用于血管生成研究 的改良体内 基质凝胶塞测定

摘要

这里介绍的方法可以在不染色的情况下评估 试剂对体内 血管生成或血管通透性的影响。该方法使用右旋糖酐-FITC通过尾静脉注射来观察新血管或血管渗漏。

摘要

已经开发了几种模型来研究 体内血管生成。然而，这些模型大多复杂且昂贵，需要专门的设备，或者难以进行后续定量分析。在这里，我们提出了一种改良的基质凝胶塞测定法来评估 体内血管生成。在该方案中，在存在或不存在促血管生成或抗血管生成试剂的情况下，将血管细胞与基质凝胶混合，然后皮下注射到受体小鼠的背部。7天后，通过尾静脉注射含有葡聚糖-FITC的磷酸盐缓冲盐水并在血管中循环30分钟。收集基质凝胶塞并用组织包埋凝胶包埋，然后切割 12 μm 切片用于荧光检测，无需染色。在该测定中，高分子量（~150,000 Da）的葡聚糖-FITC可用于指示功能性血管以检测其长度，而低分子量（~4,400 Da）的葡聚糖-FITC可用于指示新血管的渗透性。总之，该方案可为 体内血管生成的定量研究提供一种可靠、方便的方法。

引言

血管生成是从预先存在的血管形成新血管的过程，在许多生理和病理过程中起着至关重要的作用，例如胚胎发育、伤口愈合、动脉粥样硬化、肿瘤发展等1,2,3,4,5。这种动态过程涉及几个步骤，包括基质的降解、血管细胞增殖、迁移和自组织以形成管状结构以及新血管^{的稳定 6}。促进血管生成已被证明在治疗心肌梗塞、中风和其他类型的缺血性疾病^{中至关重要7}，而抑制血管生成被认为是治疗癌症⁸和类风湿性疾病的有前途的策略⁹。血管生成被认为是药物发现的组织原则¹⁰.因此，构建一种可靠且方便的方法来评估血管生成的程度对于血管生成依赖性疾病的机械研究或药物发现至关重要。

已经开发了几种体外和体内模型来评估血管生成¹¹。其中，二维（2-D）模型，如基质凝胶管形成测定¹²，不能形成功能性管状结构。动物模型，如后肢缺血模型^13,14，可以再现血管生成过程，但很复杂，需要激光散斑血流成像系统。血管形态发生的 3D 模型，如基质凝胶塞测定，提供了一个简单的平台，可以模拟体内血管生成的过程 ¹⁵，但血管生成的检测需要免疫组化或免疫荧光染色 16,17,18，这些方法可变且可视化不佳。

在这里，我们描述了一种改良的基质凝胶塞测定方案，其中将血管细胞与基质凝胶混合并皮下注射到小鼠背部以形成塞子。在塞子中，血管细胞需要降解基质、增殖、迁移和自组织，最终形成内部环境中有血流的功能性血管。此后，通过尾静脉注射荧光标记的葡聚糖，流经塞子，并将标记可视化以指示新血管。血管生成的内容可以通过血管的长度来定量评估。该方法可以形成在二维血管生成模型¹²中无法产生的功能性血管，并且不需要像普通基质凝胶塞测定¹¹那样复杂的染色过程。它也不需要昂贵的特定仪器，如后肢缺血模型^13、14、19 中的激光散斑血流成像系统。该方法用途广泛、成本低、可量化且易于执行，可用于确定药物的促血管生成或抗血管生成能力，或用于涉及血管生成的机械研究。

研究方案

所有涉及动物受试者的程序均已获得温州医科大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准（XMSQ2021-0057,2021 年 7 月 19^日）。所有试剂和耗材都列在 材料表中。

1.培养基制备

1. 10x M199 培养基：将 M199 粉末用 90 mL 去离子水溶解至 10 倍浓度，加入 10 mL 胎牛血清 （FBS），然后通过 0.22 μm 过滤器。将培养基储存在4°C长达2个月。
2. 完全内皮培养基：向 460 mL 内皮细胞培养基 （ECM） 中加入 50 mL FBS、5 mL 青霉素/链霉素和 5 mL 内皮细胞生长补充剂。将培养基储存在4°C长达1个月。

2. 血管细胞制备

1. 在37°C和5%CO₂至70%汇合度的100mm组织培养皿中，用8mL完全内皮培养基培养1×10⁵个血管细胞（原代培养的内皮祖细胞¹⁴，内皮细胞或内皮细胞系）。
2. 取出培养基，用 1x 磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 冲洗培养皿 2 次，以去除未附着的细胞和碎屑。去除PBS并加入3mL含有2.21mM EDTA的0.25%胰蛋白酶，并在37°C孵育1分钟。
3. 用 7 mL 完全内皮培养基中和胰蛋白酶，然后轻轻冲洗培养皿中的细胞。在光学显微镜（40倍放大倍率）下确认细胞分离。
4. 将细胞悬液收集在 15 mL 管中，并以 400 x g 离心 10 分钟。除去上清液并用 5 mL 完全内皮培养基重悬细胞。
5. 使用血细胞计数器计数细胞，并将含有 2 x 10⁶ 个细胞的悬浮液移至无菌 1.5 mL 管中。每个插头包含 1.5 x 10⁶ 个电池，另外 25% 的电池用于浪费。每组至少包括 3 个插头。
   注意：经过试验，发现 300 μL 基质凝胶中的 1.5 x 10⁶ 个细胞导致血管生成的正常发育，因此选择进行实验。
6. 将细胞悬浮液以400× g 离心5分钟以沉淀细胞，然后除去上清液。

3.基质凝胶制备

1. 在4°C水浴中预冷含有细胞沉淀的无菌1.5mL管。在4°C冰箱中预冷30G 1mL胰岛素注射器。
2. 在4°C水浴中完全解冻基质凝胶。不要混合或涡旋。在4°C水浴中预冷10x M199和测试试剂/目标药物。
3. 将预冷的基质凝胶与含有10%FBS的10x M199和待测试剂混合，体积比为8.8：1：0.2，得到含有1%FBS的基质凝胶和M199混合物和试剂。
4. 用 400 μL 基质凝胶混合物重悬细胞，轻轻混合以避免形成气泡。将试管放在冰上，直到小鼠准备注射。将基质凝胶混合物始终放在冰上以避免凝固。
   注意：在这里，使用含有 1.5 x 10⁶ 个细胞的 300 μL 基质凝胶混合物形成凝胶塞。根据步骤2中25%的额外细胞制备25%的额外凝胶。

4.小鼠准备

1. 用异氟醚（3%异氟醚在100%氧气中以1 L / min的流速）麻醉6-8周龄的雄性Nu / Nu小鼠（18-25g）。麻醉成功后，通过没有矫正反射和脚趾捏反射确认，将小鼠移出腔室，将小鼠移出腔室并在小鼠上放置麻醉面罩，并将异氟烷的浓度更改为1.5%在100%氧气中以1L / min的流速。
   注意：在整个过程中使用加热垫为动物提供热支持。
2. 在眼睛上使用兽医软膏以防止干燥。将小鼠的四肢以俯卧位粘在操作板上。

5.基质凝胶混合物注射

1. 用 30G 针头将 300 μL 基质凝胶混合物加载到 1 mL 胰岛素注射器中。避免气泡形成。快速加载基质凝胶（2分钟内），以避免在此期间凝固。立即将装有基质凝胶的胰岛素注射器放在冰上。
2. 使用75%的酒精棉片清洁小鼠背部的皮肤。皮下注射300μL基质凝胶混合物到小鼠背部的一侧。
3. 轻轻地从注射部位取下针头，以防止基质凝胶混合物泄漏。检查注射部位是否有小驼峰（图1）。
4. 将鼠标放在加热垫上2分钟，让基质凝胶混合物凝结并形成塞子。
5. 重复步骤 5.2。至 5.4.在鼠标背面的另一侧创建插头。用记号笔标记驼峰的边缘。
6. 观察小鼠，直到它恢复足够的意识以保持胸骨卧位。将鼠标放在单独的笼子中，直到它完全恢复。将小鼠饲养在22±2°C的SPF级实验动物实验室中，光/暗循环12小时，持续7天。

6.通过尾静脉注射葡聚糖-FITC

1. 基质凝胶注射7天后，将0.5mg葡聚糖-FITC与500μL双蒸水（ddH₂O）重悬，然后剧烈涡旋，得到终浓度为1μg/μL的葡聚糖-FITC溶液。
   注意：使用分子量为~150 kDa的葡聚糖-FITC进行血管生成测定，并使用分子量为~4 kDa的葡聚糖-FITC进行血管通透性测定。
2. 将 50 μL 葡聚糖-FITC 溶液加载到 29G 注射器中。
3. 将鼠标固定在尾静脉注射仪器上。用75%酒精棉球清洁尾部，并通过尾静脉轻轻注射50μL葡聚糖-FITC。
4. 用棉签按压注射部位1分钟以止血，然后将小鼠放回笼子中30分钟。
5. 重复步骤 6.3。和 6.4.直到所有小鼠都接受葡聚糖-FITC注射。

7. 基质凝胶塞收集

1. 腹膜内注射 1% 戊巴比妥钠在 PBS（200 mg/kg 体重）中，并使用 IACUC 批准的程序对小鼠实施安乐死。
2. 使用手术剪刀沿栓子的标记边缘切割皮肤，然后去除基质凝胶塞上方的皮肤。
3. 收集塞子并在装有1x PBS的小烧杯中冲洗以洗去多余的血液（图2A）。栓子的颜色可以大致描绘出血液丰度和新血管的内容（图3A）。

8. 嵌入基质凝胶塞和切片制备

1. 用约0.5 mL的组织包埋凝胶覆盖组织包埋盒的按钮，然后立即将基质凝胶塞以所需方向放置在组织包埋凝胶上，如 图2B所示。然后，用额外的组织包埋凝胶包埋塞子。
2. 将盒放入-80°C冰箱中12小时凝固。
3. 对于厚切片制备，取出凝固的塞块，按照说明使用冷冻切片机切割12μm厚的切片，然后安装在显微镜载玻片上。
4. 从每个插头块上切下 5-10 个部分。

9.血管生成的量化（图3）

1. 在10倍放大倍率下，使用488nm波长的倒置荧光显微镜从切片的5个独立场获取荧光图像。
2. 使用 Image J 软件 （https://imagej.en.softonic.com/） 打开图像文件，然后单击 “血管生成分析 ”按钮。然后，单击 “分析 HUVEC 相差 ”按钮，并切换到 “统计结果表” 以收集信息。测量每个切片的所有 5 张采集的荧光图像。
3. 分析不同组新血管的总长度，以统计评估这些组之间血管生成的差异。
   注：总主段长度表示新船的总长度。增加新血管长度的试剂称为促血管生成剂，而减少新血管长度的试剂称为抗血管生成。

10.血管通透性的量化（图4）

1. 在20倍放大倍率下，使用488nm波长的倒置荧光显微镜从切片的5个独立场获取荧光图像。
2. 使用 Image J 软件打开图像文件。单击 “手绘选择 ”按钮并圈出泄漏区域，然后单击 “分析 ”菜单并选择“ 测量 ”选项以获取泄漏区域的区域信息。使用渗漏面积和图像面积的比率来指示血管通透性。
3. 分析不同组的渗漏面积和图像面积的比率，以统计评估这些组之间血管通透性的差异。

结果

图1 是描述如何制备基质凝胶、血管细胞、培养基和试剂混合物的流程图。然后将混合物皮下注射到Nu / Nu小鼠的背部，并使用加热垫加热以加速其凝固，最终形成凝胶塞。

图2A 是指示荧光标记葡聚糖的血管的流程图。通过尾静脉和圆圈注射荧光标记的葡聚糖30分钟，使其可以进入凝胶塞中的功能血管。此后，收集凝胶栓，使用组织...

讨论

我们提出了一种可靠且方便的方法，用于在不染色 的情况下定量评估体内 血管生成。在该方案中，在促血管生成或抗血管生成试剂存在下将血管细胞与基质凝胶混合，然后皮下注射到Nu / Nu小鼠的背部以形成凝胶塞（图1）。凝胶栓形成7天后，静脉注射葡聚糖-FITC循环30分钟。收集凝胶塞并用组织包埋凝胶包埋，并切片 12 μm 用于摄影（图 2）。葡...

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adhesion Microscope Slides	CITOTEST	188105
Anesthesia System	RWD	R640-S1
Cell Counter	Invitrogen	AMQAX1000
Cell Culture Dish	Corning	430167
Cryoslicer	Thermo Fisher	CryoStar NX50
Dextrans-FITC-150kDa	WEIHUA BIO	WH007N07
Dextrans-FITC-4kDa	WEIHUA BIO	WH007N0705
Embedding Cassettes	CITOTEST	80203-0007
Endothelial Cell Medium	ScienCell	35809
Endothelial Growth Supplements	ScienCell	1025
Fetal Bovine Serum	Gibco	10100147C
Fibroblast Growth Factor 1	AtaGenix	9043p-082318-A01	FGF1
Fluorescence Microscope	Nikon	ECLIPSE Ni
Heating Pad	Boruida	30-50-30
Insulin Syringe	BD	300841
Isoflurane	RWD	R510-22-10
Laboratory Balance	Sartorius	BSA124S-CW
Matrigel	Corning	356234	Matrix gel
Medium 199 powder	Gibco	31100-035
Microtubes	Axygen	MCT-150-C
Optimal Cutting Temperature (OCT) Compound	SUKURA	4583	Tissue embedding gel
Palmitate Acid	KunChuang	KC001
Penicillin-Streptomycin Liquid	Solarbio	P1400
Phosphate Buffer Saline	Solarbio	P1022
Surgical Instruments	RWD	RWD
Tail Vein Injection Instrument	KEW BASIS	KW-XXY
Trypsin-EDTA Solution	Solarbio	T1320
Ultra-Low Temperature Freezer	eppendorf	U410
Vascular Endothelial Growth Factor	CHAMOT	CM058-5HP	VEGF