JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نصف هنا طرقا لتحفيز وتحليل إعادة تشكيل الخبرة الشمية المعتمدة على الكبيبات المشبكية لفص الهوائي في دماغ ذبابة الفاكهة اليافعة.

Abstract

تحفز التجربة الحسية الشمية المبكرة في الحياة إعادة تشكيل الكبيبات المشبكية الدراماتيكية في دماغ ذبابة الفاكهة اليافع ، والتي تعتمد تجريبيا على الجرعة ، ومقيدة زمنيا ، ويمكن عكسها بشكل عابر فقط في فترة حرجة قصيرة ومحددة جيدا. يتم تحديد اتجاه إعادة تشكيل الاتصال المشبكي لدائرة الدماغ من خلال الرائحة المحددة التي تعمل على فئة مستقبلات المستجيب للخلايا العصبية الحسية الشمية. بشكل عام ، تعبر كل فئة من الخلايا العصبية عن مستقبل رائحة واحد فقط وتعصب كبيبة متشابكة شمية واحدة. في النموذج الجيني لذبابة الفاكهة ، تم تعيين المجموعة الكاملة من الكبيبات الشمية بدقة من خلال استجابة الرائحة والإنتاج السلوكي. تنشط رائحة إيثيل بوتيرات (EB) الخلايا العصبية لمستقبلات Or42a التي تعصب كبيبة VM7. خلال الفترة الحرجة في وقت مبكر من الحياة ، تؤدي تجربة EB إلى التخلص من المشبك العصبي المعتمد على الجرعة في الخلايا العصبية الحسية الشمية Or42a. تسمح الفترات الزمنية للتعرض لرائحة EB ذات الجرعات بالتحقيق في تقليم اتصال الدائرة المعتمد على الخبرة في دماغ الأحداث. يتم إجراء التصوير المجهري البؤري للكبيبات المشبكية لفص الهوائي باستخدام علامات معدلة وراثيا مدفوعة بمستقبلات Or42a توفر تقديرا كميا لعدد المشبك وحجم التعصيب. تتيح مجموعة الأدوات الجينية المتطورة لذبابة الفاكهة التشريح المنهجي للآليات الخلوية والجزيئية التي تتوسط في إعادة تشكيل دائرة الدماغ.

Introduction

تمثل إعادة تشكيل دوائر الدماغ اليافعة خلال الحياة المبكرة الفرصة الأخيرة لتغييرات الاتصال المشبكي واسعة النطاق لتتناسب مع البيئة شديدة التغير وغير المتوقعة التي يولد فيها. باعتبارها المجموعة الأكثر وفرة من ، تشترك الحشرات في آلية إعادة تشكيل الفترة الحرجة المحفوظة تطوريا1. تفتح الفترات الحرجة مع بداية المدخلات الحسية ، وتظهر تغييرات عكسية في الدائرة لتحسين الاتصال ، ثم تغلق عندما تقاوم قوى التثبيت المزيد من إعادة البناء2. تعتمد الحشرات بشكل خاص على المعلومات الحسية الشمية وتظهر فترة حرجة شمية محددة جيدا. توفر ذبابة الفاكهة نموذجا وراثيا ممتازا للتحقيق في هذه الفترة الحرجة المعتمدة على التجربة في دماغ الأحداث. تؤدي تجربة الرائحة خلال الأيام القليلة الأولى بعد الانسداد إلى تغييرات اتصال الدائرة المذهلة في الكبيبات المشبكية 3,4 المحددة بشكل فردي. يعتمد اتجاه إعادة التصميم على تجربة رائحة الإدخال المحددة. تسبب بعض الروائح زيادة في حجم الكبيبة المشبكية لبضعة أيام بعد الانسداد (dpe)3,5,6,7 ، في حين أن الروائح الأخرى تسبب التخلص السريع من نقاط الاشتباك العصبي خلال الفترة الحرجة 0-2 dpe ، مما يؤدي إلى انخفاض حجم التعصيب 8,9,10. على وجه التحديد ، تؤدي تجربة رائحة إيثيل بوتيرات (EB) إلى التقليم المشبكي المعتمد على الجرعة للخلايا العصبية المستقبلة لمستقبلات حاسة الشم Or42a فقط خلال هذه الفترة الحرجة المبكرةمن العمر 8. يمكن عكس إزالة المشبك تماما عن طريق تعديل مدخلات رائحة EB خلال الفترة الحرجة ولكنها تصبح دائمة بعد إغلاق الفترة الحرجة. يوفر هذا التقليم المشبكي المعتمد على الخبرة الشمية نظاما تجريبيا قيما لتوضيح الآليات المقيدة زمنيا الكامنة وراء إعادة تشكيل دائرة دماغ الأحداث.

هنا ، نقدم بروتوكولا مفصلا يستخدم لحث وتحليل التقليم المشبكي المعتمد على تجربة EB للخلايا العصبية الحسية الشمية لمستقبلات Or42a خلال الفترة الحرجة المبكرة من الحياة. نظهر أن المحطات المتشابكة Or42a في كبيبة الفص VM7 من فص الهوائي يمكن تمييزها على وجه التحديد عن طريق القيادة المعدلة وراثيا لعلامة mCD8 المربوطة بالغشاء :: GFP ، إما دمجها مباشرة مع مروج Or42a (Or42a-mCD8 :: GFP) 11 أو باستخدام نظام التعبير الثنائي Gal4 / UAS (Or42a-Gal4 يقود UAS-mCD8 :: GFP) 12. يمكن تسمية نقاط الاشتباك العصبي الفردية Or42a بالمثل باستخدام التعبير الوراثي المستهدف لعلامات المنطقة النشطة قبل المشبكية المدمجة في مجموعة من العلامات الفلورية (على سبيل المثال ، Bruchpilot :: RFP) 8 أو إشارة كثيفة الإلكترون لتحليلات المشبك الفائق البنية (على سبيل المثال ، miniSOG-mCherry)8. يمكن تصوير المحطات المتشابكة Or42a بمزيج من الفحص المجهري متحد البؤر بالليزر والمجهر الإلكتروني النافذ. لقد أظهرنا أن تقليم الكبيبات المشبكية Or42a يعتمد على جرعة EB ، ويتدرج إلى تركيز تجربة الرائحة الموقوتة. يمكن أن تختلف النسبة المئوية لرائحة EB المذابة في الزيوت المعدنية المستخدمة كوسيلة ، وكذلك المدة الزمنية للتعرض للرائحة في التي تم تنظيمها في النمو. أخيرا ، نعرض الطرق المستخدمة لتحليل مدى تقليم الكبيبات المشبكية عن طريق قياس شدة وحجم مضان التعصيب VM7. يمكن أيضا قياس رقم المشبك عن طريق حساب النقاط المشبكية المسماة وقياس معلمات البنية الفوقية المشبكية باستخدام المجهر الإلكترونيالنافذ 8. بشكل عام ، البروتوكول الموضح هنا هو نهج قوي يتيح التشريح المنهجي لكل من الآليات الخلوية والجزيئية التي تتوسط تشذيب الاتصال المشبكي لدائرة حاسة الفاكهة الشمية خلال فترة حرجة للأحداث. تم استخدام الإعداد العام للتعرض للرائحة الموصوف في هذه الدراسة في الدراسات السابقة باستخدام روائح أخرى وفحص الكبيباتالأخرى 3,7.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

1. التعرض للرائحة

  1. باستخدام فرشاة رسم دقيقة ، قم بفرز 40-50 تم تنظيمها تنمويا مثل الشرانق الداكنة (90+ ساعة بعد الشرنق عند 25 درجة مئوية) في قوارير ذبابة الفاكهة من البوليسترين 25 مم × 95 مم التي تحتوي على طعام دبس دقيق الذرة القياسي (الشكل 1 أ).
  2. ضع شبكة سلكية دقيقة من الفولاذ المقاوم للصدأ فوق نهاية قوارير ذبابة الفاكهة لاحتواء الذباب مع السماح أيضا بتدفق الهواء بشكل جيد. ثبت أغطية الشبكة السلكية بغشاء شفاف مسجل على جانب قوارير ذبابة الفاكهة .
  3. في أنبوب طرد مركزي دقيق سعة 1.5 مل ، ضع 1 مل من الزيت المعدني 100٪ (التحكم في السيارة) أو قم بإذابة رائحة إيثيل بوتيرات (EB) في الزيت المعدني في أنبوب آخر لإنتاج التركيز المطلوب (على سبيل المثال ، 15٪ (150 ميكرولتر) أو 25٪ (250 ميكرولتر)).
  4. ضع التحكم في السيارة أو أنابيب الطرد المركزي الدقيقة ذات الرائحة في وضع مستقيم داخل حاوية Glasslock محكمة الغلق سعة 3700 مل. باستخدام الشريط اللاصق ، قم بتثبيت الأنابيب بإحكام في وسط غرف الرائحة مع قوارير ذبابة الفاكهة (الشكل 1 ب).
  5. ضع التحكم في السيارة المختومة وغرف الرائحة EB التي تحتوي على قوارير الشرانق ذبابة الفاكهة المرحلية في حاضنة مرطبة (70٪) يتم التحكم في درجة حرارتها (25 درجة مئوية) في دورة ضوء / مظلمة لمدة 12 ساعة / 12 ساعة.
  6. قم بإزالة الذباب المغلق حديثا بعد 4 ساعات من التعرض لغرفة الرائحة وانقل بسرعة 20-25 ذبابة إلى قوارير ذبابة الفاكهة الطازجة في غرف ذات رائحة طازجة (الشكل 1 أ ، ب). تخلص من الشرانق غير المغلقة.
  7. احتفظ بالذباب في غرف الرائحة المختومة في الحاضنات لمدة 24 ساعة. للحصول على جرعات أطول من الرائحة ، انقل الذباب بسرعة إلى قوارير ذبابة الفاكهة الجديدة في غرف الرائحة الطازجة كل 24 ساعة.
  8. تخدير الذباب الذي تم تطويره عن طريق غمره في طبق يحتوي على 70٪ من الإيثانول لمدة 1 دقيقة استعدادا لتشريح الدماغ الفوري ومعالجة الكيمياء المناعية.

2. تشريح الدماغ

  1. ضع علامة على القوارير كعنصر تحكم في السيارة (زيت معدني 100٪ فقط) أو EB مكشوف (٪ EB) عن طريق وضع العلامات والحفاظ على هذه التسميات طوال مدة تشريح الدماغ والمعالجة اللاحقة. معالجة 10-20 لكل حالة وراثية / رائحة.
  2. باستخدام الملقط ، انقل ذبابة مخدرة واحدة إلى طبق صغير من محلول ملحي مخزن بالفوسفات طازج (PBS)13. اغمر الذبابة في برنامج تلفزيوني واستمر في تشريح الدماغ بالكامل مع غمر الذبابة بالكامل.
  3. باستخدام ملقط شحذ ناعم (# 5) في كلتا يديه ، ضع الجانب البطني للذبابة لأعلى وأمسك الصدر العلوي بملقط واحد والرأس تحت خرطوم بالملقط الآخر. احرص على عدم اختراق الدماغ.
  4. قم بإزالة الرأس من بقية الجسم عن طريق السحب برفق في اتجاهين متعاكسين بكلتا يديه. يجب أن ينفصل الرأس بسهولة عن الصدر ؛ اترك الرأس المعزول للتشريح (الشكل 1C).
  5. حرك الملقط المستخدم سابقا للإمساك بالصدر أسفل الجانب الآخر من خرطوم. ابدأ في سحب بشرة الهيكل الخارجي برفق في اتجاهين متعاكسين بحيث تمزق بين العينين لتكشف عن الدماغ.
  6. عند السحب ، قد تنفصل الفصوص البصرية للدماغ مع الهيكل الخارجي. لمنع ذلك ، استخدم سحبا بطيئا وثابتا بالملقطين أثناء إزالة بشرة الهيكل الخارجي (الشكل 1 ج ، المنتصف).
  7. استمر في إزالة بشرة الهيكل الخارجي من الرأس. تأكد من إزالة جميع أجزاء الهيكل الخارجي. قم بإزالة أي أنسجة متصلة بالدماغ ، بما في ذلك الجسم الدهني وأي قصبة هوائية بارزة.
  8. لمنع الالتصاق ، اشطف طرف ماصة P20 باستخدام PBS + 0.2٪ Triton-X 100 (PBST). مباشرة بعد التشريح ، انقل الأدمغة إلى محلول التثبيت (4٪ بارافورمالدهيد (PFA) + 4٪ سكروز) في أنبوب مغطى (الشكل 1C ، D).

3. الكيمياء المناعية للدماغ

  1. إصلاح الدماغ لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة (RT) مع الدوران من طرف إلى طرف. مع الحفاظ على الأدمغة في الأنبوب ، قم بإيقاف تشغيل الماصة والتخلص بشكل صحيح من المثبت الخطير. اغسل الأدمغة الثابتة بسرعة 3x باستخدام PBS (الشكل 1 د).
  2. غالبا ما يمكن العثور على الأدمغة عالقة في غطاء الأنابيب بعد الدوران. لمنع الفقدان العرضي للأدمغة ، وهو خطر دائم في جميع عمليات النقل ، استخدم مجهر تشريح أثناء سحب السوائل.
  3. استعدادا لوضع العلامات على الأجسام المضادة ، قم بحظر الأدمغة الثابتة لمدة 1 ساعة في RT في PBST + 1٪ ألبومين مصل البقر (BSA) + 0.5٪ مصل الماعز الطبيعي (NGS) مع دوران ثابت من طرف إلى طرف (الشكل 1 د).
  4. قم بإزالة الكتلة واحتضان الأدمغة بالجسم المضاد الأساسي المحدد المخفف بشكل مناسب في PBST + 0.2٪ BSA + 0.1٪ NGS. احتضان الأدمغة طوال الليل (14-16 ساعة) عند 4 درجات مئوية مع دوران مستمر.
    ملاحظة: مثال على الأجسام المضادة المستخدمة: الفئران المضادة ل CadN (التخفيف 1:50) 14 لتسمية الكبيبات المشبكية والدجاج المضاد ل GFP (1: 1000) 8 لتسمية Or42a-mCD8::GFP (الشكل 1D).
  5. ماصة من الجسم المضاد الأساسي. اغسل الأدمغة 3 مرات لمدة 20 دقيقة لكل منها باستخدام PBST. احتضان الأدمغة بالأجسام المضادة الثانوية المخففة في PBST مع 0.2٪ BSA + 0.1٪ NGS لمدة ساعتين في RT مع دوران مستمر.
    ملاحظة: بدلا من ذلك ، احتضان الأدمغة طوال الليل (14-16 ساعة) عند 4 درجات مئوية. تمييع الأجسام المضادة في PBST مع 0.2 ٪ BSA + 0.1 ٪ NGS ؛ الأجسام المضادة الثانوية المستخدمة هنا: 488 الماعز المضادة للدجاج (1: 250) و 546 الماعز المضادة للفئران (1: 250).
  6. ماصة من الأجسام المضادة الثانوية. اغسل الأدمغة 3 مرات لمدة 20 دقيقة لكل منها باستخدام PBST. انتهي بغسل الأدمغة لمدة 20 دقيقة باستخدام برنامج تلفزيوني (الشكل 1 د).
  7. قم بإعداد شرائح المجهر الزجاجي (75 مم × 25 مم) عن طريق إضافة شريطين رفيعين من الشريط اللاصق على الوجهين إلى الشريحة ~ 25 مم بعيدا عن بعضهما البعض. هذا يوفر فاصل لتجنب سحق الأدمغة.
  8. ماصة ~ 10-15 ميكرولتر من وسط التركيب بين شريطين من الشريط لتركيب الأدمغة. باستخدام طرف ماصة P20 الذي تم شطفه مسبقا باستخدام PBST ، انقل الأدمغة المصنفة إلى شريحة المجهر (الشكل 1E).
  9. بمجرد نقل الأدمغة ، استخدم فرشاة رسم دقيقة لمواءمتها ، مع التأكد من أن فصوص الهوائي متجهة لأعلى. ابحث عن الجانب الذي يحتوي على سنام مقوس ، والذي سيحتوي على فصوص الهوائي.
  10. بمجرد توجيه الأدمغة بشكل صحيح ، قم بتغطيتها بغطاء زجاجي (رقم 1.5H) ، مع التأكد من أن غطاء الغطاء آمن على الشريط. بعد ذلك ، املأ جوانب غطاء الغطاء بوسيط تثبيت إضافي (الشكل 1E).
  11. أغلق حواف الغطاء بطلاء أظافر شفاف. اترك الشريحة تجف تماما ، ثم قم بتخزينها في الثلاجة للتصوير اللاحق.

4. التصوير البؤري

  1. أعمى جميع شرائح الدماغ إلى كل من النمط الجيني وظروف التجربة قبل التصوير عن طريق وضع علامة على الشريحة بملصق مشفر لفك تشفيرها لاحقا.
  2. استخدم مجهرا متحد البؤر للمسح بالليزر بهدف غمر الزيت 63x. نستخدم مجهر Zeiss 510 META في جميع الصور المعروضة هنا (الشكل 1F).
  3. استخدام خطوط الليزر المناسبة للفلوروفورات المستخدمة. هنا ، استخدم ليزر Argon 488 و HeNe 543 للكبيبات المشبكية لفص الهوائي وتصوير الخلايا العصبية الحسية الشمية Or42a (الشكل 2).
  4. حدد الكسب الأمثل والإزاحة لكلتا القناتين ، مع الحفاظ على الكسب لكلتا القناتين <750 وإزاحة ≈0. يتم ذلك للتأكد من أن الإشارة إلى الضوضاء هي الأمثل مع الحد من الخلفية.
  5. تصوير الموضع في مركز الدماغ. عند التصوير ، تتواجد كبيبات VM7 بالقرب من الفتحة المتبقية في منتصف الدماغ بعد إزالة المريء أثناء التشريح (الشكل 2 أ).
    ملاحظة: ستكون كبيبات VM7 دائما قريبة من فتحة المريء. ومع ذلك ، يختلف الموقع والحجم الدقيق قليلا بناء على تشريح الدماغ والاختلافات المتزايدة ، لذا ضع ذلك في الاعتبار عند التصوير.
  6. حدد دقة التصوير وسمك الشريحة البصرية. هنا ، يتم استخدام دقة 1024 × 1024 بسمك شريحة Z-stack يبلغ 0.37 ميكرومتر.
  7. خذ إسقاط Z-stack متحد البؤر بالكامل من خلال فص الهوائي ، مما يضمن التقاط التعصيب الكامل للخلايا العصبية Or42a لكبيبات VM7.

5. قياسات متشابكة

  1. قم بتحميل الصورة ذات النمط الجيني / الحالة العمياء في فيجي (1.54f). قم بتقسيم قنوات خط الليزر بالنقر فوق صورة > اللون > تقسيم القنوات.
  2. في القناة الحسية الشمية Or42a ، حدد الشرائح التي تحتوي على تعصيب Or42a عن طريق التمرير عبر كامل مكدس Z ، وتحديد مكان بدء التألق وانتهائه.
  3. قم بإنشاء إسقاط شرائح المجموع بما في ذلك الشرائح التي تحتوي على تعصيب الخلايا العصبية Or42a فقط بالنقر فوق Image > Stacks > Z Project > Sum Slices وإدخال النطاق المطلوب.
  4. في فيجي ، انقر فوق أداة Lasso في الشريط العلوي لتتبع الخطوط العريضة لتعصيب الخلايا العصبية Or42a في كبيبة VM7 ، ومعالجة كل كبيبة جانب دماغي بشكل مستقل (الشكل 3).
  5. اضرب المحيط في عدد شرائح Z-stack وسمك كل شريحة للحصول على حجم تعصيب الكبيبة المشبكية VM7. لتحديد رقم المشبك ، يمكن استخدام أداة البحث عن الحد الأقصى جنبا إلى جنب مع ماكرو مكدسات البحث الأقصى لحساب نقاط المشبك في المنطقة المحددة 8,15.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يوضح الشكل 1 سير العمل للتعرض لرائحة الفترة الحرجة المعتمدة على الخبرة الشمية وطرق تصوير الدماغ. يبدأ البروتوكول بمطابقة عمر الشرانق الداكنة للفراات مباشرة قبل الانسداد (الشكل 1 أ). يتم وضع الشرانق في غرف الرائحة لمدة 4 ساعات ، ثم يتم قلب ا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

يمكن استخدام بروتوكول التعرض للرائحة وتصوير الدماغ المقدم هنا للحث بشكل موثوق وقياس تقليم الكبيبات المشبكية للخلايا العصبية الحسية الشمية المعتمدة على الخبرة خلال فترة حرجة في وقت مبكر من الحياة. بدأت الدراسات السابقة التي تستخدم نموذج العلاج هذا لاستكشاف إعادة تشكيل...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

Acknowledgements

نشكر أعضاء Broadie Lab الآخرين على مدخلاتهم القيمة. تم إنشاء الأرقام باستخدام BioRender.com. تم دعم هذا العمل من خلال منح المعهد الوطني للصحة MH084989 و NS131557 إلى K.B.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
For Odor Exposure
Drosophila vialsGenesee Scientific32-110
Ethyl butyrateSigma AldrichE15701
Microcentrifuge tubes Fisher Scientific 05-408-129
Mineral oilSigma AldrichM3516
Odor chambersGlasslock
Paint brushesWinsor & NewtonSeries 233
ParafilmThermofisherS37440
Wire meshScienceware378460000
Brain Dissection
Ethanol, 190 proofDecon Labs2801Diluted to 70%
ForcepsFine Science Tools11251-30Dumont #5
Paraformaldehyde Electron Microscope Sciences157-8Diluted to 4%
Petri dishesFisher Scientific 08-757-100B
Phosphate-buffered salineThermo Fisher Scientific70011-044Diluted to 1x
SucroseFisher Scientific BP220-1
SylgardElectron Microscope Sciences24236-10
Triton-X 100Fisher Scientific BP151-100
Brain Immunocytochemistry
488 goat anti-chickenInvitrogenA11039
546 goat anti-ratInvitrogenA11081
Bovine serum albumin Sigma AldrichA9647
Chicken anti-GFPAbcam13970
CoverslipsAvantor48366-06725 x 25 mm
Double-sided tapeScotch34-8724-5228-8
Fluoromount-G Electron Microscope Sciences17984-25
Microscope slidesFisher Scientific12-544-275 x 25 mm
Nail polishSally Hansen109Xtreme Wear, Invisible
Normal goat serumSigma AldrichG9023
Rat anti-CadNDevelopmental Studies Hybridoma BankAB_528121
Confocal/Analysis
Any computer/laptop
Confocal microscopeCarl ZeissZeiss 510 META 
Fiji softwareFijiVersion 2.14.0/1.54f

References

  1. English, S., Barreaux, A. M. The evolution of sensitive periods in development: insights from insects. Curr Opinion Behav Sci. 36, 71-78 (2020).
  2. Fabian, B., Sachse, S. Experience-dependent plasticity in the olfactory system of Drosophila melanogaster and other insects. Fron Cell Neurosci. 17, 1130091(2023).
  3. Devaud, J. M., Acebes, A., Ferrús, A. Odor exposure causes central adaptation and morphological changes in selected olfactory glomeruli in Drosophila. J Neurosci. 21 (16), 6274-6282 (2001).
  4. Devaud, J. M., Acebes, A., Ramaswami, M., Ferrús, A. Structural and functional changes in the olfactory pathway of adult Drosophila take place at a critical age. J Neurobiol. 56 (1), 13-23 (2003).
  5. Sachse, S., et al. Activity-dependent plasticity in an olfactory circuit. Neuron. 56 (5), 838-850 (2007).
  6. Das, S., et al. Plasticity of local GABAergic interneurons drives olfactory habituation. Pro Natl Acad Sci U S A. 108 (36), E646-E654 (2011).
  7. Kidd, S., Struhl, G., Lieber, T. Notch is required in adult Drosophila sensory neurons for morphological and functional plasticity of the olfactory circuit. PLoS Genet. 11 (5), e1005244(2015).
  8. Golovin, R. M., Vest, J., Vita, D. J., Broadie, K. Activity-dependent remodeling of Drosophila olfactory sensory neuron brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 39 (16), 2995-3012 (2019).
  9. Golovin, R. M., Vest, J., Broadie, K. Neuron-specific FMRP roles in experience-dependent remodeling of olfactory brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 41 (6), 1218-1241 (2021).
  10. Chodankar, A., Sadanandappa, M. K., Raghavan, K. V., Ramaswami, M. Glomerulus-selective regulation of a critical period for interneuron plasticity in the drosophila antennal lobe. J Neurosci. 40 (29), 5549-5560 (2020).
  11. Stephan, D., et al. Drosophila Psidin regulates olfactory neuron number and axon targeting through two distinct molecular mechanisms. J Neurosci. 32 (46), 16080(2012).
  12. Doll, C. A., Broadie, K. Activity-dependent FMRP requirements in development of the neural circuitry of learning and memory. Development. 142 (7), 1346-1356 (2015).
  13. Tito, A. J., Cheema, S., Jiang, M., Zhang, S. A simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult Drosophila brains. J Vis Exp. (118), e55128(2016).
  14. Okumura, M., Kato, T., Miura, M., Chihara, T. Hierarchical axon targeting of Drosophila olfactory receptor neurons specified by the proneural transcription factors Atonal and Amos. Genes to Cells. 21 (1), 53-64 (2016).
  15. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  16. Vita, D. J., Meier, C. J., Broadie, K. Neuronal fragile X mental retardation protein activates glial insulin receptor mediated PDF-Tri neuron developmental clearance. Nat Comm. 12 (1), 1160(2021).
  17. Gugel, Z. V., Maurais, E. G., Hong, E. J. Chronic exposure to odors at naturally occurring concentrations triggers limited plasticity in early stages of Drosophila olfactory processing. eLife. 12, 85443(2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Or42a

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved