طرق وشم Xenopus laevis باستخدام آلة الوشم الدوارة

Joanna R. Suber; Jennifer Landino

doi:10.3791/67086

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

هنا ، نصف طرق وشم Xenopus laevis البالغ (ضفدع أفريقي مخلبي) باستخدام آلة وشم دوارة. ينتج عن الوشم المناسب أرقام داكنة يسهل قراءتها تدوم لعدة أشهر وتجعل قابلة للتمييز بسهولة لأغراض البحث وحفظ السجلات.

Abstract

تعمل النماذج الحيوانية على توسيع نطاق البحوث الطبية الحيوية ، مما يعزز فهمنا للبيولوجيا التنموية والجزيئية والخلوية وتمكين الباحثين من نمذجة الأمراض البشرية. يسمح تسجيل وتتبع الفردية للباحثين بتقليل عدد المطلوبة للدراسة وتحسين الممارسات لتحسين رفاهية. توجد العديد من الطرق الموثقة جيدا لوضع علامات على الثدييات وتتبعها ، بما في ذلك تثقيب الأذن وعلامات الأذن. ومع ذلك ، فإن طرق تمييز أنواع البرمائيات المائية محدودة ، حيث أن الموارد الحالية قديمة أو غير فعالة أو باهظة التكلفة. في هذه المخطوطة ، نوضح الطرق وأفضل الممارسات لتمييز Xenopus laevis بآلة وشم دوارة. ينتج عن الوشم المناسب وشم عالي الجودة ، مما يجعل الأفراد قابلين للتمييز بسهولة للباحثين ويشكل الحد الأدنى من المخاطر على صحة. نسلط الضوء أيضا على أسباب الوشم ذي الجودة الرديئة ، والتي يمكن أن تؤدي إلى ظهور وشم يتلاشى بسرعة ويسبب ضررا غير ضروري للحيوانات. يسمح هذا النهج للباحثين والأطباء البيطريين بوضع علامات على البرمائيات ، مما يمكنهم من تتبع النسخ البيولوجية والخطوط المعدلة وراثيا والاحتفاظ بسجلات دقيقة لصحة.

Introduction

النماذج الحيوانية هي أدوات مفيدة للتحقيق في الأسئلة المتعلقة بصحة الإنسان. في الممارسة العملية ، تتطلب البحوث الطبية الحيوية باستخدام النماذج الحيوانية تنظيما دقيقا وصيانة مستعمرة حيوانية صحية. تهدف أفضل الممارسات للتعامل الأخلاقي مع وتربيتها إلى تقليل عدد اللازمة للتجارب وتحسين الممارسات لضمان رعاية¹. جنس الضفدع المخالب ، بما في ذلك Xenopus laevis (X. laevis; الضفدع الأفريقي ذو المخالب) و Xenopus tropicalis (X. tropicalis; الضفدع الغربي المخالب) ، وقد استخدمت في البحوث الطبية الحيوية منذ ثلاثينيات القرن العشرين عندما تم استخدام X. laevis من قبل أطباء جنوب أفريقيا لإجراء اختبارات الحمل الأولى². في حين أن اختبارات الحمل الحديثة لم تعد تتطلب الضفادع ، إلا أن دور أبحاث Xenopus لا يزال قائما. تشمل مزايا استخدام Xenopus للبحوث الطبية الحيوية الجينومات المشروحة^{جيدا 3} ، والإباضة المستحثة على مدار العام لبراثن كبيرة من البيض⁴ ، والبيض الموضوعة خارجيا القابلة للتخصيب في المختبر . هذه الميزات تجعلها رصيدا مفيدا لعلم أجنة الفقاريات وتطورها⁵^،⁶^،⁷ ، والبيولوجيا الجزيئية والخلوية الأساسية⁷^،⁸^،⁹^،¹⁰ ، ونمذجة الأمراض البشرية⁷^،¹¹^،¹²^،¹³.

تعد الطرق الموثوقة لتتبع Xenopus الفردية ضرورية لتسجيل النسخ البيولوجية وتحسين الدقة والتكاثر في البحث. نظرا لأن Xenopus غالبا ما يتم إيواؤه في مجموعات ، فإن وضع العلامات على يسمح للباحثين بتتبع الفردية بسهولة⁴. يمكن أن يؤدي الاحتفاظ بسجل دقيق للحيوانات إلى توفير الوقت والموارد وتحسين القدرة على تتبع صحة. على سبيل المثال ، يمكن أن يؤدي التعرف الفردي على إلى تحسين سير عمل المنظمة لتوليد خطوط Xenopus المعدلة وراثيا ، حيث يتطلب ذلك أجيالا متعددة من الضفادع ذات الأنماط الجينية المحددة التي تم التحقق منها عن طريق التسلسل¹⁴ ، الأمر الذي يتطلب التنظيم والتعرف الفردي على. هذا صحيح بشكل خاص عندما تفتقر هذه الطفرات إلى الأنماط الظاهرية للبالغين التي يمكن تمييزها بسهولة. وبالمثل ، فإن استخدام بويضات Xenopus والأجنة لدراسة البيولوجيا الخلوية والتنموية الأساسية يستفيد من تتبع الفردية. بعد تحفيز الإباضة ، تحتاج إلى الراحة لمدة لا تقل عن 3 أشهر لمنع المضاعفات الصحية مثل متلازمة فرط الإباضة¹⁵. تضمن طرق تحديد الهوية الفردية عدم حث على الإباضة بشكل متكرر.

كما يمكن وضع العلامات على وتتبعها موظفي المختبر من تتبع المخاوف الصحية للحيوانات. يمكن أن تشير من نفس النمط الوراثي التي تصاب بالمرض إلى زواج الأقارب المفرط أو المخاوف الصحية غير المتوقعة المرتبطة بجين التحوير. وبالمثل ، يمكن أن تشير إصابة بالمرض بعد الإباضة الأخيرة إلى مشاكل في الكواشف أو المواد أو التقنيات. يمكن تتبع وصحتها موظفي المختبرات والأطباء البيطريين من المتابعة عند ظهور المخاوف واتخاذ تدابير وقائية لمنع المرض في المستقبل. في الثدييات ، هناك العديد من طرق تحديد الهوية. تشمل الطرق الدائمة للفئران تثقيب الأذن ، وعلامات الأذن ، والوشم ، والرقائق الدقيقة تحت الجلد¹⁶. يمكن أن تميز هذه بشكل واضح وموثوق داخل مستعمرة أو قفص ويمكن إدارتها بسهولة من قبل موظفي المختبر. طرق مثل تثقيب الأذن طفيفة التوغل ، وتتطلب قطعة واحدة فقط من المعدات المتخصصة ، وتعمل مع من معظم الأعمار. في حين أن هذه الأنظمة واضحة ومفيدة للفئران ، فإن استخدامها في الضفادع يمثل مجموعة فريدة من التحديات. تفتقر الضفادع والبرمائيات الأخرى إلى صيوان الأذن (بنية الأذن الخارجية). قام بعض الباحثين بإرفاق علامات على فك أو إصبع قدمه أو أطرافه الخلفية^17,18. أدى هذا النهج إلى مشاكل مختلفة: تسببت علامات الفك في تهيج ، وحاولت الضفادع المهتاجة سحب العلامات بأطرافها الأمامية¹⁷. اخترقت علامات أصابع القدم الحزام بين أصابع القدم ، مما أضعف الحركة وتحمل خطر الضياع. على هذا النحو ، تتطلب البرمائيات طرقها الخاصة لتحديد الهوية. تاريخيا ، تم استخدام قص أصابع القدم أيضا لتمييز البرمائيات^17,19. يتم قص إصبع القدم بمقص حاد ، ويمكن التعرف على من خلال طول أصابع القدم على القدمين الأماميتين والقدمين الخلفيتين أو من خلال الزاوية التي نما بها إصبع القدم مرة أخرى (في السمندل). ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة تشكل قلقا أخلاقيا من أن قص إصبع القدم قد يضعف حركة¹⁷. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن يسبب هذا النزيف وإدخال خطر العدوى. نظام آخر راسخ لوضع العلامات هو الطعوم الذاتية للجلد ، حيث يتم أخذ الجلد من جزء من الضفدع وربطه جراحيا بجزء آخر. على سبيل المثال ، يتم وصف طريقة لتمييز ظهر الضفدع أو كتفه باستخدام طعم جلدي فاتح اللون من صدره²⁰. تأتي ترقيع الجلد أيضا مع قيود ومخاطر: الإجراء غازي ويعرض خطر الإصابة بعدوى Aeromonas hydrophila ، أو الساق الحمراء ، وهي إصابة قاتلة. يستغرق الشفاء التام للطعم الذاتي ما يصل إلى 6 أسابيع ؛ ومع الطرق الموصوفة ، يمكن إيواء 6 ضفادع فقط معا بسبب الأماكن المحدودة لوضع الطعم الذاتي²⁰.

تشمل طرق وضع العلامات الأقل توغلا الخرز الزجاجي ورقائق جهاز الإرسال والاستقبال^17,19. في طريقة الخرزة الزجاجية ، يتم ربط الخرز الزجاجي على خياطة صغيرة وخياطتها في جلد الضفدع. يوفر هذا تنوعا أكبر من الطعوم الذاتية للجلد ، مع ما لا يقل عن 60 مجموعة ألوان مميزة. ومع ذلك ، هناك خطر من أن الخيط يمكن أن يخرج ويؤدي إلى فقدان الخرز. بدلا من ذلك ، يمكن زرع جهاز إرسال واستقبال رقاقة تحت الجلد في الكيس الليمفاوي الظهري للضفدع. تعتبر هذه الطريقة الأكثر ديمومة لوضع العلامات وتمكن من تحديد عدد لا حصر له من وفهرستها بشكل فردي. ومع ذلك ، فهذه أيضا أغلى طريقة ، حيث أن الرقائق الفردية باهظة الثمن ، وسيكون وضع علامة على مستعمرة كبيرة مكلفا. تتطلب الرقائق الدقيقة أيضا ماسحا ضوئيا خاصا لقراءة¹⁹. أحد الأساليب الشائعة لتحديد Xenopus هو الإشارة إلى التلوين والزخرفة الطبيعية للحيوانات. هذا يعمل بشكل جيد بشكل خاص مع الضفادع مثل X. laevis ، والتي لها أنماط مميزة تبقى طوال مرحلة البلوغ. ومع ذلك ، يمكن أن تتغير هذه الأنماط بمرور الوقت مع الإجهاد ، ويمكن أن يظهر التلوين مختلفا عند نقل الضفادع بين الحاويات الشفافة والملونة¹⁵. بالإضافة إلى ذلك ، فإن طريقة التعريف هذه أقل فائدة ل X. tropicalis ، التي لها أنماط تمييز أقل تميزا مقارنة ب X. laevis ، أو للحيوانات البيضاء ، التي ليس لها علامات ملونة²¹. حتى بالنسبة للأنواع ذات العلامات المميزة ، يمكن لموظفي المختبر تفسير موضع العلامات وحجمها بشكل مختلف ، مما قد يتسبب في حدوث أخطاء في تحديد الهوية. لهذا السبب ، يكون تصوير أكثر موثوقية بالاقتران مع طريقة تحديد إضافية. لذلك ، نسعى إلى تمييز وتحديد Xenopus باستخدام تقنية يسهل تمييزها ودائمة وطفيفة التوغل.

هناك موارد منشورة محدودة تصف طرق وشم البرمائيات. تم وصف الوشم جنبا إلى جنب مع تقنيات العلامات التجارية الأخرى ، بما في ذلك العلامات التجارية الحرارية وماركات نترات الفضة والعلامات التجارية^{للتجميد 17}. في نفس المورد ، تم إجراء الوشم عن طريق رسم الأرقام بإبرة تحت الجلد 27G ، ولوحظ أن العملية لا تسبب العدوى ، على عكس تقنيات العلامات التجارية الأخرى ، التي استخدمت سلكا على شكل رقم أو علامة أخرى. في مصدر آخر ، تم استخدام آلة الوشم الكهربائية (الموصوفة بأنها إبرة تهتز) لتمييز الضفادع ، ولكن تم تقديم القليل من التفاصيل حول التقنية ^17,19. يحذر المؤلفون من أنه من خلال إزعاج طبقة الوحل الواقية للضفدع ، فإن هذا الإجراء يزيد من خطر احمرار الساق. على الرغم من عدم وجود طريقة لوضع العلامات أو تحديد الهوية تكون غير جراحية تماما (مثل الصور الفوتوغرافية) ودائمة (مثل الرقائق الدقيقة) ، فإن الوشم يوفر حلا وسطا فعالا. الوشم بسيط نسبيا مقارنة بالتقنيات الأخرى ، مثل الطعوم الذاتية للجلد. تشمل المزايا الإضافية منحنى تعليمي أصغر ومعدات غير مكلفة نسبيا. يأتي وشم البرمائيات المائية مع بعض التحديات التي يمكن أن تخيف الباحثين وتضعف العلامات الحيوانية الناجحة. تهدف هذه الورقة إلى تزويد الباحثين بطرق موثقة جيدا لوشم Xenopus البالغ باستخدام آلة الوشم الدوارة.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية الموصوفة من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية في كلية دارتموث.

1. إعداد المعدات

ملاحظة: يتم تضمين سير عمل للإجراء ومثال على إعداد مقاعد البدلاء (الشكل 1).

قم بتوصيل مسدس الوشم ودواسة القدم بمصدر الطاقة. ضع دواسة القدم تحت سطح العمل.
تجميع مسدس الوشم
1. باستخدام مفتاح ألين أو مفك البراغي السداسي ، قم بفك البراغي الموجودة في المقبض (الشكل 2 أ ، محاط باللون الأحمر).
2. أدخل الطرف البلاستيكي بالكامل في المقبض. أحكم ربط المسمار لتثبيته في مكانه.
3. أدخل الأنبوب المعدني في الجزء الخلفي من القبضة (الشكل 2 أ). سيتم تعديل هذا ، لذا أدخله إلى نصف طوله. أحكم ربط المسمار لتثبيته في مكانه.
4. أدخل إبرة وشم في الجزء الخلفي من القبضة بحيث تستقر بشكل مريح في الطرف البلاستيكي في مقدمة القبضة (الشكل 2 ب).
5. حرك الجزء الخلفي من الإبرة والأنبوب المعدني من خلال مشبك الأنبوب. اضبط الأنبوب المعدني بحيث تتناسب الإبرة بشكل مريح مع الطرف البلاستيكي (الشكل 2 ب). شد مشبك الأنبوب يدويا حتى يصبح الأنبوب غير قادر على الحركة (الشكل 2C).
6. قم بإزالة الحلقة السوداء O واربط الإبرة بذراع الدوار ؛ استبدل الحلقة O لتثبيت الإبرة في مكانها (الشكل 2C).
اضبط الجهد على مصدر الطاقة بحيث يكون هناك طاقة كافية لاختراق الجلد ولكن ليست قوية بحيث يصعب التحكم فيها. بمجرد توصيل مصدر الطاقة وتوصيله ، اضغط على دواسة القدم للتأكد من عمل الجهاز. احرص على عدم توجيه الإبرة إلى نفسك أو إلى أفراد آخرين.
ملاحظة: تعمل آلة الوشم المستخدمة في هذا البروتوكول بشكل أفضل بين 6.0 و 9.0 فولت ، ولكن قد يختلف هذا بين آلات الوشم وإمدادات الجهد ويجب تحديده تجريبيا.
املأ غطاء أنبوب الطرد المركزي الصغير سعة 1.5 مل أو وعاء الحبر البلاستيكي المزود بحبر الوشم الأسود إلى حوالي ثلاثة أرباع ممتلئ.

2. التخدير

تحضير التخدير في خزان كبير بما يكفي لغمر أنثى واحدة بالغة X. laevis الضفدع.
1. باستخدام ماء آمن للضفادع (خال من الكلور) ، أضف التريكائين إلى التركيز النهائي البالغ 1.5 جم / لتر وبيكربونات الصوديوم إلى التركيز النهائي البالغ 3.5 جم / لتر. اخلطيها حتى تذوب. الرقم الهيدروجيني لهذا المحلول هو 7.15.
  تنبيه: تريكايين مهيج.
اغمر ضفدعا واحدا في خزان التخدير. تأكد من بقاء الضفدع مغمورا في محلول التريكائين حتى يتم تخديره (7-8 دقائق).
1. للتحقق مما إذا كان الضفدع مخدرا بالكامل ، التقطه ، وأمسكه رأسا على عقب ، واضغط عليه بقوة على قدم واحدة. إذا لم يتوانى الضفدع أو يستجيب ، فيمكن وشمه.
2. إذا استغرقت الضفادع باستمرار أكثر من 10 دقائق لتخديرها ، فقم بإعداد محلول تريكايين طازج مخزن ببيكربونات الصوديوم.
  ملاحظة: يجب ألا تقضي الضفادع أكثر من 30 دقيقة في محلول التريكائين¹⁵.

3. الوشم

ملاحظة: قبل وشم حي ، قد يكون من المفيد التدرب على قطعة من الفاكهة ذات قشرة صلبة (مثل الليمون أو الموز).

قم بإعداد خزان استرداد للضفادع قبل الوشم. املأ خزانا ب 10-15 لترا من المياه العذبة الآمنة للضفادع وأضف جزيرة الستايروفوم. سيوفر هذا سطحا للضفدع ليستيقظ دون الغرق.
ملاحظة: يمكن صنع جزيرة الستايروفوم باستخدام غطاء حاوية الشحن البارد المصنوعة من الستايروفوم الموضوعة داخل كيس بسحاب.
ضع الضفدع المخدر على ظهره على منشفة ورقية جافة أو ورق مقاعد البدلاء (الشكل 3 أ). استخدم مناشف ورقية غير مبيضة (بنية) لجميع الأعمال التي تنطوي على الضفادع.
باستخدام منديل جاف خال من النسالة ، امسح الماء والمخاط من صدر الضفدع.
العثور على القص في وسط صدر الضفدع بالأصابع ، وباستخدام اليد غير المهيمنة ، أمسك الجلد مشدودا.
بمناسبة الضفدع
1. أمسك مسدس الوشم المجمع عموديا بالنسبة لسطح العمل واغمس الإبرة في الحبر (الشكل 3 ب).
2. حافظ على مسدس الوشم المجمع عموديا ، واضغط على طرف الإبرة على جلد الضفدع قبل الضغط على دواسة القدم. ارسم خطوطا على جلد الضفدع مع الضغط المتساوي.
  ملاحظة: بعض النزيف الطفيف أو الاحمرار أمر طبيعي ، وكذلك تقشير الجلد الطفيف.
3. إذا علقت الإبرة على جلد الضفدع ، فقم بإزالة الحبر الزائد أو الجلد من الإبرة بمسح. الحبر الزائد أمر طبيعي أثناء الوشم.
4. إذا كان صدر الضفدع مغطى بالكثير من الحبر بحيث لا يمكن رؤية المنطقة التي يتم تمييزها بوضوح (الشكل 3C) ، فقم بإزالة الحبر الزائد بماء آمن للضفادع ومسح (الشكل 3C). بعد ذلك ، تخلص من الرطوبة بمنديل جاف واستمر في التحبير.
  ملاحظة: يمكن تحضير زجاجة ضغط من الماء الآمن للضفادع قبل الوشم.
5. استمر في الحبر في نفس المنطقة حتى تصبح الأرقام الداكنة مقروءة بعد مسح الحبر الزائد (الشكل 3D). بدلا من رسم العلامة أو الرقم بالكامل بضربة واحدة ، قم بعمل ضربات أصغر بشكل متكرر ، خاصة بالنسبة للمنحنيات.

4. الانتعاش

بلل منشفة ورقية بماء آمن للضفادع وضعها بشكل مسطح فوق جزيرة الستايروفوم (الشكل 4 أ).
إعادة الضفادع إلى الدبابات الدائمة
1. ضع بطن الضفدع لأسفل على المنشفة المواجهة للماء (الشكل 4 ب). قم بطي نصف المنشفة الورقية فوق النصف الخلفي من الضفدع ، وباستخدام الأيدي المقعرة ، بلل الجزء العلوي من الضفدع. بمجرد خروج الضفدع من التخدير (حوالي 1 ساعة بعد الوشم) ، سوف يدخل الماء بشكل مستقل ويسبح بشكل طبيعي.
2. أعد الضفادع إلى سكن طويل الأجل بعد 24 ساعة ، بمجرد أن يلتئم الوشم تماما.

5. التنظيف وصيانة المعدات

إعادة استخدام وإبر الوشم والتعقيم
1. اشطف الإبر في 100٪ الأيزوبروبانول والماء منزوع الأيونات لفك الحبر وفرك الحبر المتبقي الذي لم يذوب.
2. بعد الفرك ، ضع الإبر في علبة تعقيم معدنية أو لفها بورق الألمنيوم والأوتوكلاف لمدة 30 دقيقة في دورة جافة.
إذا كان هناك حبر على قطع من آلة الوشم أو غيرها من المعدات ، فقم بمسحها باستخدام الإيثانول بنسبة 100٪ ومنشفة ورقية.
يحتوي محلول التخدير على تركيز تريكايين نهائي يبلغ حوالي 0.5٪. تخلص من هذا وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية لإدارة النفايات الخطرة.
تخزين المعدات وصيانتها
1. إذا أمكن ، قم بتخزين آلة الوشم في غرفة جافة. ستؤدي الرطوبة الزائدة إلى إتلاف المكونات الكهربائية وتقليل طول عمر الماكينة.
2. للحفاظ على آلة الوشم في حالة عمل جيدة ، تحقق من المحمل الموجود على الدوار (الشكل 2 ج) للتأكد من أنه لم ينفصل عن الاهتزازات²². يمكن تشديد هذا باستخدام مفتاح ألين أو مفك البراغي السداسي.
3. حوالي مرة واحدة في الشهر ، قم بتليين المحمل على ذراع الدوار باستخدام شحم تشحيم سميك²².
4. في بعض آلات الوشم ، يمكن أن يتعطل ذراع الدوار ولن يهتز. لتصحيح ذلك ، قم بلف ذراع الدوار أو ضغط الزنبرك بحيث تكون الإبرة في الوضع المنخفض (الشكل 2C).

النتائج

سيكون للوشم عالي الجودة ضربات داكنة ومقروءة على صدر الضفدع ويمكن تمييزه بوضوح من على بعد عدة أقدام (الشكل 5 أ). بشكل عام ، تعد الأرقام والعلامات الأكبر أفضل لسهولة القراءة ، ولكن يمكن تصغير الأسماء والأرقام الأطول لتناسب بشكل مريح صدر الضفدع. يصعب الحكم على طول عمر الوشم ، و?...

Discussion

وشم البشر هو شكل من أشكال الفن يعود تاريخه إلى آلاف السنين ، وطالما أن البشر قد وشموا أنفسهم ، فقد قاموا أيضا بوشم أو وصفهم²³. إن معدات وتقنيات وسم ، وخاصة الثدييات ، راسخة وموثقة جيدا ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع. في حين أن تمييز كان في الأصل للتمييز بين الماشية وردع السرقة

Disclosures

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

Acknowledgements

نشكر مركز الطب المقارن والبحوث التابع لكلية دارتموث على توفير التربية اليومية للحيوانات المستخدمة في هذا البروتوكول. كما نشكر ليا جاكوب وأدويتا بوس على مساعدتهما في اختبار البروتوكول وتصوير. أخيرا ، نشكر مختبر آن ميلر على التدريب على ممارسة الوشم. تم دعم هذا العمل من خلال منحة المعاهد الوطنية للصحة R00 GM147826 إلى J.L.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
3 needle round liners	Worldwide Tattoo Supply	1203RLB	Packaged sterile
5 Needle Round Disposable ULTRA	Worldwide Tattoo Supply	HTIPRS5-U	Packaged sterile
5 needle round liners	Worldwide Tattoo Supply	1205RLB	Packaged sterile
7 needle round liners	Worldwide Tattoo Supply	1207RLB	Packaged sterile
Clip Cord	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Foot pedal	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Inkpots	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Kimwipes, delicate task wipes	Fisher Scientific	06-666A
RCA Connection	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Scream Ink Pitch Black, 1oz	Worldwide Tattoo Supply	SI101
Sodium bicarbonate (NaHCO3)	Sigma-Aldrich	S5761
Stainless steel grips	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Stealth 2.0 Rotary Tattoo Machine	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Stealth 2.0 Rotary Tattoo Machine Box Set	Worldwide Tattoo Supply	STEALTH2-SET
Styrofoam island	N/A	N/A	This is the lid of a styrofoam cold shipping container
Tricaine (ethyl 3-aminobenzonate methanesulfate)	Sigma-Aldrich	E10521	CAUTION: IRRITANT
Unbleached paper towels	Grainger	2U229	Paper towels MUST be unbleached, bleach is toxic to amphibians
Voltage Supply	Worldwide Tattoo Supply	N/A
Wash bottle (with frog-safe water)	Fisher Scientific	FB0340923T	Frog safe water is dechlorinated, pH 7.0-8.5, conductivity 1200-1800 uS
X. laevis adult female	Xenopus1	N/A
Zip-top plastic bag	N/A	N/A	This bag should be large enough to hold the styrofoam island

References

Hubrecht, R. C., Carter, E. The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change. Animals (Basel). 9 (10), 754 (2019).
Elkan, E. R. The Xenopus pregnancy test. British Med J. 2, 1253-1256 (1938).
Vize, P. D., Zorn, A. M. Xenopus genomic data and browser resources. Dev Biol. 426 (2), 194-199 (2017).
Sive, H. . Xenopus: A Laboratory Manual. , (2023).
Borodinsky, L. N. Xenopus laevis as a model organism for the study of spinal cord formation, development, function and regeneration. Front Neural Circuits. 11, 90 (2017).
Hoppler, S., Conlon, F. L. Xenopus: Experimental access to cardiovascular development, regeneration discovery, and cardiovascular heart-defect modeling. Cold Spring Harb Perspect Biol. 12 (6), a037200 (2020).
Fisher, M., et al. Xenbase: key features and resources of the Xenopus model organism knowledgebase. Genetics. 224 (1), 018 (2023).
Slater, P. G., Hayrapetian, L., Lowery, L. A. Xenopus laevis as a model system to study cytoskeletal dynamics during axon pathfinding. Genesis. 55 (1-2), 22994 (2017).
Bermudez, J. G., Chen, H., Einstein, L. C., Good, M. C. Probing the biology of cell boundary conditions through confinement of Xenopus cell-free cytoplasmic extracts. Genesis. 55 (1-2), 23013 (2017).
Stooke-Vaughan, G. A., Davidson, L. A., Woolner, S. Xenopus as a model for studies in mechanical stress and cell division. Genesis. 55 (1-2), 23004 (2017).
Blackburn, A. T. M., Miller, R. K. Modeling congenital kidney diseases in Xenopus laevis. Dis Model Mech. 12 (4), 038604 (2019).
Tandon, P., Conlon, F., Furlow, J. D., Horb, M. E. Expanding the genetic toolkit in Xenopus: Approaches and opportunities for human disease modeling. Dev Biol. 426 (2), 325-335 (2017).
Wheeler, G. N., Brändli, A. W. Simple vertebrate models for chemical genetics and drug discovery screens: Lessons from zebrafish and Xenopus. Dev Dyn. 236 (6), 1287-1308 (2009).
Carron, M., et al. Evolutionary origin of Hox13-dependent skin appendages in amphibians. Nat Commun. 15 (1), 2328 (2024).
Schultz, T. W., Dawson, D. A. Housing and husbandry of Xenopus for oocyte production. Lab Animal. 32 (2), 34-39 (2003).
Cadillac, J. . Animal identification systems used for mice. , (2006).
Donnelly, M. A., Guyer, C., Juterbock, J. E., Alford, R. A. Techniques for marking amphibians. Meas Monitor Biol Div: Std Meth Amphibians. , 277-284 (1994).
Hutchens, S. J., Deperno, C. S., Matthews, C. E., Pollock, K. H., Woodward, D. K. Visible implant fluorescent marker: A reliable marking alternative for snakes. Herpetol Rev. 39 (3), 301-303 (2008).
Hoogstraten-Miller, S., Dunham, D. Practical identification methods for African clawed frogs (Xenopus laevis). Lab Animal. 26 (7), 36-38 (1997).
Loopstra, J. A., Zwart, P., Verhoeff-de Fremery, R., Vervoordeldonk, F. J. M. Marking of African clawed toads (Xenopus laevis). Improvement of a skin autograft technique. New Dev Biosci: Their Implicat Lab Animal Sci. , 311-316 (1988).
Rodel, M. Xenopus tropicalis. AmphibiaWeb. , (2001).
Worldwide Tattoo Supply. Stealth 2 Rotary Tattoo Machine Intro & Maintenance. Worldwide Tattoo Supply. , (2015).
Khan, S. U., Mufti, O. The hot history and cold future of brands. J Manager Sci. 1 (1), 75-84 (2007).
Catlett, T. All About Lip Tattoo: what to Expect, Cost, Risks, Touch-ups & More. Healthline. , (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

208

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: