Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول تطبيق التقنية الجراحية المستخدمة لنقل أجنة الخنازير المستنسخة عن طريق شق البطن في المذهب.

Abstract

يهدف هذا البروتوكول إلى إظهار التقنية الجراحية لنقل أجنة الخنازير المستنسخة إلى قناة البيض ، وهي طريقة تستخدم على نطاق واسع في إنتاج الخنازير المعدلة وراثيا للأبحاث الطبية الحيوية. خضعت تسعة ذهبيات للتزامن الهرموني وبضع البطن لنقل الأجنة المستنسخة الناتجة عن النقل النووي للخلايا الجسدية (SCNT) في مراحل تصل إلى 4 خلايا في اليوم 2 إلى قناة البيض. تم إجراء تشخيص الحمل عن طريق الفحص بالموجات فوق الصوتية بعد 30 يوما من جراحة النقل. أظهرت ستة من أصل تسعة مذهبات تم تشغيلها علامات الحمل في الفحص بالموجات فوق الصوتية. ومع ذلك ، نظرا لعدم وجود تقدم في نمو الجنين كما تم تقييمه بواسطة تخطيط صدى الشر ، فقد خضعت الذهبية للتشريح في 60 يوما لجمع المواد البيولوجية وتقييم الجهاز التناسلي. لوحظت التصاقات في قرون الرحم والمبيض وقنوات البيض. من تجويف الرحم لاثنين من الذهبات الرحيم ، تم الحصول على واحد وأربعة هياكل جنينية تتراوح أعمار الحمل بين 12 إلى 20 يوما. على الرغم من عدم وجود خنازير حية ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى انخفاض معدل الكفاءة لنقل أجنة الخنازير المستنسخة ، والذي يتأثر بعوامل مختلفة ، بما في ذلك عدد ونوعية الأجنة المنقولة ، أثبتت التقنية الجراحية المقدمة أنها سريعة وآمنة.

Introduction

تعتبر الخنازير نموذجا تجريبيا ممتازا للأبحاث الطبية الحيوية نظرا لأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية والوراثية مع البشر1. غالبا ما تم استخدام هذه في الأبحاث المتعلقة بزرع الأعضاء ، بهدف إنتاج أعضاء أو خلايا أو أنسجة تعزز انخفاض خطر الرفض عند زرعها في البشر. تهدف أبحاث زراعة الأعضاء إلى زيادة إمدادات الأعضاء لزراعة الأعضاء البشرية ، وبالتالي تقليل قائمة انتظار المرضى2.

يتضمن إنتاج الخنازير لزرع الأعضاء عدة خطوات ، بما في ذلك إنتاج المستنسخة من خلايا الخنازير المعدلة وراثيا. بعد الإنتاج المختبري للأجنة المستنسخة المعدلة وراثيا ، يتم نقل الأجنة إلى الجهاز التناسلي للبذر بدورة شبقية متزامنة لإعداد فسيولوجيا الرحم لاستقبال وحمل المفهوم الجديد3.

يمكن إجراء نقل الأجنة في الخنازير بطرق غير جراحية أوغازية 4. من بين الطرق غير الغازية النقل عبر عنق الرحم ، والذي لا يتطلب أي تدخل جراحي. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة تقتصر على نقل الأجنة في مراحل التطور اللاحقة (أي مراحل المورولا أو الكيسة الأريمية) ولا تسمح بالتحديد الدقيق لموقع إدخال القسطرة أو ترسب الجنين5. يعتبر تنظير البطن وبضع البطن طرقا غازية لنقل الأجنة. تنظير البطن أقل توغلا ولكنه يتطلب معدات محددة ومكلفة ، وتختلف كفاءته بشكل كبير (من أقل من 20٪ إلى أكثر من 80٪) بسبب عوامل مختلفة مثل صعوبة التلاعب بالهياكل التناسلية ونوع القسطرة المستخدمة4،6. لذلك ، لا يزال النقل عن طريق تنظير البطن أقل كفاءة مقارنة بطرق النقل الجراحي عن طريق شقالبطن 4.

جراحة نقل الأجنة في البذار عن طريق شق البطن هي إجراء بسيط وسريع نسبيا ، وعادة ما يستغرق حوالي 30 دقيقة. ومع ذلك ، يجب إجراؤه في مركز جراحي مجهز بجهاز تخدير استنشاق وفريق متخصص. بالنسبة لسلالات الخنازير التجارية (مثل Landrace أو Large White أو تهجينها) ، فإن المعدات الخاصة مثل الرافعات لرفع المذهب وطاولة جراحية عريضة ومتينة ضرورية بسبب الوزن الكبير للحيوانات (حوالي 130-150 كجم).

لكي تنجح الجراحة ، يجب تقييم الأجنة لمرحلة تطورها مسبقا. يوصى بنقل الأجنة المكونة من 4 خلايا إلى أنبوب الرحم. يجب نقل الأجنة في مراحل تتجاوز 4 خلايا ، مثل المورولا والكيسات الأريمية ، إلى قرن الرحم7،8.

على الرغم من أن المجموعات البحثية في جميع أنحاء العالم تقوم بإنتاج أجنة الخنازير المستنسخة المعدلة وراثيا ونقلها الجراحي ، إلا أنه لا توجد حتى الآن بروتوكولات محددة جيدا توضح هذا الإجراء من خلال مقاطع الفيديو. هذا النهج ضروري لنجاح الحمل ، حيث تتطلب التقنية ترسب دقيق للأجنة في الموقع الدقيق لقناة البيض ، بما في ذلك توطين أوستيوم البوق وإدخال الماصة التي تحتوي على الأجنة. يمكن فهم هذه التقنية بشكل أفضل من خلال مقاطع الفيديو التوضيحية للإجراء بأكمله. لذلك ، تهدف هذه المقالة إلى توضيح جراحة شق البطن لنقل الأجنة المستنسخة إلى قناة البيض المذهبة ، وهو شرط أساسي أساسي للإنتاج المستقبلي للخنازير المعدلة وراثيا لاستخدامها في زرع الأعضاء أو أغراض أخرى ذات صلة.

Protocol

تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات حول استخدام في البحوث التابعة لكلية الطب البيطري وعلوم بجامعة ساو باولو, البروتوكول رقم 6088030523. تم استخدام تسعة مذهبات عمرها سبعة أشهر من تربية الخنازير نواة Água Branca ، الواقعة في مدينة إيتو ، ولاية ساو باولو ، البرازيل ، مباشرة بعد الكشف الثاني عن الشبق9. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير

  1. قم بصيام لمدة 12 ساعة وتقييد وصول المياه لمدة 4 ساعات قبل العملية الجراحية.
  2. باستخدام إبرة 40 مم × 12 مم، اسحب 10 ملغم/كغ من الكيتامين و0.2 ملغم/كغ من الميدازولام في نفس المحقنة سعة 50 مل. قم بتوصيل المحقنة بمجموعة الإعطاء الوريدي لتسهيل إعطاء الدواء ، والحفاظ على مسافة آمنة من والسماح له بالتحرك بحرية.
  3. يتناول دواء ما قبل التخدير عن طريق الحقن العضلي في العضلة شبه المنحرفة الذيلية لقناة الأذن الخارجية.
  4. قم بتقنية الوريد الأذني بقسطرة 20 جم وقم بتوصيله بمجموعة إعطاء ماكروب للتنقيط للعلاج بالسوائل أثناء الجراحة بمحلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ بمعدل 10 مل / كجم / ساعة.
  5. تحفيز التخدير ب 4 مجم / كجم من البروبوفول عن طريق الوريد (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  6. قم بإجراء تنبيب أوروتراكيل للحيوان باستخدام منظار الحنجرة وأنبوب أوروتراكيل مقاس 9 مع صفعة10.
  7. الحفاظ على التخدير مع استنشاق الأيزوفلوران من 1.5٪ إلى 2٪. بالإضافة إلى ذلك ، مراقبة التخدير من خلال تقييم المعلمات الفسيولوجية مثل معدل ضربات القلب ، والذي يجب الحفاظ عليه بين 100 و 120 نبضة في الدقيقة ، وتشبع الأكسجين ، والذي يجب أن يظل بين 99٪ و 100٪ ، واسترخاء العضلات ، وغياب الحركة ، وتقييم ردود الفعل.
    ملاحظة: يجب أيضا مراقبة درجة حرارة الجسم والتحكم فيها ، وتبقى بين 37.5-38.5 درجة مئوية. عند الضرورة ، بالإضافة إلى الأيزوفلوران ، يمكن استخدام البروبوفول للحفاظ على التحكم في المعلمات. يجب إعطاء هيدروكلوريد الفنتانيل كمسكن بجرعة 0.02 مجم / كجم كل 20 دقيقة. يجب تسجيل جميع المعلمات كل 5 دقائق.
  8. يجب تطبيق تسكين حول الجراحة بجرعة واحدة قدرها 0.002 ملغ/كغ من الفنتانيل عن طريق الوريد و4 ملغ/كغ من الترامادول هيدروكلوريد في العضل في العضلة الألوية أو شبه المنحرفة.
  9. ضع أقطاب قلبية على المنطقة الصدرية لمراقبة معدل ضربات القلب أثناء الجراحة. سجل معدل ضربات القلب ودرجة حرارة المستقيم وتشبع الأكسجين كل 5 دقائق.

2. الإجراء الجراحي

  1. ضع المذهب على الطاولة الجراحية في الاستلقاء الظهري.
  2. قم بتغطية أرجل بالقفازات الإجرائية لتقليل تلوث المجال الجراحي.
  3. قم بإجراء إزالة شعر البطن الذيلي البطني بين الزوج قبل الأخير من الغدد الثديية باستخدام مقص جراحي.
  4. قم بإجراء تعقيم الجلد قبل الجراحة باستخدام فرشاة مطهرة مشربة بالكلورهيكسيدين ، وقم بحركات دائرية من منطقة الندبة السرية إلى آخر زوج من الغدد الثديية. قم بإزالة الكلورهيكسيدين بضغط نظيف ومبلل.
  5. تأكد من قيام الجراح والمساعد بإجراء التعقيم الجراحي وارتداء العباءات الجراحية والقفازات الجراحية المعقمة للجراحة.
    ملاحظة: يجب تحضير للجراحة في منطقة تحضير منفصلة عن موقع الجراحة.
  6. قم بإعداد الطاولة الجراحية بالأدوات المناسبة والمعقمة مسبقا المدرجة في جدول المواد.
  7. إجراء التعقيم الميداني الجراحي النهائي باستخدام شاش معقم ومطهر الكلورهيكسيدين ، وتنظيف المنطقة بنمط عظم السمكة ، بدءا من موقع الشق وتمدد جانبيا.
  8. كرر هذا الإجراء ثلاث مرات مع مطهر الكلورهيكسيدين ، ثم كرر الإجراء باستخدام الكلورهيكسيدين الكحولي.
  9. قم بتغطية بالكامل بستارة جراحية معقمة ، وباستخدام المقص ، قم بإنشاء فتحة مستطيلة في الستارة الجراحية ، حوالي 10 × 20 سم مربع ، إذا لم يتم تزيين الستارة.
  10. ضع الستارة الجراحية فوق الزوج قبل الأخير من الغدد الثديية الأربية. ضع 4 مشابك Backhaus لتثبيت الستارة الجراحية على جلد.
  11. شق الجلد بمشرط ، مما يؤدي إلى شق يبلغ طوله حوالي 10 سم.
  12. تحقيق إرقاء الأوعية تحت الجلد باستخدام ملقط مرقئ و / أو خياطة قابلة للامتصاص بحجم 2.
  13. قم بتشريح الأنسجة تحت الجلد بالأصابع أو بمساعدة مقص مدبب رفيع ، وتعميق الشق للوصول إلى الخط في عضلات البطن.
    ملاحظة: ملامسة خط الوسط من البطن لتشعر linea alba كمنطقة أكثر صلابة وليفية; لاحظ انفصال عضلات البطن المستقيمة ولاحظ التغيير في تناسق الأنسجة أثناء التشريح لتحديد الخط المستقيم بدقة 11.
  14. باستخدام ملقط أليس ، أمسك العضلات وارفعها لعمل شق طعنة في الخط ألبا بمشرط.
  15. أدخل السبابة في الشق لتقييم وجود الالتصاقات. قم بتمديد الشق فوق الخط الذريلي والقحفي باستخدام مقص حاد / حاد أو ناعم / حاد بعناية لتجنب إصابة الأعضاء الأخرى والهياكل الأساسية.
  16. قم بعمل شق بطول كاف بحيث يمكن إدخال يد واحدة للجراح في تجويف البطن لتحديد موقع قرون الرحم و / أو المبيضين وإخراجهما من الخارج. يمكن استخدام ضام Gosset لتسهيل الدخول إلى تجويف البطن وخياطة العضلات في طبقة واحدة في نهاية الإجراء.
  17. إذا كانت إحدى قرون الرحم موجودة قبل المبايض ، فاتبعها برفق حتى تصل إلى طرف قرن الرحم والمبيض المماثل. خلال هذا الإجراء ، قم بتقييم وجود السوائل داخل الرحم ، مما قد يضر بالحمل.
  18. بعد تحديد موقع المبيض ، اسحبه برفق وقم بفضحه بعناية. تقييم وجود بصيلات ما قبل الإباضة ، والجسم الصفراء النزفي ، والجسم الأصفر الدوري ، والجسم الأبيض لتقييم ما إذا كان تزامن المذهب كما هو متوقع.
  19. قم بإزالة fimbriae من أنبوب الرحم الذي يغطي المبيض برفق ، وقم بإزالة الغشاء المخاطي ، وحدد موقع أوستيوم أنبوب الرحم.
    ملاحظة: إذا وجد الجراح صعوبة في تحديد فاستيوم فيمبريا ، فيمكن عمل جيب على أمبولة قناة البيض بإبرة خياطة مستديرة الجسم ، وتجنب ثقب الأوعية الدموية ، لإدخال قسطرة تومكات التي تحتوي على الأجنة.
  20. أدخل قسطرة Tomcat التي تحتوي على الأجنة بعناية في أوستيوم fimbriae حتى تصل إلى منطقة الأمبولة في أنبوب الرحم.
  21. قم بتوصيل حقنة سعة 1 مل بقسطرة Tomcat لدفع السائل المحتوي على الجنين إلى أنبوب الرحم. غطي المبيض بالفيمبريا وأعيديه إلى تجويف البطن.
  22. حدد موقع قرن الرحم المقابل والمبيض وكرر الخطوات 2.17-2.21.
  23. أعد وضع الهياكل داخل تجويف البطن وأضف 1 لتر من المحلول الملحي أو محلول اللاكتات من رينجر الدافئ (39 درجة مئوية) لمنع الالتصاقات قبل البدء في البطن البسيط.
  24. خياطة عضلات البطن مع خياطة قابلة للامتصاص حجم 2 في غرز "X" (سلطان) مقطعة.
  25. قم بتقريب الأنسجة تحت الجلد باستخدام خياطة مرتبة مستمرة باستخدام خياطة قابلة للامتصاص مقاس 2.
  26. أغلق الجلد بخياطة نايلون مقاس 2 في غرز بسيطة متقطعة أو دبابيس جراحية أو لاصق إيثيل سيانواكريلات. في هذا الإجراء ، اخترنا استخدام المادة اللاصقة.
  27. نظف الجرح الجراحي بشاش مبلل ببيروكسيد الهيدروجين وجففه بضغط لتعزيز تثبيت المادة اللاصقة الجراحية على الجرح الجراحي. ضع ريفاميسين أو مرهم بيرسون ، وقم بتغطيته بالشاش ، وأخيرا ضع مادة لاصقة جراحية.
    ملاحظة: يجب أن يظل الجرح مغلقا بضمادة لمدة 5 أيام.

3. رعاية ما بعد الجراحة

  1. قم بتقييم بحثا عن علامات الألم السريري المميز لمدة 3 أيام متتالية على الأقل ، وفقا للمقياس الذي اقترحه Luna et al.12.
    ملاحظة: يعتمد هذا المقياس على السلوكيات المختلفة التي تظهرها الخنازير عند التعرض لمستويات مختلفة من الألم ، مثل الموقف والتفاعل والاهتمام بالبيئة والنشاط والشهية والاهتمام بالمنطقة المصابة. تتراوح النتيجة من 0 إلى 3 ، اعتمادا على نوع السلوك المعروض ، لكل معلمة تم تقييمها. في نهاية التقييم ، يعكس مجموع جميع الدرجات شدة الألم الذي يعاني منه ، حيث لا يمثل 0 أي ألم ، و 18 يمثل ألما شديداجدا 12.
  2. يجب تطبيق جرعة واحدة من 15 ملغ/كغ من أموكسيسيلين و0.4 ملغ/كغ من ميلوكسيكام 2٪ كلاهما في العضل (في عضلة الألوية أو العضلة العنقية) مرة واحدة يوميا لمدة 3 أيام كرعاية ما بعد الجراحة للوقاية من الألم والعمليات الالتهابية والعدوى.
    ملاحظة: إذا كانت درجة الألم تساوي أو تزيد عن 6 على مقياس الألم المستخدم (الدرجة من 0 إلى 18) ، فقم بإعطاء 5,000 مجم / من ديبيرون الصوديوم في العضل (في عضلة الألوية أو عنق الرحم) مرة واحدة يوميا بالإضافة إلى مضاد الالتهابات والمضاد الحيوي. بدلا من ذلك ، قم بإجراء التسكين كما هو موضح في إرشادات IACUC المحلية.
  3. في اليوم السادس بعد الجراحة ، قم بإزالة المادة اللاصقة الجراحية لتنظيف الجروح بشاش مبلل بمحلول الكلورهيكسيدين الكحولي بنسبة 2٪ وقم بتطبيق مرهم بيرسون الموضعي حتى اليوم العاشر ، عندما يوصى بإزالة الخيط أو إزالة الدبابيس الجراحية ، إذا تم استخدامها.

4. تشخيص الحمل بالموجات فوق الصوتية للحمل

  1. إجراء تقييم بالموجات فوق الصوتية للحمل عبر البطن باستخدام جهاز الموجات فوق الصوتية (نطاق التردد 4.5 إلى 8.5 ميجاهرتز) بعد 30 يوما من جراحة نقل الأجنة.
  2. ضع جل الموجات فوق الصوتية على المسبار وضعه بالقرب من منطقة البطن الأربية ، في مواجهة وسطي.
    ملاحظة: يشير تصور الحويصلات الجنينية عديمة الصدى المستديرة ، بسبب السوائل في تجويف الرحم ، إلى الحمل. يشير عدم تصور السائل داخل الرحم ، أو وجود سائل داخل الرحم دون تحديد الحويصلات الجنينية ، إلى غياب الحمل.

5. القتل الرحيم للحيوانات

ملاحظة: القتل الرحيم للذهب الذي لم يظهر أجنة ذات حجم ومظهر يتوافق مع عمر الحمل في فحص الموجات فوق الصوتية.

  1. باستخدام إبرة 40 مم × 12 مم ، يتم سحب 15 مجم / كجم من الكيتامين و 2 مجم / كجم من الميدازولام في نفس المحقنة سعة 50 مل المرفقة بمجموعة الإعطاء الوريدي ، وإعطاء الحقن العضلي في العضلة شبه المنحرفة في منطقة عنق الرحم الذيلية لقناة الأذن الخارجية ، كدواء مخدر.
  2. قم بتحريض الوريد الأذني بقسطرة 20 جم وتحفيز التخدير ب 4 ملغم / كجم من البروبوفول عن طريق الوريد في بلعة حتى يحدث بطء القلب (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  3. بعد ذلك، يتم إعطاء 10 إلى 20 مل من كلوريد البوتاسيوم 19.1٪ عن طريق الوريد. تأكد من السكتة القلبية الرئوية من خلال ملاحظة غياب حركات الجهاز التنفسي ، وشحوب الأغشية المخاطية ، وفقدان منعكس القرنية ، وغياب ضربات القلب عن طريق وضع سماعة الطبيب فوق منطقة القلب.
  4. اجمع أي نوع من المحتوى داخل الرحم (الأنسجة الجنينية أو السائلة أو الإفرازات المخاطية) من الإناث التي تم تشريحها13 وقم بإرسالها للتحليل الميكروبيولوجي للكشف عن مسببات الأمراض المحتملة وأيضا لتوصيف النمط الجيني للنسخ (إذا لزم الأمر). تحقق بصريا من وجود أو عدم وجود الجسم الأصفر ، وتكيسات المبيض ، والإفرازات غير الطبيعية ، وحدوث التصاقات في الرحم والمبيض وقنواتالبيض 14.

النتائج

تهدف هذه المقالة إلى توضيح جراحة شق البطن لنقل الأجنة المستنسخة إلى قناة البيض المذهبة. بقيت جميع في مستوى تخدير مناسب ، دون أي حوادث أو مضاعفات أثناء الجراحة أثناء التعافي من التخدير. استغرق الذهب ، في المتوسط ، 2-3 ساعات للوقوف بعد انتهاء الجراحة.

استمرت ج...

Discussion

تم إجراء الطريقة الجراحية الموصوفة سابقا من قبل مجموعات بحثية أخرى تعمل على إنتاج الخنازير المستنسخة أو الخنازير المستنسخة المعدلة وراثيا ، مع تقارير عن الولادات بعد تنفيذ هذه التقنية15،16،17،18،

Disclosures

لا يكشف أي من المؤلفين عن أي تضارب في المصالح

Acknowledgements

نود أن نشكر مستشفى الخيول البيطري والمستشفى البيطري للحيوانات المجترة التابع لكلية الطب البيطري ، جامعة ساو باولو (FMVZ / USP) ، ساو باولو ، البرازيل ، FAPESP (منحة 2022 / 11459-3 ، مؤسسة ساو باولو للأبحاث) ، EMS Pharma ، CNPq (منحة 405254 / 2022-9) ، و Água Branca لتربية الخنازير ، إيتو ، ساو باولو ، البرازيل.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.25 mL strawgeneric-Surgical material
1 mL syringeDescarpack341001Surgical material
10 mL syringeDescarpack324601Surgical material
20 mL syringeDescarpack324801Surgical material
3 mL syringeDescarpack324201Surgical material
5 mL syringeDescarpack324401Surgical material
60 mL syringeDescarpack323201Surgical material
9 mm endotracheal tubeRusch112482-000090Surgical material
Allis forcepsgeneric-Surgical instrument
Amox LAJA Saúde AnimalMAPA registration: 8.781/2004Pharmaceutical drug
Bakhaus forcepsgeneric-Surgical instrument
Catheter 20GDescarpack362401Catheter for intravenous access
CetaminAgener UniãoMAPA registration: SP-000292-5.000011 Anesthetic
Conductive clinical gelRMCANVISA registration: 80122200013Surgical material
Dipyrone D-500ZoetisMAPA registration: SP0000728-46Pharmaceutical drug
Disposable scalpel n. 22WiltexANVISA registration: 10150470565Surgical instrument
Disposable sterile sponge-brushRioquimica7.89778E+12Surgical asepsis
Easy-Scan:GoIMVESCG01Ultrasound
Endozime AW PlusRuhof34514Detergent for surgical instruments
Fentanil (Fentanest)CristáliaANVISA registration: 1029800810159Anesthetic
Gosset retractorgeneric-Surgical instrument
Halstead-mosquito hemostatic forcepsgeneric-Surgical instrument
Healing ointment - Unguento PearsonPearson SAMAPA registration: SP0000094-16Pharmaceutical drug
hydrogen peroxide solutionRioquimicaANVISA registration: 218690015Surgical material
IsofluoraneBiochimicoANVISA registration: 100630222Anesthetic
IV Drip set extensorgeneric-Fluid therapy
IV Macro drip setDescarpack410301Fluid therapy
Lactofur (ceftiofur)Ourofino SAMAPA registration: SP0000051-50Pharmaceutical drug
Laringoscope--Surgical instrument
Maxicam 2%Ourofino SAMAPA registration: SP0000051-69Pharmaceutical drug
Micropore adhesive 5 cm x 10 cm generic1530Surgical material
MidazolamHipolaborANVISA registration: 1134301430035Anesthetic
Multi-Way IV Infusion SetDescarpack413201Fluid therapy
Needle 40 mm x 1.2 mmDescarpack353601Sterile needle for applying medicines and anesthetics.
Needle 40 mm x 1.6 mmWiltexANVISA registration: 10150470664Sterile needle for applying medicines and anesthetics.
Needle holdergeneric-Surgical instrument
Nylon 2 suture trheadShalon MedicalN502CTI40Surgical material
Ordinary pengeneric-Regular pen for taking notes
Physiological solution 0.9% 500 mL bagJP FarmaMS:1.0491.0070Fluid therapy
Polyglycolic acid 2 suture threadAtramatG4099-75HSurgical material
Potassium chlorideSamtecANVISA registration: 1559200010139Parenteral drug
Procedure glovesDescarpack122401Personal Protective Equipment (PPE)
Propofol (Provive)União QuímicaANVISA registration: 1049714490057Anesthetic
Ringer lactate solution 500 mL bagJP FarmaMS:1.0491.0061Fluid therapy
Riohex 0.5% clorexidine alcohol solutionRioquimica218690356Surgical asepsis
Riohex 2% clorexidine solution with surfactantRioquimica218690356Surgical asepsis
Scalp 21 GDescarpack421201Surgical material
Shoe coversgeneric-Personal Protective Equipment (PPE)
Sterile compressesCremerANVISA registration: 10071150065Surgical material
Sterile gauze padProcitexANVISA registration: 80245210083Surgical material
Sterile surgical drapes 140 cm x 90 cm Venkuri7010003Surgical material
Sterile surgical drapes 150 cm x 190 cm PolarFixF00208Surgical material
Sterile surgical glovesMucamboCA: 39.317Personal Protective Equipment (PPE)
Stethoscopegeneric-Surgical equipment
Surgical capDescarpack93201Personal Protective Equipment (PPE)
Surgical gownDescarpack231101Personal Protective Equipment (PPE)
Surgical maskDescarpack110701Personal Protective Equipment (PPE)
Surgical scissors blunt-bluntgeneric-Surgical instrument
Surgical scissors sharp-sharpgeneric-Surgical instrument
Surgical staplerTradevet-Surgical material
Tekbond super glueTek Bond78072720030Surgical material
Thermometergeneric-Surgical equipment
Three Way StopcockSolidor374Surgical material
Tramadol hydroclorideAgener UniãoMAPA registration: SP-000292-5.000002Anesthetic
Transparent film dressingSkinupperANVISA registration: 82307460014Surgical material
Waterproof adhesive 10 cm x 4.5 cm generic364828Surgical material

References

  1. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), 5758 (2021).
  2. Xi, J., et al. Genetically engineered pigs for xenotransplantation: Hopes and challenges. Front Cell Dev Biol. 10, 1093534 (2023).
  3. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim Sci. 3, 826324 (2022).
  4. Wieczorek, J., et al. Laparoscopic embryo transfer in pigs - comparison of different variants and efficiencies of the method. Pol J Vet Sci. 26 (2), 295-306 (2023).
  5. Martinez, E. A., et al. Design, development, and application of a non-surgical deep uterine embryo transfer technique in pigs. Anim Front. 3 (4), 40-47 (2013).
  6. Wieczorek, J., et al. A new concept in minimally invasive embryo transfer. Ann Anim Sci. 20 (4), 1289-1308 (2020).
  7. Brussow, K. P., Torner, H., Kanitz, W., Ratky, J. In vitro technologies related to pig embryo transfer. Reprod Nutr Dev. 40 (5), 469-480 (2000).
  8. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim. Sci. 3, 826324 (2022).
  9. Langendijk, P., vanden Brand, H., Soede, N. M., Kemp, B. Effect of boar contact on follicular development and on estrus expression after weaning in primiparous sows. Theriogenology. 54 (8), 1295-1303 (2000).
  10. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13, 3807 (2023).
  11. Vierstraete, M., Der Vekens, N. V. a. n., Beckers, R., Renard, Y., Muysoms, F. Descriptive anatomy of the porcine ventral abdominal wall as a basis for training ventral hernia repair techniques. J Abdom Wall Surg. 3, (2024).
  12. Luna, S. P. L., et al. Validation of the UNESP-Botucatu pig composite acute pain scale (UPAPS). PLoS One. 15 (6), e0233552 (2020).
  13. Arruda, P. H. E., Gauger, P., Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. Optimizing sample selection, collection, and submission to optimize diagnostic value. Diseases of swine. 11th ed. , 98-111 (2019).
  14. Althouse, G. C., Kauffold, J., Rossow, S., Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. Diseases of the reproductive system. Diseases of swine. 11th ed. , 373-392 (2019).
  15. Hao, Y., et al. Porcine skin-derived stem cells can serve as donor cells for nuclear transfer. Cloning Stem Cells. 11 (1), 101-109 (2010).
  16. Rim, C. H., et al. The effect of the number of transferred embryos, the interval between nuclear transfer and embryo transfer, and the transfer pattern on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 143 (1-4), 91-96 (2013).
  17. Choi, K., et al. Production of heterozygous alpha 1,3-galactosyltransferase (GGTA1) knock-out transgenic miniature pigs expressing human CD39. Transgenic Res. 26 (2), 209-224 (2017).
  18. Shim, J., et al. Human immune reactivity of GGTA1/CMAH/A3GALT2 triple knockout Yucatan miniature pigs. Transgenic Res. 30 (5), 619-634 (2021).
  19. Glanzner, W. G., Rissi, V. B., Bordignon, V. Somatic cell nuclear transfer in pigs. Methods Mol Biol. 2647, 197-210 (2023).
  20. Kim, J. H., et al. Analysis of production efficiency of cloned transgenic Yucatan miniature pigs according to recipient breeds with embryo transfer conditions. Theriogenology. 218, 193-199 (2024).
  21. Navarro-Serna, S., Piñeiro-Silva, C., Romar, R., Parrington, J., Gadea, J. . Generation of Gene Edited Pigs. , 71-130 (2022).
  22. Geisert, R. D., et al. Rapid conceptus elongation in the pig: An interleukin 1 beta 2 and estrogen-regulated phenomenon. Mol Reprod Dev. 84 (9), 760-774 (2017).
  23. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  24. Hazeleger, W., Kemp, B. Recent developments in pig embryo transfer. Theriogenology. 56 (8), 1321-1331 (2001).
  25. Youngs, C. R. Factors influencing the success of embryo transfer in the pig. Theriogenology. 56 (8), 1311-1320 (2001).
  26. Wieczorek, J., Koseniuk, J., Mandryk, I., Poniedziałek-Kempny, K. Piglets born after intrauterine laparoscopic embryo transfer. Pol J Vet Sci. 18 (2), 425-431 (2015).
  27. Brüssow, K. P., Rátky, J., Antosik, P., Kempisty, B., Jaśkowski, J. M. Embryo transfer in swine - an indispensable key for the application of reproduction techniques. Electron J Pol Agric Univ. 21 (3), (2018).
  28. Cadwallader, J. A., Alley, M. R. Malignant hyperthermia in a crossbred landrace-large white pig. N Z Vet J. 23 (9), 207-211 (1975).
  29. Fatehi Hassanabad, A., et al. Prevention of postoperative adhesions: A comprehensive review of present and emerging strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027 (2021).
  30. Shi, J., et al. Influence of embryo handling and transfer method on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 154, 121-127 (2015).
  31. Castagna, C. D., et al. Ovarian cysts and their consequences on the reproductive performance of swine herds. Anim Reprod Sci. 81 (1-2), 115-123 (2004).
  32. Knox, R. V. Factors influencing follicle development in gilts and sows and management strategies used to regulate growth for control of estrus and ovulation. J Anim Sci. 97 (4), 1433-1445 (2019).
  33. Galvin, J. M., Killian, D. B., Stewart, A. N. V. A procedure for successful nonsurgical embryo transfer in swine. Theriogenology. 41 (6), 1279-1289 (1994).
  34. Lins, R. D. A. U., et al. Use of cyanoacrylate in the coaptation of edges of surgical wounds. An Bras Dermatol. 87 (6), 871-876 (2012).
  35. Horvath-Pereira, B. d. e. O., et al. Case report: An innovative non-invasive technique to manage shell injuries in C. carbonarius. Front Vet Sci. 9, 930419 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved