我们的协议是第一个记录在案的用于青春期前小鼠幼崽心胸外科的麻醉和气管插管的方法。我们开发了麻醉方案、专用设备和特定的处理方法，允许对 10=天大的 C57 Black Six J 小鼠幼崽进行气管插管，用于心胸外科手术，同时最大限度地减少动物死亡率。我们预计，在成人插管方面有经验的操作人员在对 10 窝 7 到 8 只幼崽进行练习后，可以熟练掌握青春期前插管，演示该程序将由我们实验室的高级职员科学家吴建新博士。
在实验当天，按照手稿中的描述，设置专门的设备对10天大的幼崽进行插管。对于手术，请使用由 19 毫米长的塑料管组成的套管，连接到 21 毫米塑料母诱饵锁适配器。通过诱饵锁适配器插入一根铜线来加固套管的管子。
将麻醉的幼犬仰卧固定在插管平台上。在麻醉幼犬插管之前，通过爪子捏反射检查麻醉深度。爪子捏反射必须存在，但与有意识的动物反射明显减少。
用小镊子握住幼犬的舌头，并使用由一块铜线和柔性光纤灯制成的喉镜暴露声门和声带。倾斜加固的套管，使诱饵锁定端略低于尖端，一旦声带分离，插入套管并向前推进，直到诱饵锁适配器刚好在嘴外。然后立即取下电线。
通过动物自主呼吸的能力评估插管后的麻醉深度。将插管的幼犬转移到设置为 37 摄氏度的加热垫上。通过短暂阻塞插管导管来确认自主呼吸幼犬气管插管成功，以检查这是否阻止了胸部运动。
将气管插管连接到呼吸机，以每分钟一升的流速提供 100% 氧气。该过程应少于15秒，以尽量减少再呼吸。诱导手术麻醉平面后，通过检查胸壁运动频率是否等于呼吸机的频率来确认气管插管。
将幼犬置于具有10X和16X物镜的手术显微镜下，以进行心肌梗塞手术。对皮肤进行消毒后，使用手术刀在胸部左侧壁的第三和第四肋骨之间做一个水平的皮肤切口。在细镊子的帮助下，通过钝性解剖肋间隙打开胸部，并使用牵开器保持空间开放。
通过用 9-0 聚丙烯单丝缝合线将左冠状动脉远端结扎到左心耳远端来诱发心肌梗死。梗死手术10分钟后，用7-0缝合线闭合皮肤。用70%乙醇或生理盐水清洁血液，并用Betadine消毒切口。
让动物恢复并确保在几分钟内恢复自主呼吸。然后将幼犬放回加热的预充氧室，并在恢复期间持续监测。当右翼反射恢复时，拔管幼犬。
用家用笼子床上用品轻轻擦拭小狗。保持幼犬温暖并检查呼吸是否规律，幼犬是否能够自发运动。将大坝放回笼子里。
然后在所有幼崽从麻醉中完全恢复后返回。将大坝和幼崽安置在笼子里过夜，笼子一半放在37摄氏度的加热垫上。在手术后第三天，通过贴上尾巴将麻醉的幼犬保持在仰卧位置在温暖垫上。
在门牙上放一根线，将幼犬粘在一个位置，并保持头部伸入鼻锥。用70%乙醇消毒皮肤。使用细剪刀，沿气管在右颈总动脉的皮肤上切开一厘米的切口，并使用连接到 26 号针头的单腔聚乙烯管插管暴露的血管，在引起心脏骤停后施用 0.2 毫升肝素化盐水一分钟，如手稿中所述， 通过先前的切口解剖右颈静脉并横断。
用 0.2 毫升 PBS 灌注心脏，然后用 0.1 毫升 0.2% 阿尔新蓝浸泡心脏，以染色非梗死的远端心肌。检查灌注是否成功，通过颈静脉冲洗血液、PBS 和阿尔新蓝。完成后，打开胸部并通过解剖周围的结缔组织和血管来切除心脏以释放心脏。
用PBS冲洗心脏，然后切除心房，并使用安装在手术显微镜上的相机使用10倍主观镜拍摄心脏。在初步实验中，麻醉方案针对10日龄幼崽进行了优化。每公斤氯胺酮 50 毫克、每公斤甲苯噻嗪 6 毫克和每公斤阿托品 0.18 毫克的剂量导致足够的麻醉深度，允许对重 5.5 至 7.30 克的自主呼吸幼崽进行气管插管。
由于较轻的幼崽不能忍受较高剂量的麻醉，因此将剂量减少到每公斤氯胺酮30毫克，每公斤甲苯噻嗪4毫克和每公斤阿托品0.12毫克，使重量为4.50至5.49克的幼崽能够插管。相比之下，氯胺酮剂量进一步减少到每公斤20毫克，使重3.15至4.49克的幼崽能够插管。该表还显示了进行手术的插管幼崽的数量和百分比。
体重较低的幼崽比较重的幼崽更难插管，并且需要更多的尝试，导致幼崽的存活率低于最高体重组。此外，与中低体重组相比，来自最高体重组的插管幼崽进行心肌梗死手术的人数更多。不同体重组心肌梗死手术后两天的生存率一致，为86%至92%，麻醉深度对插管和生存至关重要。
如果麻醉太轻，插管困难。如果太深，幼崽会在插管期间或之后自主停止呼吸。我们的麻醉插管方案将允许在青春期前小鼠中建立需要心脏胸外科手术的模型，例如，允许在此期间对肺、食道和心脏进行研究。
