يرغب المؤلف أن أشكر البروفيسور إليوت M مييرويتز لدعمه، والتعليقات على المخطوطة، وكذلك آن لافانواي في كلية دارتموث والدكتور أندريس كولازو في مرفق البيولوجية التصوير في معهد كاليفورنيا للتكنولوجيا للمساعدة في حل المسائل التقنية مع التصوير متحد البؤر الحية. ويدعم عمل ناثانيال برونيت من قبل المعاهد الوطنية الأميركية للصحة من خلال منح R01 GM104244 إلى إليوت M مييرويتز.

<ol>
	<li>Prunet, N., Jack, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flower+Development+in+Arabidopsis:+There+Is+More+to+It+Than+Learning+Your+ABCs.">Flower Development in Arabidopsis: There Is More to It Than Learning Your ABCs.</a> Methods Mol. Biol. 1110, 3-33 (2014).</li><li>Stewart, D., Graciet, E., Wellmer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+regulatory+mechanisms+controlling+floral+organ+development.">Molecular and regulatory mechanisms controlling floral organ development.</a> FEBS J. , (2016).</li><li>Heisler, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterns+of+auxin+transport+and+gene+expression+during+primordium+development+revealed+by+live+imaging+of+the+Arabidopsis+inflorescence+meristem.">Patterns of auxin transport and gene expression during primordium development revealed by live imaging of the Arabidopsis inflorescence meristem.</a> Curr. Biol. 15 (21), 1899-1911 (2005).</li><li>Reddy, G. V., Meyerowitz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stem-cell+homeostasis+and+growth+dynamics+can+be+uncoupled+in+the+Arabidopsis+shoot+apex.">Stem-cell homeostasis and growth dynamics can be uncoupled in the Arabidopsis shoot apex.</a> Science. 310 (5748), 663-667 (2005).</li><li>Yadav, R. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=WUSCHEL+protein+movement+mediates+stem+cell+homeostasis+in+the+Arabidopsis+shoot+apex.">WUSCHEL protein movement mediates stem cell homeostasis in the Arabidopsis shoot apex.</a> Genes &amp; Dev. 25 (19), 2025-2030 (2011).</li><li>Reddy, G. V., Heisler, M. G., Ehrhardt, D. W., Meyerowitz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+lineage+analysis+reveals+oriented+cell+divisions+associated+with+morphogenesis+at+the+shoot+apex+of+Arabidopsis+thaliana.">Real-time lineage analysis reveals oriented cell divisions associated with morphogenesis at the shoot apex of Arabidopsis thaliana.</a> Development. 131 (17), 4225-4237 (2004).</li><li>Chandler, J. W., Jacobs, B., Cole, M., Comelli, P., Werr, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DORNROSCHEN-LIKE+expression+marks+Arabidopsis+floral+organ+founder+cells+and+precedes+auxin+response+maxima.">DORNROSCHEN-LIKE expression marks Arabidopsis floral organ founder cells and precedes auxin response maxima.</a> Plant Mol. Biol. 76 (1-2), 171-185 (2011).</li><li>Urbanus, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+planta+localisation+patterns+of+MADS+domain+proteins+during+floral+development+in+Arabidopsis+thaliana.">In planta localisation patterns of MADS domain proteins during floral development in Arabidopsis thaliana.</a> BMC Plant Biol. 9, (2009).</li><li>Hong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+Cell+Growth+Yields+Reproducible+OrganDevelopment+through+Spatiotemporal+Averaging.">Variable Cell Growth Yields Reproducible OrganDevelopment through Spatiotemporal Averaging.</a> Dev. Cell. 38 (1), 15-32 (2016).</li><li>Roeder, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variability+in+the+control+of+cell+division+underlies+sepal+epidermal+patterning+in+Arabidopsis+thaliana.">Variability in the control of cell division underlies sepal epidermal patterning in Arabidopsis thaliana.</a> PLoS Biol. 8 (5), e1000367 (2010).</li><li>Heisler, M. G., Ohno, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live-imaging+of+the+Arabidopsis+inflorescence+meristem.">Live-imaging of the Arabidopsis inflorescence meristem.</a> Methods Mol. Biol. 1110, 431-440 (2014).</li><li>Tobin, C. J., Meyerowitz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-Time+Lineage+Analysis+to+Study+Cell+Division+Orientation+in+the+Arabidopsis+Shoot+Meristem.">Real-Time Lineage Analysis to Study Cell Division Orientation in the Arabidopsis Shoot Meristem.</a> Methods Mol. Biol. 1370, 147-167 (2016).</li><li>Smyth, D. R., Bowman, J. L., Meyerowitz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+flower+development+in+Arabidopsis.">Early flower development in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 2 (8), 755-767 (1990).</li><li>Prunet, N., Jack, T. P., Meyerowitz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+confocal+imaging+of+Arabidopsis+flower+buds.">Live confocal imaging of Arabidopsis flower buds.</a> Dev. Biol. , (2016).</li><li>Fernandez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+plant+growth+in+4D:+robust+tissue+reconstruction+and+lineaging+at+cell+resolution.">Imaging plant growth in 4D: robust tissue reconstruction and lineaging at cell resolution.</a> Nat. Methods. , (2010).</li><li>Cutler, S. R., Ehrhardt, D. W., Griffitts, J. S., Somerville, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Random+GFP::cDNA+fusions+enable+visualization+of+subcellular+structures+in+cells+of+Arabidopsis+at+a+high+frequency.">Random GFP::cDNA fusions enable visualization of subcellular structures in cells of Arabidopsis at a high frequency.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 97 (7), 3718-3723 (2000).</li><li>Irish, V. F., Sussex, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+the+apetala-1+gene+during+Arabidopsis+floral+development.">Function of the apetala-1 gene during Arabidopsis floral development.</a> Plant Cell. 2 (8), 741-753 (1990).</li><li>Vernoux, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+auxin+signalling+network+translates+dynamic+input+into+robust+patterning+at+the+shoot+apex.">The auxin signalling network translates dynamic input into robust patterning at the shoot apex.</a> Mol. Systems Biol. 7, 508 (2011).</li><li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+plant+stem+cell+function+by+conserved+interacting+transcriptional+regulators.">Control of plant stem cell function by conserved interacting transcriptional regulators.</a> Nature. 517 (7534), 377-380 (2015).</li><li>Barbier de Reuille, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MorphoGraphX:+A+platform+for+quantifying+morphogenesis+in+4D.">MorphoGraphX: A platform for quantifying morphogenesis in 4D.</a> Elife. 4, 05864 (2015).</li><li>Barbier de Reuille, P. B., Robinson, S., Smith, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+cell+shape+and+gene+expression+in+the+shoot+apical+meristem+using+MorphoGraphX.">Quantifying cell shape and gene expression in the shoot apical meristem using MorphoGraphX.</a> Methods Mol. Biol. 1080, 121-134 (2014).</li></ol>

المؤلف ليس لديه ما يكشف.

هنا، ونحن نقدم بروتوكول لتصوير الحية، وتطوير براعم زهرة نبات الأرابيدوبسيس مع المجهر متحد البؤر وعدسة المياه غمس. في حين أن هذا يمكن أن يتم إما تستقيم أو مجهر مقلوب، هو أسهل وأسرع لاستخدام السابق. ومن الجدير بالذكر أيضا أن أنظمة متحد البؤر مختلفة تتفاوت تفاوتا كبيرا من حيث السرعة، والحساسية، والقدرة على فصل موجات. أفضل المجاهر متحد البؤر تسمح الآن إلى صورة عدة قنوات مختلفة (على سبيل المثال GFP، YFP، عن dsRed ويوديد propidium، الشكل 2G) في نفس العينات. وقد تم تجهيز بعض مجهر بؤري مع كشف الطيفي، والتي يمكن جمع مضان من عدة fluorophores في وقت واحد وفصلها بعد ذلك. عند استخدام جهاز كشف منتظم، إلا أن مجموعة من أجهزة الليزر والمرشحات يجب أن تستخدم لإثارة وفصل مضان من fluorophores مختلفة. بعض fluorophores لها أطياف الانبعاث واضح تماما (على سبيل المثال لCFPد YFP)، ويمكن تصوير في وقت واحد. fluorophores الأخرى لديها أطياف الانبعاث متداخلة جزئيا (على سبيل المثال GFP وYFP)، وعادة ما تحتاج للتصوير على حدة، مما يزيد من وقت التصوير. تصوير fluorophores وثيقة أيضا غالبا ما يتطلب تقييد كم من الطيف التي يتم جمعها لكل قناة لمنع مضان من fluorophore واحد من التسرب إلى قناة أخرى. هذا يؤدي إلى فقدان كثافة الإشارة التي تم جمعها، والتي يمكن أن تعوض زيادة في قوة الليزر واكتساب. ومع ذلك، لفترة طويلة وقت التصوير وزيادة قوة الليزر قد التبييض و / أو تلف العينة. زيادة قوة الليزر و / أو مكاسب قد يزيد أيضا من الضوضاء في الخلفية. يتم تعظيم الاستفادة من كثافة إشارة، قرار ووقت التصوير لكل عينة من خلال عملية التجربة والخطأ، وينطوي على المقايضات دائمة. يشرح هذا البروتوكول كيفية إجراء التصوير متحد البؤر حية من براعم الزهور تطوير على الجناحين لقمة تبادل لاطلاق النار تشريح. هذاويمكن القول أن كون قمة تبادل لاطلاق النار غير متصل بقية النبات وينمو في المتوسط ​​تحتوي على سيتوكينين قد تؤثر SAM والتنمية زهرة. ومع ذلك، تم تصميم هذه الوسيلة تجريبيا من خلال عملية التجربة والخطأ لضمان تبادل لاطلاق النار تشريح الخلايا الإنشائية قمية تنتج براعم الزهور الجديدة في فترة تتابع النمو الطبيعي، وأن هذه براعم الزهور تتطور عادة 15. وبالمثل، لا يظهر تشريح SEPAL أن تؤثر على أنماط التعبير الجيني أو تطوير ما تبقى من الزهور. البروتوكولات الأخرى بالتفصيل كيفية تنفيذ التصوير متحد البؤر المباشر لSAM لا تزال تعلق على بقية النباتات (مثل مرجع 11). ويمكن تكييف هذه البروتوكولات ل، وتقدم بديلا مفيدا للتصوير تطوير الزهور، وخاصة عند دراسة العمليات المتعلقة سيتوكينين. وهي تطرح عدة عيوب ولكن: ويستطيل الجذع والتقلبات، وتغيير اتجاه براعم الزهور. االثانية حين التصوير لقمة تبادل لاطلاق النار تعلق على بقية مصنع يعمل بشكل جيد مع المجهر تستقيم، هو أكثر تعقيدا بكثير للقيام بذلك مع مجهر مقلوب. العدسات الغمر لها الفتحة العددية أفضل (NA) من العدسات &quot;الجافة&quot; (أي العدسات التي يتم فصلها من العينة عن طريق الجو)، وبالتالي توفر قرار أدق من العينة، وهو أمر حاسم عند استخدام المجهر متحد البؤر. باستخدام عدسة المياه غمس مما يوفر NA أفضل بكثير من عدسة الجافة، في حين منع قمة تبادل لاطلاق النار من التجفيف أثناء عملية التصوير. في حين الجليسرين والعدسات النفط لها NA حتى أعلى من العدسات الماء، وأنها تتطلب استخدام ساترة، وهو غير عملي جدا مع عينة حجم قمة تبادل لاطلاق النار، والتي تحافظ أيضا نموا خلال التجارب مرور الزمن. نظرا لحجم العينات (اعتمادا على مراحل الأزهار، ويمكن أن يكون أكوام أكثر من 150 ميكرون سميكة)، فمن المهم أيضا أن استخدام العدسات مع مسافة العمل الطويلة. ونحن عادة استخدام عدسة 20 أو 40X مع NA من 1 ومسافة العمل من 1،7-2،5 مم. برنامج المجهر متحد البؤر يوفر عدة طرق لتصور البيانات متحد البؤر، بما في ذلك إعادة بناء ثلاثية الأبعاد (الشكل 2، B1، B2 و B4) والآراء شريحة (الشكل 2، B3). في حين أن وجهات النظر الأكثر شيوعا ثلاثية الأبعاد هي أقصى التوقعات كثافة مبائر Z-مداخن (الشكل 2، B1 و B4)، بعض البرامج (مثل ZEN وImaris) تقديم وجهات النظر الشفافية التي بتصفية إشارة من أعمق أجزاء من العينة (الشكل 2، B2)، والتي يمكن أن تكون مفيدة عند النظر في العمليات التي تجري، أو الجينات التي أعرب عنها في وطبقة البشرة. كثافة إشارة إما أن تكون مشفرة مع لون واحد (الشكل 2، B1)، وذلك باستخدام بكسل الأسواق العالمية ضغطهاnsity، أو باستخدام رمز اللون (الشكل 2، B4). يعيش التصوير متحد البؤر يوفر ليس فقط الأفكار النوعية قيمة في التنمية زهرة، كما أنه يحتمل أن يوفر علماء البيولوجيا التطورية مع ثروة من البيانات الكمية. برامج مختلفة (على سبيل المثال Imaris، فيجي، MARS-ALT، MorphographX 15، 20، 21) يسمح لتقدير عدد أو حجم الخلايا معربا عن واحد أو عدة صحفيين، أو على مستوى التعبير مراسل في خلايا مختلفة. ويمكن أيضا أن مثل هذه البرامج يمكن استخدامها لتنفيذ تجزئة الخلية التلقائي، وتتبع الأنساب الخلايا وقياس النمو. هذا البرنامج يقدم أدوات مختلفة مماثلة، ولكنه يختلف أيضا في نواح كثيرة. تم تصميم MARS-ALT وMorphoGraphX خصيصا للمحطات 15، 20، 21، على عكس Imaris لالثانية فيجي. MorphoGraphX ​​يسمح فقط للتجزئة وتحليل طبقة البشرة، في حين Imaris وMARS-ALT تسمح للتجزئة وتحليل العينة كلها. ومع ذلك، MARS-ALT يتطلب التصوير مسبق من نفس العينة من ثلاث زوايا مختلفة 15، وImaris يتطلب سوى كومة واحدة. الوصول إلى المعلومات الكمية أمر بالغ الأهمية لزيادة فهمنا للتنمية زهرة.

معظم جسم النبات يشكل بعد embryonically من مجموعات من الخلايا الجذعية تقع في أو بالقرب من الحافة - أو الخلايا الإنشائية قمية - من يطلق النار والجذور. جميع الهياكل فوق الأرض من النبات الكبار مستمدة من تبادل لاطلاق النار النسيج الإنشائي القمي (SAM)، التي تنتج بشكل مستمر أجهزة الجانبية على جنباته: يغادر خلال المرحلة الخضرية، والخلايا الإنشائية زهرة (وزراء الخارجية) بعد أن التحولات إلى المرحلة الإنجابية. وزراء خارجية بدورها تتطور إلى الزهور. في حين أن نبات الأرابيدوبسيس SAM تنتج أجهزة الجانبية واحد في كل مرة، في، ونمط دوامة متكررة، وزراء خارجية تنتج أربعة أنواع من الأعضاء الزهرية في غضون أربعة جدلات، بطريقة متزامنة جزئيا، مع البرامج التنموية متعددة يتفكك في وقت واحد. تم الشبكات الوراثية الكامنة وراء تحديد هوية الأعضاء الزهرية مختلفة فك شفرتها جزئيا (للاستعراض، انظر المراجع 1 و 2)، ولكن العديد من جوانب الإنمائية لل زهرةالإقليم الشمالي، مثل تحديد المواقع الجهاز الأزهار وتعريف الحدود بين جدلات، لا تزال غير مفهومة. الدراسات الجينية الجزيئية الأولى من تطوير محطة تعتمد في الغالب على تقنيات مثل التهجين في الموقع وصحفيين المكتب المركزي للاحصاءات لتحليل التعبير الجيني. في حين أن هذه الطرق قد وفرت ثروة من المعلومات وساهمت في فهمنا لنمو النبات والتنمية زهرة إلى حد كبير، وهناك قيود هامة: أنها تفتقر إلى قرار الخلوي جيد، لا تسمح لمراقبة سهلة من نمط التعبير عن جينات متعددة في نفس العينات، والأهم من ذلك، يمكن أن ينطبق إلا على الميت الأنسجة الثابتة. والتغلب على التطورات الحديثة في الفحص المجهري متحد البؤر هذه القيود، وتوفير علماء البيولوجيا التطورية مع أداة قوية للتحقيق في العمليات الأساسية التشكل النبات. على وجه الخصوص، متحد البؤر المجهري يسمح لمراقبة الأنسجة والأعضاء الحية في جميع أنحاء تشكيلها، وهو جritical إلى فهم كامل عملية ديناميكية جوهري مثل التنمية. وقد استخدم التصوير متحد البؤر الحية على نطاق واسع لتحليل نمو الجوي من النباتات وإنتاج أجهزة الجانبية من قبل SAM (على سبيل المثال يحيل الى 3، 4، 5، 6)، ولكن باستثناء عدد قليل من التقارير (مثل الإشارات 7، 8، 9، 10)، لم يتم تطبيقها على نطاق واسع لدراسة تطوير زهرة. هي بروتوكولات التصوير متحد البؤر المباشر لSAM المتاحة (مثل يحيل الى 11، 12)، وتوفر قاعدة جيدة لكيفية صورة براعم الزهور النامية التي تحيط SAM. ومع ذلك، براعم الزهور التصوير تقدم تحديات محددة: على سبيل المثال،براعم الزهور تصبح بسرعة أكبر من SAM، وفي المرحلة 4، كأسية تبدأ تغطي FM (مراحل كما هو موضح في اشارة 13)، ويعتم مضان من وراء الأنسجة (الشكل 2A). هنا، ونحن نقدم بروتوكول مفصلة تشرح كيفية تنفيذ الحية التصوير متحد البؤر على تطوير نبات الأرابيدوبسيس براعم الزهور باستخدام إما تستقيم أو مجهر مقلوب وعدسة المياه غمس. نشرنا سابقا هذا البروتوكول في اشارة 14.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="858">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">Forceps&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">72701-D</td>
			<td style="width:325px;">Dumont Style 5 Inox, for apex dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Pin Vise</td>
			<td style="width:143px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:119px;">13560</td>
			<td>80 cm long, for sepal ablation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Straight Stainless Steel Needles&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">13561-50</td>
			<td>0.1 mm Diameter, 1.2 cm long, for sepal ablation</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">Round plastic boxes</td>
			<td style="width:143px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td align="right" style="width:119px;">64332</td>
			<td>transparent, 6 cm diameter, 2 cm deep, to use as dissecting dishes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rectangular hinged boxes</td>
			<td>Durphy Packaging Co.&#160;</td>
			<td style="width:119px;">DG-0730</td>
			<td>transparent, 2-7/8&#8221; long, 2&#8221; wide, 1-1/4&#8221; deep, to use as imaging dishes with an upright microscope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">Tissue Culture Dishes, Polystyrene, Sterile</td>
			<td style="width:143px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">25382-064</td>
			<td>transparent, 3.5 cm diameter, 1 cm deep,to use as imaging dishes with an inverted microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">P10 and P1000 pipettes&#160;</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>with corresponding filter tips</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stereomicroscope&#160;</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>with an 80-90 x maximum magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laser ablation system</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>for sepal ablation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="2" height="21" style="height:21px;">Laser scanning confocal microscope system</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">20 or 40 x water-dipping lens</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>with a NA of 1 and a working distance of 1.7-2.5 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Agarose</td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sucrose</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Murashige and Skoog basic salt mixture</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">M5524</td>
			<td>without vitamins</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Myo-inositol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I7508</td>
			<td>vitamin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Nicotinic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">N0761</td>
			<td>vitamin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pyridoxine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6280</td>
			<td>vitamin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Thiamine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T1270</td>
			<td>vitamin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Glycine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8790</td>
			<td>vitamin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">N6-Benzyladenine&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">B3408</td>
			<td>BAP, a cytokinin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Propidium iodide solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P4864</td>
			<td>1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">FM4-64</td>
			<td style="width:143px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">F34653</td>
			<td>dilute in water to 80 &#956;g/mL, to stain the plasma membranes</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live confocal imaging of developing arabidopsis flowers

وقد اعتمدت الدراسة نمو النبات والتنمية طويلة على تقنيات تجريبية باستخدام الميتة والأنسجة الثابتة وتفتقر إلى قرار الخلوي السليم. التطورات الحديثة في الفحص المجهري متحد البؤر، جنبا إلى جنب مع تطوير العديد من fluorophores، والتغلب على هذه القضايا وفتح إمكانية لدراسة التعبير عن جينات عدة في وقت واحد، مع قرار الخلوي جيد، في عينات حية. يوفر العيش التصوير متحد البؤر علماء الأحياء النباتية مع أداة قوية لدراسة التنمية، واستخدمت على نطاق واسع لدراسة نمو الجذور وتشكيل أجهزة الجانبية على الجناحين تبادل لاطلاق النار النسيج الإنشائي القمي. ومع ذلك، لم يتم تطبيقها على نطاق واسع لدراسة تطوير زهرة، ويرجع ذلك جزئيا إلى التحديات التي تخص التصوير الزهور، مثل كأسية التي تنمو على النسيج الإنشائي زهرة، وتصفية مضان من الأنسجة الكامنة. هنا، نقدم بروتوكول مفصل لأداء الحي التصوير متحد البؤر على الهواء مباشرة، وتطوير العربيةidopsis براعم الزهور، وذلك باستخدام إما تستقيم أو مجهر مقلوب.

ويبين الشكل 2 وجهات نظر مختلفة من مبائر Z-أكوام من العيش براعم زهرة نبات الأرابيدوبسيس التعبير عن مختلف الجينات مراسل الفلورسنت، وملطخة إما يوديد propidium (الشكل 2، A-C5 وG) أو FM4-64 (الشكل 2، E1-F) ل تقديم مشروع قرار الخلوية واضح. معظم أنظمة مبائر تسمح للتصوير اثنين fluorophores مع عدم تداخل الأطياف الانبعاثات مثل GFP أو YFP مع أي من يوديد propidium أو FM4-64 (الشكل 2A - 2F). نظم أفضل متحد البؤر هي أيضا قادرة على فصل fluorophores متعددة مع أطياف الانبعاث متداخلة جزئيا في نفس العينات، مثل GFP وYFP، وعن dsRed ويوديد propidium (الشكل 2G). وتعرض ثلاثة أمثلة من تجارب الوقت الفاصل في الشكل2 وتظهر براعم الزهور النامية عادة بعد إجراء الاستئصال SEPAL إما مع نظام الاستئصال بالليزر (الشكل 2، C1-C5 وD1-D5) أو يدويا مع دبوس ملزمة ومسمار معدني (الشكل 2، E1-E2). لاحظ أن برعم زهرة هو مبين في الشكل 2، E1-E2 هو من نبات متحولة سوبرمان-1، وهذا هو السبب لم يتم الالتزام براعم خباء في وسط برعم في مرحلة 7. ليزر الاجتثاث من براعم SEPAL الناشئة في برعم زهرة هو مبين في الشكل 2، C1-C5 يمنعهم من تغطية FM، التي لا يزال من الممكن تصويرها في المرحلة 5 (الشكل 2، C5). على العكس من ذلك، في حالة برعم زهرة هو مبين في الشكل 2، D1-D5، الاستئصال بالليزر تأخر النمو فقط سيبال، ولكن كأسية نما في نهاية المطاف لتغطية معظم FM من المرحلة 5 (الشكل 2، D5 </قوية&gt;). على العكس من ذلك، إذا تم استخدام الكثير من السلطة ليزر ومسكن وقت خلال الاستئصال بالليزر، وينتشر الأضرار التي لحقت الجزء المركزي من زهرة ويؤثر على نموها، وأحيانا يؤدي إلى وفاة لاحق من برعم زهرة كله. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/55156/55156fig2.jpg" /> الشكل 2: تصور مبائر Z-أكوام من براعم الزهور الحية. A و B2 وجهات نظر الشفافية؛ B1 و B4-G هي أقصى التوقعات كثافة. B3 هو وجهة نظر شريحة متعامد. (A - E2) الزهور تعبر عن مراسل فينوس لجين APETALA3 (الأخضر)؛ كانت ملطخة جدران الخلايا مع يوديد propidium (أحمر، باستثناء B4 والأخضر). (A) الإزهار. الأرقام تشير إلى مراحل الأزهار. كأسية في المرحلة 4 و 5 الزهور تصفية مضان لمراسل الزهرة، التي عادة FOالتربيعي حلقة. لاحظ أن بعض براعم الزهور تبدو مائلة مقارنة الإزهار. (B1 - B4) أربعة وجهات نظر مختلفة من نفس متحد البؤر Z-كومة من برعم مرحلة 5 زهرة: أقصى التوقعات كثافة (B1 و B4) مع فينوس كثافة إشارة مشفرة مع كثافة بكسل في اللون الأخضر (B1) أو مع رمز اللون النار (B4، يظهر رمز اللون في الجزء السفلي من لوحة)؛ عرض الشفافية (B2) وعرض شريحة متعامد (B3، يشار إلى التوجه XY، XZ وYZ من شرائح في لوحة). (C1 - C5) 4 أيام الوقت الفاصل بين برعم زهرة فردية من المرحلة 3 إلى المرحلة 5؛ أداء تذرية ليزرية (وضعت الصفات البيضاء) في يوم 1 و 3 أيام كانت كافية لمنع كأسية من تغطية وسط برعم زهرة في مرحلة 5. (D1 - D5) 4 أيام الوقت الفاصل بين برعم زهرة فردية من المسرح3 مرحلة 5؛ كانت تذرية ليزرية أجريت يوم 1 و 2 و 3 كافية لمنع كأسية من تغطية وسط برعم زهرة. (E1 - E2) الفردية برعم زهرة بعد الإزالة اليدوية للمجافي المحور وكأسية متجه نحو المحور (E1)، وجميع كأسية (E2)؛ وتشير السهام البيضاء كأسية المتبقية. وتشير العلامات النجمية البيضاء الندوب الناتجة عن إزالة كأسية. (F) المرحلة 7 زهرة apetala1-1 تعبر عن مراسل DR5-3xVenusN7 18 (الأخضر)؛ كانت ملطخة أغشية البلازما مع FM4-64 (الأحمر)؛ وتشير السهام الزرقاء هياكل تشبه أوراق التي تحل محل كأسية ولا تغطي برعم زهرة. (G) المرحلة 4 برعم زهرة تعبر عن مراسل GFP الفلورسنت لDORNROSCHEN مثل 7 (الأخضر)، وهو مراسل فينوس لسوبرمان (الحمراء)، ومراسل لعن dsRed CLAVATA3 19 (السماوي). خلاياكانت ملطخة الجدران مع يوديد propidium (الرمادي). د: اليوم؛ أولا: المرحلة. الحانات النطاق = 25 ميكرون. المقياس هو متطابقة في B1، B2 وB4، في C1-C5 وفي D1-D5. تم تعديل هذا الرقم من إشارة 14. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55156/55156fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers at JoVE.com

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

يوفر العيش التصوير متحد البؤر علماء الأحياء مع أداة قوية لدراسة التنمية. هنا، نقدم بروتوكول مفصل عن التصوير متحد البؤر المباشر لتطوير الزهور نبات الأرابيدوبسيس.

يعيش متحد البؤر التصوير من تطوير نبات الأرابيدوبسيس الزهور

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

live-confocal-imaging-of-developing-arabidopsis-flowers

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.7K Views.  California Institute of Technology.  يوفر العيش التصوير متحد البؤر علماء الأحياء مع أداة قوية لدراسة التنمية. هنا، نقدم بروتوكول مفصل عن التصوير متحد البؤر المباشر لتطوير الزهور نبات الأرابيدوبسيس. 

Video: Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

يعيش التصوير لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; العذراء العين

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

In Vitro Differentiation of Mature Myofibers for Live Imaging

Skeletal muscles are composed of myofibers, the biggest cells in the mammalian body and one of the few syncytia. How the complex and evolutionarily conserved structures that compose it are assembled remains under investigation. Their size and physiological features often constrain manipulation and imaging applications. The culture of immortalized cell lines is widely used, but it can only replicate the early steps of differentiation.
Here, we describe a protocol that enables easy genetic manipulation of myofibers originating from primary mouse myoblasts. After one week of differentiation, the myofibers display contractility, aligned sarcomeres and triads, as well as peripheral nuclei. The entire differentiation process can be followed by live imaging or immunofluorescence. This system combines the advantages of the existing ex vivo and in vitro protocols. The possibility of easy and efficient transfection as well as the ease of access to all differentiation stages broadens the potential applications. Myofibers can subsequently be used not only to address relevant developmental and cell biology questions, but also to reproduce muscle disease phenotypes for clinical applications.

In Vitro Differentiation of Mature Myofibers for Live Imaging

Muscle cells are among the most complex eukaryotic cells. We present a protocol for the in vitro differentiation of highly mature myofibers that allows for genetic manipulation and clear imaging during all developmental stages.

في المختبر تمايز الناضجة Myofibers للتصوير لايف

Skeletal muscles are composed of myofibers, the biggest cells in the mammalian body and one of the few syncytia. How the complex and evolutionarily ...

A Simple Chamber for Long-term Confocal Imaging of Root and Hypocotyl Development

Several aspects of plant development, such as lateral root morphogenesis, occur on time spans of several days. To study underlying cellular and subcellular processes, high resolution time-lapse microscopy strategies that preserve physiological conditions are required. Plant tissues must have adequate nutrient and water supply with sustained gaseous exchange but, when submerged and immobilized under a coverslip, they are particularly susceptible to anoxia. One strategy that has been successfully employed is the use of a perfusion system to maintain a constant supply of oxygen and nutrients. However, such arrangements can be complicated, cumbersome, and require specialized equipment. Presented here is an alternative strategy for a simple imaging system using perfluorodecalin as an immersion medium. This system is easy to set up, requires minimal equipment, and is easily mounted on a microscope stage, allowing several imaging chambers to be set up and imaged in parallel. In this system, lateral root growth rates are indistinguishable from growth rates under standard conditions on agar plates for the first two days, and lateral root growth continues at reduced rates for at least another day. Plant tissues are supplied with nutrients via an agar slab that can be used also to administer a range of pharmacological compounds. The system was established to monitor lateral root development but is readily adaptable to image other plant organs such as hypocotyls and primary roots.

Presented here is a simple technique for high-resolution confocal time-lapse imaging of root and hypocotyl development for up to 3 days using high numerical-aperture objectives and perfluorodecalin as an immersion medium.

غرفة بسيطة للتصوير متحد البؤر على المدى الطويل من تطوير الجذر والهيبوكوتيل

Several aspects of plant development, such as lateral root morphogenesis, occur on time spans of several days. To study underlying cellular and ...

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

طويلة الأجل تصوير لايف<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; القرص العين

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

في المختبر زراعة ovule للتصوير خلايا حية من الاستقطاب الزيجوت والزخرفة الجنين في التمويل نبات

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

تصوير لايف من ماوس الثانوي باليت فيوجن

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

تصوير الخلايا الحية لفصل الكروموسومات أثناء الانقسام

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Confocal Live Imaging of Shoot Apical Meristems from Different Plant Species

The shoot apical meristem (SAM) functions as a conserved stem cell reservoir and it generates almost all aboveground tissues during the postembryonic development. The activity and morphology of SAMs determine important agronomic traits, such as shoot architecture, size and number of reproductive organs, and most importantly, grain yield. Here, we provide a detailed protocol for analyzing both the surface morphology and the internal cellular structure of the living SAMs from different species through laser scanning confocal microscope. The whole procedure from the sample preparation to the acquisition of high resolution three-dimensional (3D) images can be accomplished within as short as 20 minutes. We demonstrate that this protocol is highly efficient for studying not only the inflorescence SAMs of the model species but also the vegetative meristems from different crops, providing a simple but powerful tool to study the organization and development of meristems across different plant species.

This protocol presents how to live image and analyze the shoot apical meristems from different plant species using laser scanning confocal microscopy.

[كنفوكل] تصوير مباشر من تبادل لإطلاق النار قمية الخلايا الإنشائية من الأنواع النباتية المختلفة

The shoot apical meristem (SAM) functions as a conserved stem cell reservoir and it generates almost all aboveground tissues during the postembryonic ...

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits are required to control this behavior. Failure to produce the rhythmic pattern of contractions can be indicative of neurological abnormalities. We previously found that defects in protein O-mannosylation, a posttranslational protein modification, affect the axon morphology of sensory neurons and result in abnormal coordinated muscle contractions in embryos. Here, we present a relatively simple method for recording and analyzing the pattern of peristaltic muscle contractions by live imaging of late stage embryos up to the point of hatching, which we used to characterize the muscle contraction phenotype of protein O-mannosyltransferase mutants. Data obtained from these recordings can be used to analyze muscle contraction waves, including frequency, direction of propagation and relative amplitude of muscle contractions at different body segments. We have also examined body posture and taken advantage of a fluorescent marker expressed specifically in muscles to accurately determine the position of the embryo midline. A similar approach can also be utilized to study various other behaviors during development, such as embryo rolling and hatching.

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Here, we present a method to record embryonic muscle contractions in Drosophila embryos in a non-invasive and detail-oriented manner.

التصوير الحي وتحليل تقلصات العضلات في جنين دروسوفيلا

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in vivo imaging techniques can provide a clear window into these processes in the living organism. For example, dividing cells and their progeny can be followed in real time as the nervous system forms. In recent years, technical advances in multicolor techniques have expanded the types of questions that can be investigated. The multicolor Brainbow approach can be used to not only distinguish among like cells, but also to color-code multiple different clones of related cells that each derive from one progenitor cell. This allows for a multiplex lineage analysis of many different clones and their behaviors simultaneously during development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells over real time within the developing zebrafish nervous system. This is particularly useful for following cellular interactions among like cells, which are difficult to label differentially using traditional promoter-driven colors. Our approach can be used for tracking lineage relationships among multiple different clones simultaneously. The large datasets generated using this technique provide rich information that can be compared quantitatively across genetic or pharmacological manipulations. Ultimately the results generated can help to answer systematic questions about how the nervous system develops.

In vivo imaging is a powerful tool that can be used to investigate the cellular mechanisms underlying nervous system development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells in real time within the developing zebrafish nervous system.

تصور الدماغ النامية في سمك الحمار الوحشي المعيشة باستخدام Brainbow والوقت الفاصل Confocal التصوير

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...