרשתית בהגדלה פי 4 והתמזג ליחיד באמצעות מנתח מיזוג, שתואר בעבר16.
  4. למדוד את האזורים perfused באמצעות כלי ניתוח כלי בתוכנת NIH פיג'י / ImageJ.

5. כתם מערבי

  1. 3 ו 6 שעות לאחר tBCCAO, לקבל את העיניים של עכברים ומיד להעביר צלחת פטרי המכיל PBS קר כדי לבודד את הרשתית.
  2. לאחר בידוד הרשתיות, בצעו כתמים מערביים, כפי שתואר קודםלכן 9.
  3. דגירה עם נוגדנים לגורם היפוקסיה-1α (HIF-1α; סמן היפוקסיה כללי) ועבור β-אקטין (בקרת טעינה פנימית) לילה ואחריו דגירה של נוגדנים משניים מצומדים HRP. דמיין את האותות באמצעות צ'מילומינציה.

6. PCR כמותי (qPCR)

  1. 6, 12 ו 24 שעות לאחר tBCCAO, לעבד את הרשתית שהושגה עבור qPCR, כפי שתואר קודם לכן17.
  2. בצע qPCR באמצעות מערכת PCR בזמן אמת. פריימנים המשמשים מפורטים בטבלה 1. חשב שינויי קיפול בין רמות של תעתיקים שונים על-ידישיטת T ΔΔC.

7. אימונוהיסטוכימיה (IHC)

  1. 3 ימים לאחר tBCCAO, לקבל את העיניים של עכברים להטביע פרפין.
  2. חותכים את העיניים משובצות פרפין על ידי microtome כדי לקבל את חלקי העין.
  3. דה-פרפין ולהכתים את חלקי העין של 5 מיקרומטר עובי כפי שתואר קודםלכן 13.
  4. דגירה עם נוגדן לחלבון חומצי פרפור גלי (GFAP; סמן אמין עבור אסטרוציטים ותאי מולר ברשתית) לילה ואחריו דגירה של אלקסה פלואור 555-מצומד נוגדן משני.
  5. השתמש DAPI (4′,6-diamidino-2-פנילינדול) עבור הכתמת הגרעין ברשתית. דמיין אותות באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי.
  6. הערכת ניקוד מורפולוגיה על ידי סולם דירוג של 4 נקודות, כפי שתואר קודם לכן13,18: 0 = אין אות, 1 = כמה רגלי קצה גליה חיוביות בשכבת תא הגנגליון (GCL), 2 = כמה תהליכים מתויגים המגיעים מ- GCL לשכבה הגרעינית החיצונית (ONL), ו - 3 = התהליכים המסומנים ביותר המגיעים מ- GCL ל- ONL.

8. אלקטרורטינוגרפיה (ERG)

  1. 3 ו 7 ימים לאחר tBCCAO, לבצע ERG באמצעות כיפת Ganzfeld, מערכת רכישה וממריצים LED, כפי שתואר קודםלכן 9.
  2. לאחר הסתגלות כהה בן לילה, הרדמה עכברים עם שילוב של MMB תחת אור אדום עמום.
  3. השתמש בתמיסה מעורבת של 0.5% טרופיקמיד ו 0.5% פנילפרין כדי להרחיב את האישונים.
  4. מניחים את האלקטרודות הפעילות על עדשת מגע ומניחים את אלקטרודת הייחוס בפה.
  5. קבל תגובות ERG משתי העיניים של כל בעל חיים.
  6. רשום תגובות סקוטיות תחת הסתגלות כהה עם גירויים שונים.
  7. למדוד את משרעת של גל מקו הבסיס לנקודה הנמוכה ביותר של גל.
  8. למדוד את משרעת של b-wave מהנקודה הנמוכה ביותר של גל לשיא של b-wave.
  9. שמור על כל העכברים חמים במהלך ההליך באמצעות רפידות חום.

9. טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT)

  1. 2 שבועות לאחר tBCCAO, לבצע OCT באמצעות מערכת SD-OCT, כפי שדווח בעבר8,9.
  2. למדידה, נושא עכברים mydriasis על ידי פתרון מעורב של 0.5% טרופיקמיד ו 0.5% פנילפרין, ולהרדמה כללית על ידי תערובת של MMB.
  3. השג תמונות סריקה B מפרוסות קו המשווה של סריקות en-face.
  4. בדוק את הרשתית ב 0.2, 0.4 ו 0.6 מ"מ מראש עצב הראייה.
  5. למדוד עובי הרשתית משכבת סיבי העצב ברשתית (NFL) לקרום המגביל החיצוני (ELM), ולשקול את הממוצע של ערכים נמדדים כעובי הרשתית של עכבר בודד.
  6. התווה את התוצאות כדיאגרמות עכביש.

תוצאות

לאחר תפוצה מערכתית של FITC-dextran במשך 2 דקות, נבדקו כלי דם ברשתית הרשתית הימנית והשמאלית בעכברים המופעלים על ידי תרמית ועכברים המופעלים באמצעות tBCCAO (איור משלים 1). FITC-dextran היה גלוי לחלוטין בשני הרשתית בעכברים המופעלים על ידי זיוף ואת הרשתית השמאלית בעכברים המופעלים tBCCAO, בעוד זה היה מזו?...

Discussion

במחקר, הראינו כי tBCCAO, באמצעות תפרים פשוטים מהדק, יכול לגרום איסכמיה רשתית נלווית תפקוד הרשתית. יתר על כן, הוכחנו את הפרוטוקול הנוכחי שלנו לפיתוח מודל עכבר של איסכמיה רשתית קל ומהיר יותר בהשוואה לפרוטוקולים קודמים אחרים לפיתוח מודלים של פגיעה איסכמית ברשתית2,3

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים בסיוע למחקר מדעי (KAKENHI) (18K09424 כדי Toshihide Kurihara ו 20K18393 כדי Yukihiro Miwa) ממשרד החינוך, תרבות, ספורט, מדע וטכנולוגיה (MEXT).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Atipamezole hydrochlorideZenoaqAntisedanFor anti-anesthesia
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-For qPCR
Butorphanol tartrateMeiji Seika PharmaVetorphaleFor anesthesia
BZ-II AnalyzerKEYENCE-For an image merge
BALB/cAJc1CLEA-Mouse strain
β-Actin (8H10D10) Mouse mAbCST3700For western blot
Clamp ForcepWorld Precision InstrumentsWPI 500451For surgery
Dumont forceps #5Fine Science Tools11251-10For surgery
DAPI solutionDojindo340-07971For IHC
Envisu SD-OCT systemLeicaR4310For OCT
FITC-dextranMerkFD2000SFor retinal blood perfusion
Fluorescence microscopeKEYENCEBZ-9000For fluorescence detection
Gatifloxacin hydrateSenju PharmaceuticalGachifuroFor anti-bacterial infection
GFAP Monoclonal Antibody (2.2B10)Thermo13-0300For IHC
Heating padMarukanRH-200For surgery
HIF-1α (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169For western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGE Healthcare-For chemiluminescence
MidazolamSandoz K.KSANDOZFor anesthesia
Microtome Tissue-Tek TEC 6Sakura-For sectioning
MedetomidineOrion CorporationDomitorFor anesthesia
Needle holderHandayaHS-2307For surgery
PuRECMAYO Corporation-For ERG
ScissorFine Science Tools91460-11For surgery
Sodium hyaluronateSanten PharmaceuticalHyaleinFor eye lubrication
Tropicamide/Penylephrine hydrochlorideSanten PharmaceuticalMydrin-PFor mydriasis
6-0 silk sutureNatsumeE12-60N2For surgery

References

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086 (2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75 (2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822 (2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387 (2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423 (2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275 (2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878 (2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20 (2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119 (1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503 (2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620 (2002).
  33. Dutton, J. . Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364 (2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961 (2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80 (2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380 (2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210 (2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879 (2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

165

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved