Name: live confocal imaging of developing arabidopsis flowers
Uploaded: 2017-04-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 27 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers at JoVE.com

Der Autor wünscht Prof. Elliot M. Meyerowitz für seine Unterstützung und Kommentare über das Manuskript, sowie Ann Lavanway am Dartmouth College und Dr. Andres Collazo an dem Biologische Imaging Facility am Caltech für ihre Hilfe bei der Lösung technische Probleme mit denen danken Live-konfokale Bildgebung. Nathanaël Prunet Arbeit wird von der US National Institutes of Health durch Grant-R01 GM104244 zu Elliot M. Meyerowitz unterstützt.

1. Medien und Geschirr Vorbereitung <ol><li> Bereiten Geschirr durch Füllen runden Kunststoffboxen (ca. 6 cm breit, 2 cm tief) bis 0,5 cm mit 2% Agarose sezieren. </li><li> Bereiten Speisen Bildgebung. <ol><li> Für ein aufrechtes Konfokalmikroskop füllt rechteckige Kunststoffkästen angelenkt (ca. 7 cm lang, 4,5 cm breit, 3 cm tief) bis 0,5 cm mit Abbildungsmedium (Abschnitt 1.3, &quot;Imaging Medium&quot; sehen; 1F). </li><li> Für ein invertiertes Konfokalmikroskop: füllen kleine Petrischale (etwa 3,5 cm breit, 1 cm tief) genau bis zum Rand mit Abbildungsmedium (Abschnitt 1.3, „Imaging Medium“ sehen; 1G). </li></ol></li><li> Bereiten Bilderzeugungsmedium. <ol><li> Für Einzelpunktabbildungs ​​Verwenden 1% Agarose. </li><li> Für Zeitraffer-Experimente verwenden apex Wachstumsmedium (Murashige und Skoog 0,5x basalen Salzmischung ohne Vitamin, 1% Saccharose, 0,8% Agarose, pH 5,8 mit Kalium-hydroxidE - Lösung, ergänzt mit Vitamin [0,01% myo-Inosit, 0,0001% Nicotinsäure, 0,0001% Pyridoxin - Hydrochlorid, 0,001% Thiamin - Hydrochlorid, 0,0002% glycin] und Cytokinin [500 nM N6-Benzyladenin]) 15. </li></ol></li></ol> 2. Pflanzenwachstum <ol><li> Sow sterilisierten Samen auf MS-Platten (0,5 oder 1x Murashige und Skoog basalen Salzmischung ohne Vitamin, 0,8% Agar, pH 5,8 mit Kalilauge) mit geeigneter Auswahl. Ort Platte in langen Tag (16 h Licht) oder kontinuierlich Tag, 16-22 ° C Bedingungen für zwei Wochen. </li><li> Sämlinge auf Böden mit einem ausreichenden Abstand robuste Entwicklung zu ermöglichen. Platz Pflanzen in kurzem Tag, 16-22 ° C Bedingungen für drei Wochen. HINWEIS: Wachsende Anlagen in langen Tag oder kontinuierliche Tages Bedingungen direkt nach führt zu vorzeitiger Blüte und Blütenständen Umpflanzen, die weniger kräftig sind, und viel schwerer zu sezieren. In ähnlicher Weise lassen Pflanzen unter Kurztag conditIonen für mehr als drei Wochen Ergebnisse in Tageslänge unabhängige Blüte und Blütenstände, die weniger kräftig sind. </li><li> Transfer Pflanzen langen Tag (16 h Licht) oder Dauer Tag, 16-22 ° C Bedingungen, bis sie blühen. Shoot Scheitel sind am einfachsten zu sezieren, wenn der Blütenstand 2-10 cm lang ist. </li></ol> 3. Dissektion der Spross <ol><li> Optional: einen feinen Schleifstein und einen Tropfen Leichtöl verwenden, schärft Pinzette unter dem Stereomikroskop sie schaufelartigen, nicht punktförmig zu machen. </li><li> Entfernen Schoten, ältere Blütenknospen und sekundäre Infloreszenzen aus dem primären Blütenstand durch die Basis der Stielen mit der Zange drücken, bis sie brechen. Entfernen so viele Blumen wie möglich , ohne Vergrößerung (Abbildung 1, vergleichen , A und B). </li><li> Mit einer Pinzette, Pierce ein vertikales Loch in der Agarose von einem Präpariermikroskop dish, schnitt die letzten 0,5 cm des Blütenstandes und kleben sie vertikal in der Agarose. Der RestBlütenknospen über der Agarose-Oberfläche sein muss. </li><li> Füllen Sie das Abbildungsschale mit sterilem, entionisiertem Wasser, so dass die Triebspitze vollständig eingetaucht ist. Legen Sie das Sezieren Schal unter dem Stereomikroskop und entfernen die eingeschlossene Luft um die Triebspitze durch Wasserstrahlen mit einer 1000 &amp; mgr; l - Pipette zu schaffen (Figur 1, zu vergleichen , C und D). </li><li> Unter dem Stereomikroskop mit Hilfe der Zange Blütenknospen zu entfernen , die durch Drücken auf der Basis des Stieles oder der Oberseite des bud bis die peduncle Pausen (1E) nicht abgebildet wird. Es ist wichtig, dass die Stielen brechen sauber an der Kreuzung mit dem Stamm, der als Überbleibsel Stielen der Entfernung der jungen Blütenknospen behindern. </li><li> Wenn Bildgebung nur Blütenknospen Stufe 5 und jünger (2A), entfernen , das Wasser vor der Stufe 6-8 Blütenknospen zu sezieren. Wenn Imaging-Blütenknospen Stufe 5 und älter, bis Kelchblatt Ablation gehen (siehe Abschnitt 5.1). Andernfalls Proceed 3.7 zu treten. </li><li> Mit einer Pinzette, durchdringt ein vertikales Loch in dem Medium eines bildgebenden Schals, und hält die sezierten apex aufrecht in dem Medium, so daß nur die Sprossapikalmeristem und umgebenden Blütenknospen über der Oberfläche des Mediums sind. Je nachdem , welche Blütenknospe (n) abgebildet werden sollen, kann es notwendig sein , die Probe leicht zu kippen, wie Blütenknospen sind notwendigerweise nicht genau ausgerichtet wie die Schaft (2A). </li><li> Gehen Sie die Probe Färbung, wenn nötig. Wenn dies nicht der Färbung und / oder die Abbildung der Probe sofort, Wasser und die Abbildungs ​​Schale schließen eine Austrocknung zu verhindern. Wenn ein invertiertes Mikroskop, stellen die Abbildungsschal in einer transparenten Kunststoff-Box und schließen. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55156/55156fig1.jpg" /> Abbildung 1: Herstellung der Triebspitzen für Live - konfokale Bildgebung. (A - E) Dissection of aTriebspitze für die Bildgebung. Blütenstand vor (A) und nach (B) Entfernung von Schoten und älteren Blumen. (C - D) Sprießen in Wasser in Sezieren dish getaucht, mit einer Luftblase an der Spitze (C) aufgefangen und nach dem Entfernen der Luftblase (D). (E) in der Triebspitze Sezieren Schale nach der Sektion der Blütenknospen älter als Stufe 5. (F - G) Ansicht von Spross Scheiteln in der Abbildungsschale auf der Stufe eines Pfostens (F) und invertierte (G) Konfokalmikroskop . In (F), eine 40 - facher Wassertauchlinse über einen der Scheitel positioniert ist , mit der Spitze der Linse in Wasser eingetaucht. In (G), wird die Triebspitze des Kopf über der 40X Wassertauchlinse positioniert ist , mit einer Wassersäule das Abbildungsmedium an die Spitze der Linse verbindet. Die kleinere Platte in (F) zeigt eine higihre Vergrößerungsansicht des Bereichs in dem roten Rechteck, mit einem Scheitelpunkt in shoot Abbildungsmedium eingeführt ist; rote und blaue Linien zeigen die Oberfläche des Mediums bzw. Wassers. (H - I) Beispiele für maßgeschneiderte Vorrichtungen , die an der Spitze der Wassertauchlinse Zugabe von mehr Wasser ermöglichen: eine Silikongummihülse , die aus einem Zündkerzenstecker (H) und einen provisorischen Muffe von dem Finger eines gemacht puderfreie Latexhandschuh (G). Maßstabsbalken = 0,5 cm in (A) und (B), 0,1 cm in (C) und (D), und 100 &amp; mgr; m in (E). Diese Zahl wurde zunächst in Bezug 14 veröffentlicht. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55156/55156fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55156/55156fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 4. Die Färbung HINWEIS: Die Zellwände oder Plasmamembranen können jeweils mit Propidiumiodid oder FM4-64, gefärbt werden, zelluläre Auflösung zu erreichenwährend der Bildgebung. Alternativ Reporterlinien mit fluoreszierenden Proteinen an die Plasmamembran markiert 6 kann verwendet werden, 16. <ol><li> Entfernen von Wasser aus dem bildgebenden Schale, und sorgen für die Oberfläche des Medium trocken ist zu vermeiden, um den Farbstoff zu verdünnen. </li><li> Unter dem Stereomikroskop, gelten 20 bis 30 &amp; mgr; l von entweder 1 mg / ml Propidiumiodid-Lösung oder 80 ug / ml FM4-64 Lösung des sezierten Scheitel mit einer 10 &amp; mgr; l-Pipette. Achten Sie darauf, die gesamte Probe in Farbstoff bedeckt ist, eine homogene Färbung zu gewährleisten. </li><li> Färbung für 2 min, wenn Propidiumjodid verwendet wird, oder 20 min, wenn FM4-64 verwenden. </li><li> Spülen zweimal mit sterilem, deionisiertem Wasser hergestellt. </li></ol> 5. Sepal Abtragung HINWEIS: In der Stufe 4, startet Kelchblatt primordia die UKW-Abdeckung. Wie sie wachsen, filtern sie die Fluoreszenz von darunter liegendem Gewebe, und den Abbildungsprozess behindern. Sepals kann entweder manuell entfernt werden, einen Metallstift mounte Verwendungd auf einem Stift-Schraubstock, oder verhindert auf Schwellen Kelchblatt primordia unter Verwendung der Laserablation zu wachsen. Alternativ ist es möglich , in einigen Fällen Mutanten , wie apetala1-1 zu verwenden, in denen Kelchblätter fehlen oder durch blattartige Organe ersetzt, die die FM nicht abdecken , während der zentrale Teil der Blüte normalerweise (2F) entwickelt 17. <ol><li> Sepal Ablation auf Blütenknospen Stufe 5 und älter mit einem Stift-Schraubstock Halten eines geraden Metallnadel (2, E1-E2) <ol><li> Legen Sie das Sezieren Schale mit der Spitze seziert unter dem Stereomikroskop, und stellen Sie die Vergrößerung auf Maximum. Tauchen Sie die Triebspitze in sterilem, entionisiertes Wasser, oder alternativ, mit einer 1000 &amp; mgr; l-Pipette Wasser auf die Triebspitze regelmäßig anzulegen, während die Kelchblätter sezieren. </li><li> Mit dem Pin-Schraubstock, positionieren den Stift an der Oberseite des abaxial Kelchblatt, tangential zur Spross. Drücken Sie vorsichtig von der Triebspitze des Kelchblatt weg, bis es weg brichtvon der Blütenknospe. </li><li> Gehen Sie in ähnlicher Weise mit dem adaxial Kelchblatt, sondern drücken Sie das Kelchblatt in Richtung der Triebspitze. </li><li> Fahren Sie in ähnlicher Weise mit den seitlichen Kelchblättern, aber den Stift radial zur Triebspitze positionieren, und schieben die Kelchblätter zur Seite, weg von der Blütenknospe. </li><li> Tauchen Sie die Sprosszellen in sterilem, deionisiertem Wasser für ein paar Minuten einer Austrocknung zu verhindern. </li></ol></li><li> Laserablation von Kelchblatt primordia im Stadium 3-4 (Abbildung 2, C5-D5) <ol><li> Platzieren Sie die Abbildungsschal mit dem Schmutzfleck, sezierten Scheitel auf dem konfokalen Mikroskoptisch. Lokalisieren und konzentrieren sich auf dem Scheitelpunkt, als ob es das Bild vorbereitet (siehe Abschnitt 6, „imaging Setup“). </li><li> Laserablation Systemsoftware verwendet wird, definiert die Ablationszone, der den Kamm und die Spitze des Schwelle Kelchblatt primordia entspricht, bevor sie für die Blumen Meristem beginnen (in der Regel in der Stufe 3 für abaxial und adaxial Kelchblätter, und im späten Stadium 3 / early Stufe 4 zur seitlichen seKumpels). </li><li> Set Laserleistung und Verweilzeit, um geeignete Parameter genügend Zellen abzutragen, ohne zu viel Schaden an dem darunter liegenden Gewebe zuzufügen. Normalerweise müssen in Abhängigkeit von dem Laser-Ablation System verwendet wird, geeignete Parameter zunächst durch einen Trial-and-Error-Prozess identifiziert werden, dass genügend Zellen, um sicherzustellen, entfernt, um die Kelchblätter zu verhindern, um anschließend über die FM zu wachsen, ohne den Rest der Blüte zu beeinflussen Knospe. Mit zu viel Laserleistung und Verweilzeit führt zu Schäden an der Mitte der Blüte, sein Wachstum und / oder das Überleben zu beeinflussen. Sobald die richtigen Parameter identifiziert worden sind, können sie für nachfolgende Experimente wiederverwendet werden. HINWEIS: Wenn der anfängliche Ablation als unzureichend erweist, ist es möglich , auf eine zweite Ablation an den folgenden Tagen (Abbildung 2, C4 und D2) , um fortzufahren. </li></ol></li></ol> 6. Imaging-Setup <ol><li> Verwenden , um ein aufrechtes Mikroskop. <ol&gt; <li> Füllen Sie das Abbildungsschal mit den sezierten Scheiteln mit sterilem, entionisiertem Wasser , so dass die Oberfläche des Mediums in 2,5-5 mm Wasser (1F) abgedeckt ist. tauchen vollständig die Proben. HINWEIS: Bei dem mit einer aufrechten Mikroskop-Abbildungs ​​mehr Scheitel können in der gleichen Abbildungsschale gelegt werden. Wenn jedoch der Abbildungsprozess mehr als eine Stunde dauert, neigt Propidiumiodid verdünnt zu werden, und einige Proben könnten Wiederfärbung vor der Bebilderung benötigen. </li><li> Platzieren Sie die Abbildungsform auf dem Mikroskoptisch (Figur 1F). Niedriger die Wassertauchlinse und erhöht die Bühne so dass die Spitze der Linse im Wasser eintaucht. Vorsichtig vorgehen, um nicht die sezierten Scheiteln zu zerkleinern sind oder die Linse in dem Abbildungsmedium eintauchen. </li><li> Wenn eine Luftblase an der Spitze der Linse eingefangen wird, stellen Wasserstrahlen mit einer 1000 &amp; mgr; l-Pipette zu entfernen. </li><li> Unter Epifluoreszenz Beleuchtung, Ausrichtung einer der sezierten Scheitel in das Linsenfeld unter Verwendung des XY-conTroller. Schauen Sie durch die Okulare und konzentrieren sich auf die Probe, die die Z-Controller. Gehen Sie vorsichtig, um die Probe nicht zu zerquetschen. </li><li> Mit Hilfe der konfokalen Mikroskop-Software, zoomen auf der Blütenknospe abgebildet werden soll, und gehen Sie Ihre Probe Bildgebung. </li></ol></li><li> Verwenden , um ein inverses Mikroskop. <ol><li> Unter Verwendung eine 1,000 &amp; mgr; l-Pipette, einen Tropfen von sterilem, deionisiertem Wasser an der Spitze der Linse. </li><li> Halten Sie die Abbildungs ​​dish upside-down, und mit einer 1000 &amp; mgr; l-Pipette einen Tropfen von sterilem, deionisiertem Wasser auf zergliedert die Spitze hinzuzufügen. </li><li> Platzieren Sie die Abbildungs dish upside-down auf dem Mikroskoptisch (Figur 1G). Gehen Sie vorsichtig, um nicht die Probe zu vernichten. </li><li> Unter Epifluoreszenz Beleuchtungs Positionieren der sezierten apex über die Spitze der Linse, die die XY-Controller. Mit dem Z-Controller, senken vorsichtig die Stufe, bis die Probe die Wassertropfen an der Spitze der Linse erreicht. Eine Wassersäule bilden sollte between die Spitze der Linse und des Mediums. </li><li> Wenn die Wassersäule nicht bilden wird, vorsichtig einen Tropfen Wasser auf die Probe mit einer 1000 ul Pipette hinzu. Hinzufügen behelfsmäßige Hülsen auf die Linse , um mehr Wasser an seiner Spitze an, die die Errichtung und Aufrechterhaltung der Wassersäule (Figur 1H und 1I) erleichtert. </li><li> Unter Epifluoreszenz Beleuchtung, Blick durch die Okulare und konzentrieren sich auf die Probe, die die Z-Controller. Gehen Sie vorsichtig, um nicht die Probe zu vernichten. </li><li> Mit Hilfe der konfokalen Mikroskop-Software, zoomen auf der Blütenknospe abgebildet werden soll, und gehen Sie die Probe auf die Abbildung. </li></ol></li><li> Wenn Zeitraffer-Experimente durchgeführt wird, gießen Sie das Wasser aus dem Abbildungsschale und schließen Sie es Dehydration in zwischen den Zeitpunkten zu verhindern. Platzieren Sie die Abbildungsschale mit den Proben in langen Tag (16 h Licht) oder kontinuierlich Tag, 16-22 ° C Bedingungen. Re-Flecken-Proben vor jedem Zeitpunkt. HINWEIS: Während Zellen in developing Blütenorgane können schneller teilen, Zellen in der Blumen meristem divide ein- oder zweimal jeden zweiten Tag, und Zelllinien sind einfach alle 24 h mit Zeitpunkten zu verfolgen. wenn Bedarf jedoch zu sein, ist es möglich, Bild der Proben alle sechs Stunden. </li></ol> 7. Überlegungen auf der Abbildungsparameter HINWEIS: Wie die Abbildungsparameter einzustellen hängt viel von dem konfokalen System verwendet. Im Folgenden finden Sie Vorschläge für einige dieser Parameter, die mit jedem konfokales Mikroskop verwendet werden kann. Weitere Überlegungen zu den Abbildungsparametern, siehe die Diskussion Abschnitt und Bezugszeichen 14. <ol><li> Für die XY-Auflösung: 1024 x 1024 für eine gute zelluläre Auflösung verwenden. Alternativ verwenden 512 x 512 Bilderzeugungszeit zu verringern, auf Kosten der Auflösung. </li><li> Für die Z-Auflösung: stellen Sie die Schrittgröße auf 0,5-1,5 &amp; mgr; m. Absenken der Schrittgröße erhöht die Z Auflösung, sondern auch die Abbildungszeit. </li><li&gt; Für die Lochblende: das Pinhole zu 1-1,5 luftigen Einheiten eingestellt. das Pinhole erhöht eine Erhöhung der Intensität des Signals, sondern auch das Rauschen von nicht-Fokalebenen. </li></ol> 8. Visualisierung der konfokalen Daten <ol><li> Drehen Sie noch Bilder von Zeitpunkt der Blütenentwicklung in einen Film. <ol><li> Öffnen Sie die Standbilder (in jpeg oder tif - Format) in der Software (zB FiJi). </li><li> Zum Bild&gt; Stacks&gt; Bilder zu stapeln. Die offenen Bilder werden in einem Stapel gruppiert werden. </li><li> Wenn die Reihenfolge der Bilder im Stapel nicht zu der chronologischen Reihenfolge entspricht, verwenden Sie die Stack-Sorter-Plugin (Plugins&gt; Stacks&gt; Stack-Sorter), um sie neu zu ordnen. </li><li> Um den Stapel in einen Film zu drehen, gehen Sie auf Datei&gt; Speichern unter&gt; AVI. </li></ol></li></ol>

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Der Autor hat nichts zu offenbaren.

Hier stellen wir ein Protokoll für die Abbildung von lebenden, sich entwickelnden Arabidopsis Blütenknospen mit einem konfokalen Mikroskop und einem Wassertauchlinse. Während dies kann entweder mit einem aufrechten oder einem inversen Mikroskop durchgeführt wird, ist es einfacher und schneller die ersteren zu verwenden. Es ist auch erwähnenswert, dass verschiedene konfokale Systeme unterscheiden sich erheblich in Bezug auf Geschwindigkeit, Empfindlichkeit und die Fähigkeit, Wellenlängen zu trennen. Die besten konfokalen Mikroskopen ermöglichen nun mehrere verschiedene Bildkanäle (zB GFP, YFP, dsRed und Propidiumiodid; Abbildung 2 g) in den gleichen Proben. Einige konfokale Mikroskope sind mit einem spektralen Detektor ausgestattet, der die Fluoreszenz von mehreren Fluorophore sammeln können gleichzeitig und trennen sie danach. Wenn ein regulären Detektor muß jedoch ein Satz von Lasern und Filtern verwendet werden, um zu erregen und die Fluoreszenz von verschiedenen Fluorophoren zu trennen. Einige Fluorophore haben völlig unterschiedliche Emissionsspektren (zB GFP eind YFP) und kann gleichzeitig abgebildet werden. Andere Fluorophore haben teilweise überlappenden Emissionsspektren (zB GFP und YFP) und müssen in der Regel separat abgebildet werden sollen, die Belichtungszeit erhöht. Schließen Fluorophore oft Bebilderung erfordert auch beschränken, wie viel des Spektrums für jeden Kanal Fluoreszenz zu verhindern, dass ein Fluorophor aus undichten in einer anderen Kanal aufgefangen wird. Dies führt zu einem Verlust der Intensität des gesammelten Signals, das durch eine Erhöhung der Laserleistung und die Verstärkung kompensiert werden kann. Jedoch verlängerte Bildgebungszeit und eine erhöhte Laserleistung können Bleichmittel und / oder die Probe beschädigt werden. Eine erhöhte Laserleistung und / oder Verstärkung kann auch Hintergrundrauschen erhöhen. Optimierung der Signalintensität, die Auflösung und Abbildungszeit für jede Probe wird durch einen Trial-and-Error-Prozess durchgeführt und beinhaltet permanent Abwägungen. Dieses Protokoll wird erklärt, wie Live-konfokale Abbildung der Blütenknospen an der Flanke eines seziert Spross Entwicklung durchzuführen. Eskann argumentiert werden, dass die Tatsache, dass die Triebspitze nicht mit dem Rest der Anlage verbunden ist und in einem Medium wächst Cytokinine enthalten könnte beeinflussen SAM und Blütenentwicklung. Jedoch wurde dieses Medium empirisch durch einen Trial-and-Error - Prozess entwickelt , um die sezierten shoot Apikalmeristemen produzieren neue Blütenknospen an der normalen Plastochron zu gewährleisten, und dass diese Blütenknospen der Regel 15 zu entwickeln. Ebenso hat Kelchblatt Dissektion nicht erscheinen zu Genexpressionsmuster oder die Entwicklung des Restes der Blüte zu beeinflussen. Andere Protokolle Detail , wie Live - konfokale Bildgebung des SAM auszuführen noch mit dem Rest der Anlage befestigt (zB Referenz 11). Solche Protokolle angepasst werden könnten, und bieten eine nützliche Alternative für die Abbildung Blumen zu entwickeln, insbesondere wenn Cytokinin bezogenen Prozesse zu studieren. Sie stellen jedoch mehrere Nachteile: die Schaft längt und Verdrehungen, und ändert die Ausrichtung der Blütenknospen; einnd während Abbilden einen Triebspitze mit dem Rest der Anlage angebracht funktioniert gut mit einem aufrechten Mikroskop ist es viel komplizierter, so mit einem inversen Mikroskop zu tun. Immersionslinsen haben eine bessere numerische Apertur (NA) als „trocken“ Linsen (dh Linsen , die aus der Probe durch Luft getrennt sind) und daher eine feinere Auflösung der Probe zur Verfügung stellen, die kritisch ist , wenn ein konfokales Mikroskop. wodurch ein wasserabsorbierendes Tauchobjektiv bietet eine viel bessere NA als eine trockene Linse, während die Spitze während des Bilderzeugungsprozesses von dehydratisierenden shoot verhindern. Während Glycerin und Öl Linsen haben eine noch höhere NA als Wasserlinsen, erfordern sie die Verwendung eines Deckglases, das mit einer Probe von der Größe eines Spross sehr unpraktikabel ist, die auch wachsen während der Experimente Zeitraffer hält. Angesichts der Größe der Proben (in Abhängigkeit von den Blumenstufe Stapel kann mehr als 150 &amp; mgr; m dick sein), ist es auch wichtig, eine Linse mit einem großen Arbeitsabstand zu verwenden,. Wir verwenden typischerweise ein 20 oder 40-fach-Objektiv mit einer NA von 1 und einem Arbeitsabstand von 1,7-2,5 mm. Konfokalmikroskop Software bietet mehr Möglichkeiten konfokalen Daten sichtbar zu machen, einschließlich dreidimensionalen Rekonstruktionen (Abbildung 2, B1, B2 und B4) und Scheibe Ansichten (Figur 2, B3). Während die am häufigsten verwendeten dreidimensionalen Ansichten Maximumintensitätsprojektion des konfokalen Z-Stapels (2, B1 und B4) sind, irgendeine Software (zB ZEN und Imaris) bieten auch Ansichten Transparenz, die das Signal aus den tieferen Teilen filtern aus die Probe (2, B2), die nützlich sein können , wenn sie bei Prozessen stattfindet, oder Gene , ausgedrückt in, der epidermalen Schicht suchen. Signalintensität kann entweder mit einer einzigen Farbe (2, B1) codiert werden, unter Verwendung von Pixel intensity oder einen Farbcode (Abbildung 2, B4). Live-konfokale Bildgebung nicht nur wertvolle qualitative Einblicke in der Blütenentwicklung bietet, sondern bietet auch potenziell Entwicklungsbiologen mit einer Fülle von quantitativen Daten. Verschiedene Software (zB Imaris, FiJi, MARS-ALT, MorphographX 15, 20, 21) erlaubt die Quantifizierung der Anzahl oder des Volumens der Zellen eine oder mehrere Reporter oder das Niveau der Expression eines Reporter in verschiedenen Zellen exprimiert. Solche Software kann auch eine automatische Zellsegmentierung durchführen verwendet werden, Zelllinien verfolgen und das Wachstum zu quantifizieren. Diese unterschiedliche Software bietet ähnliche Werkzeuge, unterscheidet sich aber auch in vielerlei Hinsicht. MARS-ALT und MorphoGraphX wurden 15 speziell für Anlagen konzipiert, 20, 21, im Gegensatz zu einem Imarisnd FiJi. MorphoGraphX ​​erlaubt nur für die Segmentierung und Analyse der Epidermis, während Imaris und MARS-ALT für die Segmentierung und Analyse der gesamten Probe zu ermöglichen. Jedoch MARS-ALT erfordert die vorherige Abbildung der gleichen Probe , die von drei verschiedenen Winkeln 15 und Imaris erfordert nur einen einzigen Stapel. Der Zugriff auf quantitative Informationen ist entscheidend unser Verständnis der Blütenentwicklung zu fördern.

Die meisten der Pflanzenkörper bildet post-embryonal aus Gruppen von Stammzellen bei oder in der Nähe der Spitze befindet - oder apikalen Meristemen - der Triebe und Wurzeln. All oberirdischen Strukturen der erwachsenen Pflanze stammen aus dem Sprossapikalmeristem (SAM), die kontinuierlich seitliche Organe an seiner Flanke erzeugt: Blätter während der Vegetationsphase und Blumen Meristeme (FM), nachdem es in der reproduktiven Phase übergeht. FMs wiederum entwickeln sich zu Blumen. Während die Arabidopsis SAM eine seitliche Organe zu einer Zeit erzeugt, in einem iterativen, Spiralmuster erzeugen FMs vier Arten von Blütenorganen innerhalb von vier Quirle, in einer teilweise synchron mit mehreren gleichzeitig entwirren Entwicklungsprogramme. Teilweise entziffert (auf Bewertungen, 1 Referenzen sehen, 2), aber viele Aspekte der Blume developme Die genetischen Netzwerke , die Spezifikation der Identität der einzelnen Blütenorgane zugrunde liegen wurdennt, wie Blütenorgan Positionierung und die Festlegung der Grenzen zwischen Wirtel bleiben schlecht verstanden. Frühe molekulargenetische Studien der Pflanzenentwicklung meist auf Techniken verlassen, wie in situ Hybridisierung und GUS - Reporter - Gen - Expression zu analysieren. Während diese Verfahren eine Fülle von Informationen und stark dazu beigetragen, unser Verständnis von Pflanzenwachstum und Blütenentwicklung zur Verfügung gestellt haben, gibt es wichtige Einschränkungen: sie gute zelluläre Auflösung fehlen, nicht erlauben, für die einfache Beobachtung des Expressionsmusters von mehreren Genen in den gleichen Proben, und wichtiger ist, kann nur tot, fixierten Gewebe aufgebracht werden. Jüngste Fortschritte in der konfokalen Mikroskopie haben diese Einschränkungen zu überwinden, und Entwicklungsbiologen ein leistungsfähiges Werkzeug zur Verfügung stellen Prozesse in der Pflanze Morphogenese zu untersuchen. Insbesondere ermöglicht die konfokale Mikroskopie für die Beobachtung von lebenden Geweben und Organen während ihrer Bildung, die critische voll einen durch und durch dynamischen Prozess wie Entwicklung zu verstehen. Live konfokale Bildgebung wurde umfassend das Antennenpflanzenwachstum und die Produktion von lateralen Organen durch die SAM zu analysieren (zB Referenzen 3, 4, 5, 6), jedoch mit der Ausnahme einiger weniger Berichte (zB Referenzen 7, 8, 9, 10), hat es nicht auf das Studium der Blütenentwicklung weit verbreitet. Protokolle für die Live - konfokale Bildgebung des SAM zur Verfügung (zB 11 Referenzen, 12) liefern und die Entwicklung von Blütenknospen eine gute Basis für wie das Bild, die die SAM umgeben. Allerdings Bildgebung Blütenknospen besondere Herausforderungen stellen: zum Beispiel,Blütenknospen werden schnell größer als das SAM, und bei der Stufe 4, beginnen die Kelchblätter FM (Stufen wie in Bezug 13 beschrieben) abdeckt, und Dimmen die Fluoreszenz von Geweben (2A) zugrunde liegen. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zu erklären, wie entweder live konfokale Bildgebung durchzuführen auf der Entwicklung von Arabidopsis Blütenknospen mit einem aufrechten oder einem umgekehrten Mikroskop und ein wasserTauchLinse. Wir veröffentlichten vorher dieses Protokoll in Bezug 14.

<table><tbody><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72701-D</td><td>Dumont Style 5 Inox, for apex dissection</td></tr><tr><td>Pin Vise</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>13560</td><td>80 cm long, for sepal ablation</td></tr><tr><td>Straight Stainless Steel Needles&amp;nbsp;</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>13561-50</td><td>0.1 mm Diameter, 1.2 cm long, for sepal ablation</td></tr><tr><td>Round plastic boxes</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>64332</td><td>transparent, 6 cm diameter, 2 cm deep, to use as dissecting dishes</td></tr><tr><td>Rectangular hinged boxes</td><td>Durphy Packaging Co.&amp;nbsp;</td><td>DG-0730</td><td>transparent, 2-7/8&amp;rdquo; long, 2&amp;rdquo; wide, 1-1/4&amp;rdquo; deep, to use as imaging dishes with an upright microscope</td></tr><tr><td>Tissue Culture Dishes, Polystyrene, Sterile</td><td>VWR</td><td>25382-064</td><td>transparent, 3.5 cm diameter, 1 cm deep,to use as imaging dishes with an inverted microscope</td></tr><tr><td>P10 and P1000 pipettes&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>with corresponding filter tips</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td></td><td></td><td>with an 80-90X maximum magnification</td></tr><tr><td>Laser ablation system</td><td></td><td></td><td>for sepal ablation</td></tr><tr><td>Laser scanning confocal microscope system</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20 or 40X water-dipping lens</td><td></td><td></td><td>with a NA of 1 and a working distance of 1.7-2.5 mm</td></tr><tr><td>Agarose</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Murashige and Skoog basic salt mixture</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5524</td><td>without vitamins</td></tr><tr><td>Myo-inositol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I7508</td><td>vitamin</td></tr><tr><td>Nicotinic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>N0761</td><td>vitamin</td></tr><tr><td>Pyridoxine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6280</td><td>vitamin</td></tr><tr><td>Thiamine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1270</td><td>vitamin</td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8790</td><td>vitamin</td></tr><tr><td>N6-Benzyladenine&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B3408</td><td>BAP, a cytokinin</td></tr><tr><td>Propidium iodide solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4864</td><td>1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls</td></tr><tr><td>FM4-64</td><td>Invitrogen</td><td>F34653</td><td>dilute in water to 80&amp;nbsp;&amp;mu;g/mL, to stain the plasma membranes</td></tr></tbody></table>

live confocal imaging of developing arabidopsis flowers

Die Studie von Pflanzenwachstum und Entwicklung ist seit langem auf experimentelle Techniken verlassen mit Toten, fixierten Gewebe und korrekte zelluläre Auflösung fehlt. Jüngste Fortschritte in der konfokalen Mikroskopie, mit der Entwicklung zahlreicher Fluorophore kombiniert, haben diese Probleme überwinden und eröffneten die Möglichkeit, die Expression verschiedenen Gene gleichzeitig zu studieren, mit einer guten zellulärer Auflösung, in Live-Proben. Live-konfokale Bildgebung liefert Pflanzenbiologen mit einem leistungsfähigen Tool-Entwicklung zu studieren, und wurde ausgiebig verwendet, um das Wurzelwachstum und die Bildung von seitlichen Organen an der Flanke des Sprossapikalmeristem zu studieren. Es wurde jedoch nicht in breitem Umfang auf das Studium der Blütenentwicklung angewandt, aufgrund Herausforderungen teil, die spezifisch Blumen Bildgebung, wie die Kelchblätter, die über die Blume meristem wachsen, und die Fluoreszenz von darunter liegenden Gewebe herauszufiltern. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll Live-konfokale Abbildung auf live aufzutreten, die Entwicklung von Arabidopsis Blütenknospen, entweder eine aufrechte oder eine umgekehrte Mikroskop.

Figur 2 zeigt verschiedene Ansichten von konfokalen Z-Stapeln von lebenden Arabidopsis Blütenknospen verschiedene fluoreszierende Reportergen exprimieren, und gefärbt mit entweder Propidiumiodid (Abbildung 2, A-C5 und G) oder FM4-64 (Abbildung 2, E1-F) an eine klare Zellauflösung. Die meisten konfokale Systeme ermöglichen die Abbildung von zwei Fluorophoren mit nicht überlappenden Emissionsspektren wie GFP oder YFP zusammen mit entweder Propidiumiodid oder FM4-64 (2A - 2F). Die besten konfokale Systeme sind auch mehrere Fluorophore mit überlappenden Emissionsspektren teilweise in den gleichen Proben, wie zum Beispiel GFP und YFP und dsRed und Propidiumiodid (2G) trennen können. Drei Beispiele für Zeitraffer-Experimente sind in Abbildung2 und zeigen , Blütenknospen normalerweise nach Kelchblatt Ablation Entwicklung entweder mit einem Laser - Ablations - System durchgeführt wurde (Abbildung 2, C1-C5 und D1-D5) oder von Hand mit einem Stift-Schraubstock , und einem Metallstift (2, E1-E2). Beachten Sie, dass die Blütenknospe in Figur 2 gezeigt , E1-E2 aus einem Supermann-1 - Mutante Pflanze ist, weshalb primordia carpel ist nicht in der Mitte des bud in Stufe 7. Laser - Ablation von Schwellen Kelchblatt primordia der Blütenknospe beobachtet gezeigt in 2, C1-C5 verhindert , dass sie von der FM - Abdeckung, die sich noch im Stadium 5 abgebildet werden kann (Abbildung 2, C5). Umgekehrt, D1-D5, Laserablation in dem Fall der Blütenknospe in Figur 2 nur verzögert Kelchblatt Wachstum gezeigt, aber Kelchblätter wuchsen schließlich die größten Teil des FM von der Stufe 5 zur Abdeckung (Abbildung 2, D5 </strong&gt;). wenn zu viel Laserleistung und Verweilzeit während der Laserablation im Gegensatz dazu verwendet wird, breitet sich Schädigung des zentralen Teil der Blüte und wirkt sich ihr Wachstum und führt manchmal zu der anschließenden Tod der ganzen Blütenknospe. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55156/55156fig2.jpg" /> Abbildung 2: Darstellung der konfokalen Z-Stapel von lebenden Blütenknospen. A und B2 sind Transparenz Ansichten; B1 und B4-G sind Maximumintensitätsprojektion; B3 ist eine orthogonale Ansicht Scheibe. (A - E2) Blumen eine Venus Reporter für die APETALA3 Gen exprimieren (grün); Zellwände wurden mit Propidiumiodid (rot, mit Ausnahme von B4, grün). (A) Inflorescence; Zahlen geben Blumenstufen; Kelchblätter in Stufe 4 und 5 Blumen filtern, um die Fluoreszenz des Reporters Venus geführt, die normalerweise forms einen Ring. Beachten Sie, dass einige Blütenknospen gekippt erscheinen im Vergleich zu dem Blütenstand. (B1 - B4) vier unterschiedliche Ansichten des gleichen konfokalen Z-Stapels einer Stufe 5 Blütenknospe: Maximumintensitätsprojektion (B1 und B4) mit Venus Signalintensität codierte mit Pixel - Intensität in der grünen Farbe (B1) oder mit Feuer Farbkode (B4; Farbcode wird an der Unterseite des Paneels gezeigt); Transparenz Ansicht (B2) und orthogonal slice Ansicht (B3, die XY, XZ und YZ Orientierung der Scheiben wird in der Platte angedeutet). (C1 - C5) 4-Tage - Zeitraffer eines einzelnen Blütenknospe von Stufe 3 bis Stufe 5; Laserablationen (als weißen Züge markiert) durchgeführt am Tag 1 und Tag 3 war ausreichend , um die Kelchblätter zu verhindern , dass für den Mittelpunkt der Blütenknospe in der Stufe 5 (D1 - D5) 4-Tage Zeitraffer eines einzelnen Blütenknospe aus Stufe3 bis Stufe 5; Laserablationen 1 am Tag durchgeführt, 2 und 3 waren nicht ausreichend, die Kelchblätter zu verhindern, dass die Mitte der Blütenknospe abdeckt. (E1 - E2) Individuelle Blumenknospe nach dem manuellen Entfernen der abaxial und adaxial Kelchblätter (E1) und alle Kelchblätter (E2); weiß Pfeilspitzen zeigen restlichen Kelchblätter; weiße Sternchen zeigen Narben von der Entfernung der Kelchblätter führt. (F) Stufe 7 apetala1-1 Blume einem DR5-3xVenusN7 Reporter 18 (grün) ausdrückt; Plasmamembranen wurden mit FM4-64 (rot) gefärbt; blau Pfeilspitzen zeigen die blattartige Strukturen, die Kelchblätter und decken nicht die Blütenknospe ersetzen. (G) Stufe 4 Blütenknospe einen fluoreszierenden GFP - Reporter für dornröschen-LIKE 7 (grün), eine Venus Reporter für SUPERMAN (rot) und einen Reporter für dsRed CLAVATA3 19 (cyan) ausdrückt; ZellenWände wurden mit Propidiumiodid (grau) gefärbt. d: Tag; st: Bühne. Maßstabsbalken = 25 &amp; mgr; m; Skala ist identisch in B1, B2 und B4, in C1-C5 und D1-D5. Diese Figur wurde aus Referenz 14 modifiziert. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55156/55156fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55156/55156fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

Live-konfokale Abbildung stellt Biologen ein leistungsfähiges Werkzeug zum Studium der Entwicklung. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Live - konfokale Abbildung von Arabidopsis Blumen zu entwickeln.

Live-konfokale Bildgebung Entwicklung Arabidopsis Blumen

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.8K Aufrufe.  California Institute of Technology.  Live-konfokale Abbildung stellt Biologen ein leistungsfähiges Werkzeug zum Studium der Entwicklung. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Live - konfokale Abbildung von Arabidopsis Blumen zu entwickeln. 

Serie: Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the flexible and efficient GreenGate cloning system with the proven and benchmarked LhGR system (here termed GR-LhG4) for the inducible expression, we have generated a set of transgenic Arabidopsis lines that can drive the expression of an effector cassette in a range of specific cell types in the three main plant meristems. To this end, we chose the previously developed GR-LhG4 system based on a chimeric transcription factor and a cognate pOp-type promoter ensuring tight control over a wide range of expression levels. In addition, to visualize the expression domain where the synthetic transcription factor is active, an ER-localized mTurquoise2 fluorescent reporter under control of the pOp4 or pOp6 promoter is encoded in driver lines. Here, we describe the steps necessary to generate a driver or effector line and demonstrate how cell type specific expression can be induced and followed in the shoot apical meristem, the root apical meristem and the cambium of Arabidopsis. By using several or all driver lines, the context specific effect of expressing one or multiple factors (effectors) under control of the synthetic pOp promoter can be assessed rapidly, for example in F1 plants of a cross between one effector and multiple driver lines. This approach is exemplified by the ectopic expression of VND7, a NAC transcription factor capable of inducing ectopic secondary cell wall deposition in a cell autonomous manner.

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Here, we describe the generation and application of a set of transgenic Arabidopsis thaliana lines enabling inducible, tissue-specific expression in the three main meristems, the shoot apical meristem, the root apical meristem, and the cambium.

Induzierbaren, Zelle Typ-spezifischen Ausdruck in Arabidopsis Thaliana durch LhGR-vermittelten Trans-Aktivierung

Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the ...

Forschung

Genetik

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

Given the highly predictable nature of their development, Arabidopsis embryos have been used as a model for studies of morphogenesis in plants. However, early stage plant embryos are small and contain few cells, making them difficult to observe and analyze. A method is described here for characterizing pattern formation in plant embryos under a microscope using the model organism Arabidopsis. Following the clearance of fresh ovules using Hoyer's solution, the cell number in and morphology of embryos could be observed, and their developmental stage could be determined by differential interference contrast microscopy using a 100X oil immersion lens. In addition, the expression of specific marker proteins tagged with Green Fluorescent Protein (GFP) was monitored to annotate cell identity specification during embryo patterning by confocal laser scanning microscopy. Thus, this method can be used to observe pattern formation in wild-type plant embryos at the cellular and molecular levels, and to characterize the role of specific genes in embryo patterning by comparing pattern formation in embryos from wild-type plants and embryo-lethal mutants. Therefore, the method can be used to characterize embryogenesis in Arabidopsis.

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

This protocol outlines a method for observing embryogenesis in Arabidopsis via ovule clearance followed by the inspection of embryo pattern formation under a microscope.

Eine Methode zur Charakterisierung der Embryogenese in Arabidopsis

Given the highly predictable nature of their development, Arabidopsis embryos have been used as a model for studies of morphogenesis in plants. However, ...

Entwicklungsbiologie

Confocal Live Imaging of Shoot Apical Meristems from Different Plant Species

The shoot apical meristem (SAM) functions as a conserved stem cell reservoir and it generates almost all aboveground tissues during the postembryonic development. The activity and morphology of SAMs determine important agronomic traits, such as shoot architecture, size and number of reproductive organs, and most importantly, grain yield. Here, we provide a detailed protocol for analyzing both the surface morphology and the internal cellular structure of the living SAMs from different species through laser scanning confocal microscope. The whole procedure from the sample preparation to the acquisition of high resolution three-dimensional (3D) images can be accomplished within as short as 20 minutes. We demonstrate that this protocol is highly efficient for studying not only the inflorescence SAMs of the model species but also the vegetative meristems from different crops, providing a simple but powerful tool to study the organization and development of meristems across different plant species.

This protocol presents how to live image and analyze the shoot apical meristems from different plant species using laser scanning confocal microscopy.

Konfokale Live Imaging von Shoot Sprossapikalmeristem Meristeme aus verschiedenen Pflanzenarten

The shoot apical meristem (SAM) functions as a conserved stem cell reservoir and it generates almost all aboveground tissues during the postembryonic ...

Live Cell Imaging of Microtubule Cytoskeleton and Micromechanical Manipulation of the Arabidopsis Shoot Apical Meristem

Understanding cell and tissue level regulation of growth and morphogenesis has been at the forefront of biological research for many decades. Advances in molecular and imaging technologies allowed us to gain insights into how biochemical signals influence morphogenetic events. However, it is increasingly evident that apart from biochemical signals, mechanical cues also impact several aspects of cell and tissue growth. The Arabidopsis shoot apical meristem (SAM) is a dome-shaped structure responsible for the generation of all aboveground organs. The organization of the cortical microtubule cytoskeleton that mediates apoplastic cellulose deposition in plant cells is spatially distinct. Visualization and quantitative assessment of patterns of cortical microtubules are necessary for understanding the biophysical nature of cells at the SAM, as cellulose is the stiffest component of the plant cell wall. The stereotypical form of cortical microtubule organization is also a consequence of tissue-wide physical forces existing at the SAM. Perturbation of these physical forces and subsequent monitoring of cortical microtubule organization allows for the identification of candidate proteins involved in mediating mechano-perception and transduction. Here we describe a protocol that helps investigate such processes.

Live Cell Imaging of Microtubule Cytoskeleton and Micromechanical Manipulation of the Arabidopsis Shoot Apical Meristem

Here we describe a protocol for live cell imaging of the cortical microtubule cytoskeleton at the shoot apical meristem and monitoring its response to changes in physical forces.

Live Cell Imaging von Microtubule Cytoskeleton und mikromechanische Manipulation der Arabidopsis Schießen apical Meristem

Understanding cell and tissue level regulation of growth and morphogenesis has been at the forefront of biological research for many decades. Advances in ...

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of plant leaves or vertebrate lungs further difficulties arise from multiple transitions in refractive index between cellular components, between cells and airspaces and between the biological tissue and the rest of the optical system. Moreover, refractive index mismatches lead to attenuation of fluorophore excitation and signal emission in fluorescence microscopy. We describe here the application of the perfluorocarbon, perfluorodecalin (PFD), as an infiltrative imaging medium which optically improves laser scanning confocal microscopy (LSCM) sample imaging at depth, without resorting to damaging increases in laser power and has minimal physiological impact2. We describe the protocol for use of PFD with Arabidopsis thaliana leaf tissue, which is optically complex as a result of its structure (Figure 1). PFD has a number of attributes that make it suitable for this use3. The refractive index of PFD (1.313) is comparable with that of water (1.333) and is closer to that of cytosol (approx. 1.4) than air (1.000). In addition, PFD is readily available, non-fluorescent and is non-toxic. The low surface tension of PFD (19 dynes cm-1) is lower than that of water (72 dynes cm-1) and also below the limit (25 - 30 dyne cm-1) for stomatal penetration4, which allows it to flood the spongy mesophyll airspaces without the application of a potentially destructive vacuum or surfactant. Finally and crucially, PFD has a great capacity for dissolving CO2 and O2, which allows gas exchange to be maintained in the flooded tissue, thus minimizing the physiological impact on the sample. These properties have been used in various applications which include partial liquid breathing and lung inflation5,6, surgery7, artificial blood8, oxygenation of growth media9, and studies of ice crystal formation in plants10. Currently, it is common to mount tissue in water or aqueous buffer for live confocal imaging. We consider that the use of PFD as a mounting medium represents an improvement on existing practice and allows the simple preparation of live whole leaf samples for imaging.

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

We describe the use of perfluorodecalin as an infiltrative mounting medium. This is a simple method for improving depth of imaging in Arabidopsis thaliana leaf tissue with minimal physiological impact.

Eine einfache Methode zur Bildgebung Arabidopsis Leaves Mit Perfluordecalin als Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of ...

Biologie

Cell Specific Analysis of Arabidopsis Leaves Using Fluorescence Activated Cell Sorting

After initiation of the leaf primordium, biomass accumulation is controlled mainly by cell proliferation and expansion in the leaves1. However, the Arabidopsis leaf is a complex organ made up of many different cell types and several structures. At the same time, the growing leaf contains cells at different stages of development, with the cells furthest from the petiole being the first to stop expanding and undergo senescence1. Different cells within the leaf are therefore dividing, elongating or differentiating; active, stressed or dead; and/or responding to stimuli in sub-sets of their cellular type at any one time. This makes genomic study of the leaf challenging: for example when analyzing expression data from whole leaves, signals from genetic networks operating in distinct cellular response zones or cell types will be confounded, resulting in an inaccurate profile being generated.
To address this, several methods have been described which enable studies of cell specific gene expression. These include laser-capture microdissection (LCM)2 or GFP expressing plants used for protoplast generation and subsequent fluorescence activated cell sorting (FACS)3,4, the recently described INTACT system for nuclear precipitation5 and immunoprecipitation of polysomes6.
FACS has been successfully used for a number of studies, including showing that the cell identity and distance from the root tip had a significant effect on the expression profiles of a large number of genes3,7. FACS of GFP lines have also been used to demonstrate cell-specific transcriptional regulation during root nitrogen responses and lateral root development8, salt stress9 auxin distribution in the root10 and to create a gene expression map of the Arabidopsis shoot apical meristem11. Although FACS has previously been used to sort Arabidopsis leaf derived protoplasts based on autofluorescence12,13, so far the use of FACS on Arabidopsis lines expressing GFP in the leaves has been very limited4. In the following protocol we describe a method for obtaining Arabidopsis leaf protoplasts that are compatible with FACS while minimizing the impact of the protoplast generation regime. We demonstrate the method using the KC464 Arabidopsis line, which express GFP in the adaxial epidermis14, the KC274 line, which express GFP in the vascular tissue14 and the TP382 Arabidopsis line, which express a double GFP construct linked to a nuclear localization signal in the guard cells (data not shown; Figure 2). We are currently using this method to study both cell-type specific expression during development and stress, as well as heterogeneous cell populations at various stages of senescence.

Cell Specific Analysis of Arabidopsis Leaves Using Fluorescence Activated Cell Sorting

A method for producing Arabidopsis leaf protoplasts that are compatible with fluorescence activated cell sorting (FACS), allowing for studies of specific cell populations. This method is compatible with any Arabidopsis line that expresses GFP in a subset of cells.

Zellspezifische Analyse<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Blätter mit Fluorescence Activated Cell Sorting

After initiation of the leaf primordium, biomass accumulation is controlled mainly by cell proliferation and expansion in the leaves1. However, the ...

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

Langfristige, High-Resolution Konfokale Zeitraffer Bildgebung<em&gt; Arabidopsis Cotyledon</em&gt; Epidermis während der Keimung

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ binding proteins that initiate Ca2+ signaling cascades. However, we still know little about how stimulus specific Ca2+ signals are generated. The specificity of a Ca2+ signal may be attributed to the sophisticated regulation of the activities of Ca2+ channels and/or transporters in response to a given stimulus. To identify these cellular components and understand their functions, it is crucial to use systems that allow a sensitive and robust recording of Ca2+ signals at both the tissue and cellular levels. Genetically encoded Ca2+ indicators that are targeted to different cellular compartments have provided a platform for live cell confocal imaging of cellular Ca2+ signals. Here we describe instructions for the use of two Ca2+ detection systems: aequorin based FAS (film adhesive seedlings) luminescence Ca2+ imaging and case12 based live cell confocal fluorescence Ca2+ imaging. Luminescence imaging using the FAS system provides a simple, robust and sensitive detection of spatial and temporal Ca2+ signals at the tissue level, while live cell confocal imaging using Case12 provides simultaneous detection of cytosolic and nuclear Ca2+ signals at a high resolution.

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Ca2+ signaling regulates diverse biological processes in plants. Here we present approaches for monitoring abiotic stress induced spatial and temporal Ca2+ signals in Arabidopsis cells and tissues using the genetically encoded Ca2+ indicators Aequorin or Case12.

Mess räumliche und zeitliche Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Signale in Arabidopsis-Pflanzen

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ ...

Real-time Imaging of Plant Cell Surface Dynamics with Variable-angle Epifluorescence Microscopy

A plant&#8217;s cell surface is its interface for perceiving environmental cues; it responds with cell biological changes such as membrane trafficking and cytoskeletal rearrangement. Real-time and high-resolution image analysis of such intracellular events will increase the understanding of plant cell biology at the molecular level. Variable angle epifluorescence microscopy (VAEM) is an emerging technique that provides high-quality, time-lapse images of fluorescently-labeled proteins on the plant cell surface. In this article, practical procedures are described for VAEM specimen preparation, adjustment of the VAEM optical system, movie capturing and image analysis. As an example of VAEM observation, representative results are presented on the dynamics of PATROL1. This is a protein essential for stomatal movement, thought to be involved in proton pump delivery to plasma membranes in the stomatal complex of Arabidopsis thaliana. VAEM real-time observation of guard cells and subsidiary cells in A. thaliana cotyledons showed that fluorescently-tagged PATROL1 appeared as dot-like structures on plasma membranes for several seconds and then disappeared. Kymograph analysis of VAEM movie data determined the time distribution of the presence (termed &#8216;residence time&#8217;) of the dot-like structures. The use of VAEM is discussed in the context of this example.

The goal of this protocol is to demonstrate how to monitor fluorescently-tagged protein dynamics on plant cell surfaces with variable-angle epifluorescence microscopy, showing blinking dots of GFP-tagged PATROL1, a membrane trafficking protein, in the cell cortex of the stomatal complex in Arabidopsis thaliana.

Echtzeit-Imaging von Plant Cell Oberflächen Dynamics mit variabler Winkel Epifluoreszenzmikroskopie

A plant&#8217;s cell surface is its interface for perceiving environmental cues; it responds with cell biological changes such as membrane trafficking and ...

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is regulated spatially and temporally. The use of a fluorescent gene under the control of an immunity-related promoter in combination with an automated fluorescence microscopy is a simple way to understand spatiotemporal regulation of plant immunity. In contrast to the root tissues that have been used for a number of various intravital fluorescent imaging experiments, there exist few fluorescent live-imaging examples for the leaf tissues that encounter an array of airborne microbial infections. Therefore, we developed a simple method to mount leaves of Arabidopsis thaliana plants for live-cell imaging over an extended period of time. We used transgenic Arabidopsis plants expressing the yellow fluorescent protein (YFP) genefused to the nuclear localization signal (NLS) under the control of the promoter of a defense-related marker gene, Pathogenesis-Related 1 (PR1). We infiltrated a transgenic leaf with Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (avrRpt2) strain (Pst_a2) and performed in vivo time-lapse imaging of the YFP signal for a total of 40 h using an automated fluorescence stereomicroscope. This method can be utilized not only for studies on plant immune responses but also for analyses of various developmental events and environmental responses occurring in leaf tissues.

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

We report a simple and versatile method for performing fluorescent live-imaging of Arabidopsis thaliana leaves over an extended period of time. We use a transgenic Arabidopsis plant expressing a fluorescent reporter gene under the control of an immunity-related promoter as an example for gaining spatiotemporal understanding of plant immune responses.

Eine vielseitige Methode für die Montage von Arabidopsis verlässt für intravitalen Zeitraffer Aufnahmen

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is ...

Live-konfokale Bildgebung Entwicklung Arabidopsis Blumen

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