Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نوضح طريقة لتسمية جدران الأوعية الدموية الشبكية والكريات البيض الملتصقة. يمكن بعد ذلك حساب هذه الكريات البيض الملتصقة تحت المجهر الفلوري كمعامل للالتهاب أو استجابة هذا الالتهاب للعلاجات.

Abstract

يشير داء الطلاوة إلى ارتباط الكريات البيض بالجدار اللمعي للأوعية. هذا التفاعل بين الكريات البيض وجدار الأوعية الدموية هو سمة من سمات الالتهاب وقد تم ربطه سببيا بالانسداد الشعري في مجموعة متنوعة من الأنسجة والأمراض ، بما في ذلك اعتلال الشبكية السكري.

تم الإبلاغ عن داء الطلاوة لسنوات كمضاعفات تهدد الحياة لفرط كريات الكريات البيضاء ولا يمكن تشخيصه إلا سريريا. ونظرا لأهمية هذه الظاهرة، أجريت بحوث مكثفة لفهم الآلية (الآليات) المحتملة التي تؤدي إلى ظهورها؛ ومع ذلك ، لا توجد تقنية معيارية ذهبية في إعدادات المختبر لتصور وتحديد شدة الحدث.

في الطريقة الملخصة أدناه ، يتم تغذية الأوعية الدموية في البداية بمخزن مؤقت لإزالة الدم ، وبعد ذلك ، يتم نفخ كونكانافالين أ في الأوعية الدموية حيث يرتبط بجميع جدران الخلايا المكشوفة ويسبب تلطيخا ساطعا بشكل خاص للكريات البيض. إذا نجح التروية لإزالة جميع خلايا الدم غير المرتبطة ، فإن الكريات البيض المتبقية المسماة بالفلورسنت مرتبطة بالأوعية الدموية ، ويمكن قياسها يدويا باستخدام أي مجهر مضان متاح.

Introduction

تلعب الكريات البيض (خلايا الدم البيضاء ، كرات الدم البيضاء ) دورا مهما في الوظيفة المثلى للأوعية الدموية مثل الحفاظ على سيولة الدم وتنظيم قرار الجلطة1. كما أنها تلعب دورا رئيسيا في بعض الحالات المرضية ، مثل الالتصاق بالجدار اللمعي للأوعية الدموية لفترات طويلة من الزمن مما يؤدي إلى انسداد الأوعية الدموية ، على الأقل مؤقتا ، وهي ظاهرة تعرف باسم الكريات البيض2،3.

اعتلال الشبكية السكري هو أحد أكثر المضاعفات شيوعا لمرض السكري طويل الأمد وأحد الأسباب الرئيسية لضعف البصر والعمى في الولايات المتحدة وجميع أنحاء العالم للأفراد الذين تتراوح أعمارهم بين 20 و 75 عامامن سن 4. يعد التنكس البطيء والتدريجي لالأوعية الدموية في الشبكية مكونا ذا مغزى سريريا في المراحل المبكرة من المرض ، والذي يؤدي في بعض المرضى إلى نقص تروية الشبكية معالناتج عن ذلك ، 5،6. تشير الأدلة التراكمية إلى أن الالتهاب يلعب دورا مهما في تطور اعتلال الشبكية7 ، ويعتبر التهاب البيضاء: استجابة التهابية داخل الأوعية الدموية تحت الإكلينيكية. يحدث داء الطلاوة في المراحل المبكرة من مرض السكري ، قبل وقت طويل من تطور أي مظاهر سريرية يمكناكتشافها 8،9،10. قد يساهم الانسداد المتكرر للأوعية الشبكية بواسطة الكريات البيض الملتصقة على مدى أشهر إلى سنوات (الكريات البيض المزمنة) في مرض السكري في انسداد الأوعية الدموية وتنكس الشعيراتالدموية 11،12،13. شدة هذا الالتهاب البيضاء، ذات أهمية مرضية ويمكن استخدامها لمراقبة شدة عملية المرض أو لتقييم فعالية العلاج في أماكن البحث.

لمزيد من الدراسة للتأثيرات المحددة للبيئة المكروية لارتفاع السكر في الدم على داء الكريات البيضاء ، تم تصميم نماذج في المختبر . يمكن زراعة الخلايا البطانية للأوعية الدموية الدقيقة المعزولة في الشبكية وترتيبها إما في نماذج ثقافات ثنائية أو ثلاثية الأبعاد (الأوعية الدموية الدقيقة على رقاقة14) لتكرار بطانة الأوعية الدموية (طبقة خلية أحادية تمهد تجويف الأوعية). ومع ذلك ، فإن التباين بين التجارب لهذه النماذج يحد من استخدامها. لا تزال دراسة داء الكريات البيض في الأوعية الدموية الشبكية البشرية في الجسم الحي محدودة ، وبالتالي ، فإن معظم المعرفة الحالية حول سرطان الشبكية مشتقة من النماذج الحيوانية لاعتلال الشبكية السكري13،15.

الهدف من هذا التقرير هو وصف بروتوكول قياسي يعتمد على الطرق الموصوفة في مكان آخر16 لتقدير الكريات البيض المرتبطة بالأوعية الدموية الشبكية كمعامل لالتهاب الكريات البيض. يمكن استخدام هذا الاختبار لدراسة أمراض الأوعية الدموية الأخرى التي تظهر أيضا الإصابة بالتهاب البيضاء, مثل الأورام الخبيثة 3,17,18,19 وبعض الحالات المعدية والحساسية 20. يمكن تنفيذ هذا البروتوكول في أي مختبر أبحاث أساسي دون الحاجة إلى معدات متخصصة. في الطريقة الملخصة أدناه ، يتم تعثر الأوعية الدموية في البداية بمخزن مؤقت لإزالة الدم ، وبعد ذلك ، يتم نفخ concanavalin A في الأوعية الدموية حيث يرتبط بجميع جدران الخلايا المكشوفة ويسبب تلطيخا ساطعا بشكل خاص للكريات البيض21،22،23. إذا نجح التروية لإزالة جميع خلايا الدم غير المرتبطة ، فيمكن قياس كمية الكريات البيض المتبقية المصنفة بالفلورسنت والتي ترتبط بالأوعية الدموية يدويا باستخدام أي مجهر مضان في متناول اليد.

Protocol

تمت مراجعة البروتوكول والموافقة عليه من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها (IACUC) في جامعة كاليفورنيا إيرفين ويتوافق مع اللوائح الحكومية المتعلقة برعاية واستخدام المختبر. لا توجد نقاط توقف في هذا البروتوكول. متوسط الوقت لكل ماوس هو 30 دقيقة.

1. تحضير مرحلة التروية

  1. قم بتسخين كيس المحلول الملحي بنسبة 0.9٪ ومحلول كونكانافالين أ في حمام مائي 37 درجة مئويةلمدة 20-30 دقيقة قبل الاستخدام.
    ملاحظة: حماية concanavalin A من التعرض للضوء (قم بتغطيتها بورق الألمنيوم).
  2. قم بإعداد صينية لاحتواء الدم والسوائل من التساقط على السطح حيث سيتم الإجراء. في الجزء العلوي من الدرج ، ضع وسادة تسخين مغطاة بغطاء سفلي ماص أو أي مادة ماصة.
    ملاحظة: الهدف هو تجنب فقدان جسم الفأر للحرارة أثناء العملية ، لأن التبريد يجعل إزالة الدم أكثر صعوبة أثناء التروية.

2. إعداد مصفاة الضغط

  1. قم بتوصيل كيس المحلول الملحي بنسبة 0.9٪ ، ومجموعة القسطرة IV ، ومحبس الصمام ذو 4 اتجاهات ، وإبرة التزقيم.
  2. أدخل الكيس الملحي بنسبة 0.9٪ بين الشبكة والمثانة الهوائية لمصفاة الضغط. الكيس الملحي على الخطاف الموجود في الجزء الخلفي من المثانة الهوائية. استخدم حلقة القطب IV لتعليق مصفاة الضغط في عمود IV.
  3. قم بتطهير الخطوط والمنافذ من جميع فقاعات الهواء عن طريق ترك النظام يفتح (يعمل) لبضع دقائق واضبط معدل التدفق على 18-20 مل / دقيقة24. لتضخيم المثانة الهوائية لمصفاة الضغط ، أدر مقبض المحبس للإشارة نحو فتحة التثبيت المفتوحة ، ثم قم بضخ لمبة النفخ حتى يشير مقياس الضغط إلى الضغط المطلوب. أعد ضبط الضغط قبل تحريك كل ماوس. لتفريغ الهواء ، أدر مقبض المحبس لأسفل مباشرة باتجاه لمبة النفخ.
    ملاحظة: إذا كان الكيس الملحي 0.9٪ جديدا ، فعادة ما يوفر ضغط 150 مم زئبق معدل التدفق المطلوب ؛ ومع ذلك ، يجب تعديل الضغط تجريبيا بسبب الاختلافات في العلامات التجارية لمصفاة الضغط وعلى مدار فترة استخدام كيس المحلول الملحي بنسبة 0.9٪.
  4. قم بتوصيل حقنة سعة 10 مل مملوءة بمحلول كونكانافالين A الدافئ بالصمام رباعي الاتجاهات.
    ملاحظة: حماية المحقنة من التعرض للضوء (قم بتغطيتها بورق الألمنيوم).

3. التخدير

  1. تقديم التخدير عن طريق حقن الكيتامين: الزيلازين داخل الصفاق (IP) ؛ الجرعة الأكثر استخداما لجراحة / إجراء الفئران هي 100: 10 مجم / كجم من وزن الجسم25. تقييم التخدير عن طريق منعكس الدواسة (قرصة إصبع القدم الثابتة).
    ملاحظة: توفر هذه الجرعة بداية من 4-6 دقائق مع مدة 45-60 دقيقة من التخدير الجراحي. يمكن تخزين كوكتيل التخدير في درجة حرارة الغرفة لمدة أقصاها أسبوعين.

4. نضح عبر القلب والتلوين مع كونكانافالين أ

  1. ضع الفأر على مرحلة التروية في وضع ضعيف للسماح بتعرض تجويف الصدر والبطن.
  2. حدد بصريا عملية الخنجري ، ومع وجود الإرقاء في اليد المهيمنة ، قم بتثبيت الجلد وقفله. بمجرد تأمين الإرقاء ، انقله إلى اليد غير المهيمنة وارفع الجلد.
  3. استخدم المقص في اليد المهيمنة واقطع ، بزاوية 90 درجة على العمود الفقري ، رقعة من الجلد للكشف عن جدار البطن الخارجي.
  4. مع ظهور عملية الخنجري والقفص الصدري الآن ، قم بتشريح جدار البطن بشكل ثنائي ، مع الحرص على تجنب قطع أي أعضاء أو أوعية رئيسية.
  5. مع ظهور الحجاب الحاجز الآن ، تخيل بطينات القلب والرئتين من خلال الحجاب الحاجز. باستخدام طرف المقص ، قم بقطع الحجاب الحاجز في أحد الأجنحة ، بالقرب من العمود الفقري ، مع الحرص على تجنب قطع أي أعضاء أو أوعية رئيسية.
    ملاحظة: سيؤدي هذا "الثقب" الموجود في الحجاب الحاجز إلى موازنة الضغط السلبي داخل الصدر مع الضغط الجوي ، وسيحدث استرواح الصدر الذي ينهار الرئتين ويتراجع القلب ، مما يسهل تشريح الحجاب الحاجز دون الإضرار بالرئتين أو القلب.
  6. استمر في تشريح الأضلاع وبالتوازي مع الرئتين لإنشاء "سديلة" في الصدر. حرر الإرقاء وقطع عملية الخنجري في المستوى السهمي. افتح عملية الخنجري يدويا برفق. راقب غرف القلب الأربع.
  7. باستخدام اليد غير المهيمنة وباستخدام الملقط ، أمسك القلب بالقرب من قمته. باستخدام اليد المهيمنة، أمسك إبرة التزقيم (المتصلة بالقسطرة الوريدية) وثقب قمة القلب. لتجنب الانثقاب الكامل للبطين الأيسر أو الوصول إلى الأوعية الدموية الرئوية ثم ضعف نضح الأوعية الدموية الجهازية ، تحقق من وضع نهاية طرف الكرة لإبرة التزقيم ، والتي يجب أن تكون على حافة موقع البزل بارزة قليلا من القلب. قم بتثبيت إبرة التزقيم في مكانها باستخدام ملقط البعوض المنحني أو ببساطة أمسكها باليد أثناء التلاعب بجهاز التثبيت IV.
  8. افتح محبس المحبس على محلول ملحي بنسبة 0.9٪ وفي نفس الوقت تقريبا ، افتح البطين الأيمن بالمقص ؛ perfuse لمدة 2-3 دقائق. خلال وقت التروية ، حرك الإبرة برفق من جانب إلى آخر ولأعلى ولأسفل لتقليل التواء الأوعية الدموية وزيادة خروج الدم من القلب.
  9. بعد الترشيح بالمحلول الملحي ، أدر مقبض المحبس لإغلاق التدفق من المحلول الملحي والسماح بالتدفق من المحقنة إلى إبرة التزقيم. Perfuse باليد مع حل concanavalin A بمعدل حالة ثابتة. تأكد من توزيع 10 مل من محلول كونكانافالين أ في 30-35 ثانية.
  10. بعد الترشيح باستخدام concanavalin A ، أدر الصمام لإيقاف التدفق من المحقنة والسماح بالتدفق من محلول ملحي بنسبة 0.9٪ إلى إبرة التزقيم مرة أخرى. قم بتسخين المحلول الملحي بنسبة 0.9٪ لمدة 2-3 دقائق إضافية. إزالة إبرة التزقيم من القلب.
    ملاحظة: يتم اقتران كونكانافالين أ المقترح في هذا البروتوكول مع الفلوريسين (الأخضر). ومع ذلك ، يتوفر أيضا كونكانافالين أ المتصل بالفلوروكرومات الأخرى.

5. استئصال وعزل شبكية العين الطازجة

  1. أدر الماوس على جانبه ، وباستخدام اليد غير المهيمنة ، ضع السبابة والإبهام على الجفون العلوية والسفلية ، على التوالي. اسحب الجفون والجلد برفق بالأصابع وقم بإخراج العين ، مما يجعلها منتفخة جزئيا خارج التجويف.
  2. أثناء تركيب العين ، استخدم مقصا منحنيا في اليد المهيمنة واغرف تحت العين بزاوية 45 درجة. قطع الملحق العضلي والعصب البصري. باستخدام نفس المقص مثل الملعقة ، انقل العين إلى وعاء صغير أو مباشرة إلى مرحلة مجهر التشريح.
    ملاحظة: احرص على عدم قطع الجزء الخلفي من العين وتجنب شد العين أثناء هذه الخطوة.
  3. ضع العين على شمع الأسنان لفتح الكرة الأرضية. تحت مجهر التشريح وباستخدام اليد غير المهيمنة ، أمسك الطية الصلبة أو بقايا العضلات التي لا تزال متصلة خارجيا بالعين الخلفية باستخدام ملقط دقيق ، ووجه العين بحيث تواجه القرنية جانبا.
    ملاحظة: لمنع العين من الحركة / الانزلاق أثناء فتح الكرة الأرضية ، يمكن وضع قطعة من المناديل الورقية الخالية من النسالة فوق شمع الأسنان.
  4. باستخدام إحدى الزوايا الحادة لشفرة الحلاقة المطلية بالتفلون ، قم بعمل شق 1-2 مم خلف الأطراف وبالتوازي معها (تقاطع القرنية والصلبة). أمسك الطية الصلبة أو العضلة بالملقط الصغير ، وارسم الشفرة عبر الأطراف بأقل قدر من القوة الهابطة. استمر في القص باستخدام ماكينة الحلاقة لفصل الجزء الأمامي تماما (القرنية والقزحية والعدسة والجسم الزجاجي) عن الجزء الخلفي (كوب العين).
    ملاحظة: لا تشاهد ذهابا وإيابا.
  5. انقل كوب العين المقسم إلى طبق بتري صغير مع PBS.
    ملاحظة: تجنب ملامسة شبكية العين بالمناديل الورقية (لاحظ في الخطوة 5.3) لأنها ستلتصق بإحكام بالورق ويصبح من المستحيل استردادها.
  6. أمسك بطية صلبية أو العضلة المتبقية على السطح الخارجي للصلبة باستخدام ملقط دقيق. افصل شبكية العين تماما عن الصلبة عن طريق كسر جميع الوصلات الموجودة في الطرف حول محيط كوب العين باستخدام ملعقة دقيقة. أخرج شبكية العين من الصلبة باستخدام الملعقة الدقيقة. إذا كانت شبكية العين لا تزال متصلة بالصلبة بواسطة العصب البصري، فقم بتحريك المقص الدقيق بين الشبكية والصلبة لقطع العصب البصري.
  7. إزالة أي بقايا من الجسم الزجاجي والعضلات الهدبية في محيط شبكية العين. انقل شبكية العين المعزولة على الفور إلى شريحة مع بعض PBS.
    ملاحظة: يمكن استخدام أي تقنية أخرى لعزل شبكية العين حسب تفضيل الباحث.

6. تركيب مسطح لشبكية العين

  1. ضع شبكية العين غير الثابتة على شريحة بكمية صغيرة من PBS. باستخدام الملعقة الدقيقة ، قم بتوجيه شبكية العين برفق مع الجانب الزجاجي لأعلى. إذا كانت شبكية العين مطوية إلى الداخل ، فاستخدم ملقطا دقيقا لتثبيت حواف الشبكية أثناء فتح الشبكية باستخدام الملعقة الدقيقة.
  2. قم بعمل 4-5 قطع شعاعية في شبكية العين بحيث تكون مسطحة (نمط أوراق البرسيم).
  3. باستخدام منديل خال من النسالة ، جفف فائض PBS بعيدا عن شبكية العين.
    ملاحظة: لا تلمس شبكية العين بالأنسجة. خلاف ذلك ، ستفقد العينة. من المستحسن أن يكون الغطاء مسطحا للحفاظ على شبكية العين مسطحة.

7. الفحص المجهري

ملاحظة: يمكن استخدام أي مجهر مضان مزود بقناة GFP / FITC (480/530 نانومتر) لهذه الخطوة. في هذا العمل ، استخدمنا المجهر المشار إليه مع 488 قناة والبرامج المرتبطة بها للحصول على الصور.

  1. راقب شبكية العين المسطحة مؤخرا تحت المجهر بتكبير 100x (هدف 10x) وقم بحساب الكريات البيض المصنفة بالفلورسنت (يدويا) عن طريق المسح المنهجي للأنسجة بأكملها (من اليمين إلى اليسار أو من أعلى إلى أسفل).
    ملاحظة: الكريات البيض هي نقاط فلورية مفردة يمكن أن تعرض شكلا دائريا أو بيضاويا. يبلغ قطرها 12-15 ميكرومتر ولا تبرز من الشعيرات الدموية في الشبكية (الهيكل مقيد تماما بتجويف الوعاء).
  2. الحصول على صور تمثيلية بالتكبير المطلوب وإجراء المعالجة اللاحقة للصور باستخدام البرنامج الذي تختاره (على سبيل المثال ، ImageJ [فيجي]).
  3. عبر عن العدد على أنه كريات البيض لكل شبكية العين. رسم بياني للبيانات بمتوسط ± الانحراف المعياري.

النتائج

سيظهر بروتوكول التروية والتلوين الجيد التنفيذ الأوعية الدموية الشبكية الكاملة المحددة باستخدام كونكانافالين أ (الشكل 1). يمنع ضعف نضح الفأر وضع العلامات على شجرة الأوعية الدموية بأكملها والتحليل اللاحق للكريات البيض الملتصقة بالتجويف (الشك?...

Discussion

يشير داء الكريات البيض في البشر إلى الأعراض والنتائج السريرية المرتبطة بفرط الكريات البيضاء (عدد الكريات البيض الكلية (WBCs) >100،000 / ميكرولتر) وهو حالة طبية طارئة20. تخضع الآلية (الآليات) التي تؤدي إلى الإصابة بداء الكريات البيض لأبحاث مكثفة. حتى الآن ، لم تكن در?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل منح المعاهد الوطنية للصحة (NIH) R01EY022938 و R01EY022938-S1 و K99EY034928. يقر المؤلفون بخدمات مركز أبحاث العلوم البصرية CWRU (P30EY11373) و UCI (P30EY034070) ، بالإضافة إلى دعم الإدارات من منحة غير مقيدة من Research to Prevention Blindness لمعهد Gavin Herbert Eye Institute في جامعة كاليفورنيا إيرفين.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10 mL syringe
4-way stopcock Luer lock I.V. line valveBaxter2C6204
Concanavalin A solutionVector FL-1001Prepare in PBS 1 mg/mL
Dissecting tools setIncludes hemostats, scissors and forceps
FIJISoftware for image processing
Fluorescence microscopeNikonEclipse Ni
Forceps, Dumont #5, Biological grade tipElectron Microscopy Sciences (EMS)72700-D
Gavage Needle 1.25 mm OD barrel tip x 30 mmFine Science18060-20
Halstead Mosquito ForcepsFisher Scientific13-812-10
I.V. Catheter set with regulating clamp 70 inchesBaxter2C5417s
I.V. Pole
Lint free tissueKimpwipes is an option
Micro dissecting spring scissors, Vannas, 3 mm straightROBOZRS-5620
Micro spatulaFine Science Tools (FST)10091-12
NikonNIS-Elements (AR 5.30.03 64-bit)Software for image acquisition
Petri dish (100 mmx15 mm)Corning351029
Phosphate buffered saline (PBS)
Pink dental waxElectron Microscopy Sciences (EMS)72670
Pressure infuserInfusurge4010
Razor blades, GEM single edge stainless steel, Teflon coatedElectron Microscopy Sciences (EMS)71970
Saline 0.9%, veterinary grade, 1000 mLBaxter04925-04-10
Small dissecting scissors, curved blunt end 22 mmROBOZRS 5983

References

  1. Swystun, L. L., Liaw, P. C. The role of leukocytes in thrombosis. Blood. 128 (6), 753-762 (2016).
  2. Barouch, F. C., et al. Integrin-mediated neutrophil adhesion and retinal leukostasis in diabetes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 41 (5), 1153-1158 (2000).
  3. Macaron, W., Sargsyan, Z., Short, N. J. Hyperleukocytosis and leukostasis in acute and chronic leukemias. Leuk Lymphoma. 63 (8), 1780-1791 (2022).
  4. Kempen, J. H., et al. The prevalence of diabetic retinopathy among adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122 (4), 552-563 (2004).
  5. Kohner, E. M. Diabetic retinopathy. Br Med Bull. 45 (1), 148-173 (1989).
  6. Aouiss, A., Anka Idrissi, D., Kabine, M., Zaid, Y. Update of inflammatory proliferative retinopathy: Ischemia, hypoxia and angiogenesis. Curr Res Transl Med. 67 (2), 62-71 (2019).
  7. Tsalamandris, S., et al. The role of inflammation in diabetes: Current concepts and future perspectives. Eur Cardiol. 14 (1), 50-59 (2019).
  8. Adamis, A. P. Is diabetic retinopathy an inflammatory disease. Br J Ophthalmol. 86 (4), 363-365 (2002).
  9. Joussen, A. M., et al. A central role for inflammation in the pathogenesis of diabetic retinopathy. FASEB J. 18 (12), 1450-1452 (2004).
  10. Serra, A. M., et al. CD11b+ bone marrow-derived monocytes are the major leukocyte subset responsible for retinal capillary leukostasis in experimental diabetes in mouse and express high levels of CCR5 in the circulation. Am J Pathol. 181 (2), 719-727 (2012).
  11. Kinukawa, Y., Shimura, M., Tamai, M. Quantifying leukocyte dynamics and plugging in retinal microcirculation of streptozotosin-induced diabetic rats. Curr Eye Res. 18 (1), 49-55 (1999).
  12. Linsenmeier, R. A., et al. Retinal hypoxia in long-term diabetic cats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 39 (9), 1647-1657 (1998).
  13. Herdade, A. S., et al. Effects of diabetes on microcirculation and leukostasis in retinal and non-ocular tissues: Implications for diabetic retinopathy. Biomolecules. 10 (11), 1583 (2020).
  14. Oakley, J., et al. Incorporating hemoglobin levels to map leukostasis risk in acute leukemia using microvasculature-on-chip technologies. Blood. 136 (Suppl 1), 9-10 (2020).
  15. Miyamoto, K., et al. Prevention of leukostasis and vascular leakage in streptozotocin-induced diabetic retinopathy via intercellular adhesion molecule-1 inhibition. Proc Natl Acad Sci U S A. 96 (19), 10836-10841 (1999).
  16. Veenstra, A., et al. Diabetic retinopathy: Retina-specific methods for maintenance of diabetic rodents and evaluation of vascular histopathology and molecular abnormalities. Curr Protoc Mouse Biol. 5 (3), 247-270 (2015).
  17. Lester, T. J., Johnson, J. W., Cuttner, J. Pulmonary leukostasis as the single worst prognostic factor in patients with acute myelocytic leukemia and hyperleukocytosis. Am J Med. 79 (1), 43-48 (1985).
  18. Porcu, P., et al. Hyperleukocytic leukemias and leukostasis: a review of pathophysiology, clinical presentation and management. Leuk Lymphoma. 39 (1-2), 1-18 (2000).
  19. Giammarco, S., et al. Hyperleukocytosis and leukostasis: management of a medical emergency. Expert Rev Hematol. 10 (2), 147-154 (2017).
  20. Mank, V., Azhar, W., Brown, K. Leukocytosis. StatPearls. , (2024).
  21. Bernhard, W., Avrameas, S. Ultrastructural visualization of cellular carbohydrate components by means of concanavalin A. Exp Cell Res. 64 (1), 232-236 (1971).
  22. Oliver, J. M., Zurier, R. B., Berlin, R. D. Concanavalin a cap formation on polymorphonuclear leukocytes of normal and beige (chediak-higashi) mice. Nature. 253 (5491), 471-473 (1975).
  23. Pink, J. R., Hoessli, D., Tartakoff, A., Hooghe, R. Characterisation of Concanavalin A-binding glycoproteins from mouse splenic leukocytes by two-dimensional electrophoresis: preferential binding of incompletely glycosylated forms of H-2 antigen to the lectin. Mol Immunol. 20 (4), 491-497 (1983).
  24. Janssen, B., Debets, J., Leenders, P., Smits, J. Chronic measurement of cardiac output in conscious mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (3), R928-R935 (2002).
  25. Flecknell, P. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia of common laboratory species: Special considerations. Laboratory Animal Anaesthesia. , 181-241 (2009).
  26. Seemann, S., Zohles, F., Lupp, A. Comprehensive comparison of three different animal models for systemic inflammation. J Biomed Sci. 24 (1), 60 (2017).
  27. Lessieur, E. M., et al. ICAM-1 on the luminal surface of endothelial cells is induced to a greater extent in mouse retina than in other tissues in diabetes. Diabetologia. 65 (10), 1734-1744 (2022).
  28. Kuwabara, T., Cogan, D. G. Studies of retinal vascular patterns: I. Normal architecture. Arch Ophthalmol. 64, 904-911 (1960).
  29. Tigner, A., Ibrahim, S. A., Murray, I. V. Histology, white blood cell. StatPearls. , (2024).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved