Unsere Arbeit wird unterstützt von der Biotechnology and Biological Sciences Research Council unterstützt. Wir möchten Prof Tamotsu Yoshimori für die freundliche Bereitstellung uns mit dem Plasmid für die Expression von GFP-LC3 danken.

1. Zellpräparation <ol><li> Seed niedrigen Durchgang Zahl der HEK-293T-Zellen, die GFP-DFCP1 auf 22 mm runde Deckgläser, Kultur Zellen über Nacht in Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium (DMEM), bis zu einer Konfluenz von 30-40% (Ziel für eine Konfluenz von 80% nach 2 Tage - Tag des Live Cell Imaging). </li></ol> 2. Zelltransfektion <ol><li> Bereiten Sie die Transfektion komplexe Mischung für jede Platte, die 100 ul OptiMEM I reduziert Serummedium, 3 ul X-tremeGENE 9 DNA-Transfektionsreagenz und 0,5 ug pECFP-LC3-Plasmid-DNA. Vorsichtig mischen durch Auf-und Abpipettieren und Inkubation 15 min bei Raumtemperatur. [Anmerkung: Wir haben immer wieder festgestellt, dass andere Transfektionsreagenzien wie Lipofectamine 2000 eine Menge von Toxizität aufweisen, und darüber hinaus, sie produzieren fluoreszierende Partikel auf ihre eigenen, die mit vielen Mikroskopie-Techniken stören.] </li><li> Saugen Sie das Medium von den Platten und fügen Sie frisches DMEM vorgewärmt auf 37 ° C. </li><li> Fügen Sie den transfection komplex, um Zellen durch Pipettieren; inkubieren Zellen für 24 Stunden. </li></ol> 3. Handy Inkubation mit dem Organell Marker (Optional) <ol><li> In MitoTracker / Lysotracker zu DMEM in einer Endkonzentration von 75 nM, und halten auf dem Eis, in einem Falcon-Röhrchen mit Alufolie bedeckt, entlang der gesamten experimentellen Tag, um Belichtung und Wiederholtes Auftauen und Einfrieren Zyklen zu vermeiden. </li><li> Entfernen Sie ein Aliquot von 2 ml des MitoTracker / Lysotracker-haltigem Medium und Aufwärmen bei 37 ° C; absaugen Medium von transfizierten Zellen und ersetzen mit MitoTracker / Lysotracker-haltigem Medium und Inkubation Zellen für 30 - 60 min. </li></ol> 4. Vorbereitung der Inkubation Kammer für das Live Cell Imaging (Abbildung 1) <ol><li> Sauberkeit Metall und Kunststoff O-Ringe mit 75% Ethanol und gelten Silikonfett auf dem Rand der Metall-O-Ring. </li><li> Mit einer Pinzette entfernen das Deckglas an die Platte und Trocknen der überschüssigen Mediums von der unteren Seite des Deckglases,zu vermeiden Mischen zu viel Medium mit dem Fett, da dies die Wahrscheinlichkeit erhöhen, von Leckagen. </li><li> Lassen Sie das Deckglas auf dem Sims der Kunststoff-O-Ring ruhen und den O-Ring auf der Oberseite des Kunststoff-O-Ring, mit dem Deckglas dazwischen eingefügt ist, um eine geschlossene Kammer zu schaffen. </li><li> Nachfüllen Kammer mit dem Medium von der Platte, von diesem Punkt und vermeiden längerer Inkubation der Zellen in DMEM-Medium ohne Puffer, um Änderungen in pH verhindern zu rechnen, da das Bicarbonat-Puffersystem DMEM erfordert künstliche CO 2-Konzentration von 5-10% und die CO 2-Konzentration der Umgebungsluft ist viel geringer. </li></ol> 5. Verhungern der Zellen <ol><li> Setzen Sie den Inkubationsraum am Mikroskop Bühne. </li><li> Saugen Sie das komplette Medium und waschen mit 2 ml Hungermedium 3 mal, um sicherzustellen, dass keine Aminosäuren aus dem DMEM, die schließlich hemmen die Autophagie Antwort geblieben, setzen dieTimer ON. </li></ol> 6. Mikroskopie <ol><li> Ein geeignetes Abbildungssystem für lebende Zelle Weitfeld-Auflicht-Fluoreszenz konfiguriert erforderlich. Dies wird typischerweise eine Forschunggrad inversen Mikroskop Rahmen eine intensive Breitspektrum-Lichtquelle, Spiegel und Filter spezifisch für das fluoreszierende Protein (e) / Farbstoff (e) von Interesse, eine hohe Qualität Objektivlinse, einem empfindlichen CCD / sCMOS Kamera und eine Inkubation Kammer. Alle großen Hersteller bieten komplette Mikroskop Weitfeld-Systeme geeignet für Live Cell Imaging, aber es ist auch möglich, nach Hause zu-bauen ein System mit Komponenten aus einer Vielzahl von Herstellern und steuern es mit Open-Source-Software wie Micro-Manager ( <a href="http://valelab.ucsf.edu/~MM/MMwiki/" target="_blank">http: / / valelab.ucsf.edu / ~ MM / MMwiki /</a> ). Der wichtigste Aspekt in unserer Meinung ist, ein System mit hoher Empfindlichkeit zu verwenden, so dass Expression der fluoreszierenden Reporter auf ein Minimum reduziert werden können. </li><li> Selecting die entsprechenden Zellen auf Bild. <ol><li> Wählen Sie große und flache Zellen, die damit mehr Autophagosom Bildung Ereignisse erfasst werden. Auch bei Zellen, die bereits begonnen haben, Erzeugen einer größeren Anzahl von omegasomes entscheiden. </li><li> Rufen Sie die Videoaufnahme nach 30 min oder auch in Autophagie Reaktion, um ein größeres Verhältnis von Bildung Autophagosom Ereignisse per Video festzuhalten. </li></ol></li><li> Imaging. <ol><li> Verwenden Sie eine hohe Vergrößerung Linse (100x 1.4 NA). </li><li> Stellen Sie die Intensität von Anregungslicht auf 10-20% der maximalen zu Fotobleichen verhindern. </li><li> Stellen Sie die Kamera (Hamamatsu ORCA ER, Pixelgröße 6,45 um) 100-500 ms Belichtung, 2x2 Binning und 100 Gewinn. </li><li> Stellen Sie die Bildaufnahme Rate auf 1 Frame alle 10 Sekunden. </li></ol></li></ol> 7. Erstellen von Montagen Autophagosom Formation Events mit ImageJ [Dies kann in einer nicht-systematischen Weise durch einfaches Scannen des fusionierten Video für e getan werdenLüftungsöffnungen von Interesse, aber es kann auch sein, systematisiert, wie unten beschrieben.] <ol><li> Offene Bildstapeln für die 3 (oder 2) eingefangen Kanäle in ImageJ / Fiji. </li><li> Bewerben grün, rot und blau LUT (Lookup-Tabellen) auf den entsprechenden Kanal; fusionieren 3 Farben und sparen. </li><li> Von der Registerkarte Analysieren, wählen Sie Extras&gt; ROI-Manager ... &gt; Geben Sie, und wählen Sie dann einen zufälligen Bereich definierter Größe in dem ersten Bild des Stapels. </li><li> Von der Registerkarte Bild, wählen Sie duplizieren, um den ausgewählten Bereich des Stapels zu duplizieren. </li><li> Von der Registerkarte Bild, wählen Stacks&gt; Make montage ... , eine vorläufige montage enthält erstellen alle Bilder eingefangen. Scannen Sie alle Frames in der Montage für eine komplette Autophagosom Bildung Ereignis; halten Noten des ersten und letzten Frame der Veranstaltung. </li><li> Von der Registerkarte Analysieren, wählen Sie Extras&gt; ROI-Manager ... Wählen Sie die gleiche Fläche im ersten Bild des Stapels für die anderen 2 Farben sowie für die fusionierte Farben Bild und duplizieren Stacks. </li><li> Von ter Registerkarte Datei, wählen Sie Neu&gt; Bild, und stellen Sie für die Breite nach der Anzahl der Pixel mit der ursprünglich ausgewählten ROI-Manager, für die Höhe eingestellt 4 mal die Höhe in der ROI-Manager eingestellt Pixel Plus 3 für Raum zwischen den 3 Farben und den zusammengeführt und stellen Slices als die Anzahl von Rahmen in jedem Stapel. </li><li> Von der Registerkarte Bild, wählen Stacks&gt; Tools&gt; Legen Sie ..., dann legen jedes Sub-Stapel eine über der anderen, so dass Raum 1 Pixel dazwischen. </li><li> Von der Registerkarte Bild, wählen Stacks&gt; Make montage ... um eine Montage mit Start und Ziel mit dem ersten und letzten Frame des Autophagosom Bildung Ereignis erfasst erstellen. </li></ol>

<ol>
	<li>Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy:+process+and+function.">Autophagy: process and function.</a> Genes Dev. 21, 2861-2873 (2007).</li><li>Mizushima, N., Yoshimori, T., Ohsumi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+Atg+proteins+in+autophagosome+formation.">The role of Atg proteins in autophagosome formation.</a> Annual review of cell and developmental biology. 27, 107-132 (2011).</li><li>Klionsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy:+from+phenomenology+to+molecular+understanding+in+less+than+a+decade.">Autophagy: from phenomenology to molecular understanding in less than a decade.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 931-937 (2007).</li><li>Klionsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy+revisited:+a+conversation+with+Christian+de+Duve.">Autophagy revisited: a conversation with Christian de Duve.</a> Autophagy. 4, 740-743 (2008).</li><li>Yla-Anttilba, P., Vihinen, H., Jokitalo, E., Eskelinen, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+tomography+reveals+connections+between+the+phagophore+and+endoplasmic+reticulum.">3D tomography reveals connections between the phagophore and endoplasmic reticulum.</a> Autophagy. 5, 1180-1185 (2009).</li><li>Hayashi-Nishino, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subdomain+of+the+endoplasmic+reticulum+forms+a+cradle+for+autophagosome+formation.">A subdomain of the endoplasmic reticulum forms a cradle for autophagosome formation.</a> Nat. Cell Biol. 11, 1433-1437 (2009).</li><li>Lippincott-Schwartz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+in+vivo+analyses+of+cell+function+using+fluorescence+imaging+(*).">Emerging in vivo analyses of cell function using fluorescence imaging (*).</a> Annu. Rev. Biochem. 80, 327-332 (2011).</li><li>Mizushima, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+autophagosome+formation+using+Apg5-deficient+mouse+embryonic+stem+cells.">Dissection of autophagosome formation using Apg5-deficient mouse embryonic stem cells.</a> The Journal of Cell Biology. 152, 657-668 (2001).</li><li>Itakura, E., Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+autophagosome+formation+site+by+a+hierarchical+analysis+of+mammalian+Atg+proteins.">Characterization of autophagosome formation site by a hierarchical analysis of mammalian Atg proteins.</a> Autophagy. 6, 764-776 (2010).</li><li>Axe, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagosome+formation+from+membrane+compartments+enriched+in+phosphatidylinositol+3-phosphate+and+dynamically+connected+to+the+endoplasmic+reticulum.">Autophagosome formation from membrane compartments enriched in phosphatidylinositol 3-phosphate and dynamically connected to the endoplasmic reticulum.</a> J Cell Biol. 182, 685-701 (2008).</li><li>Walker, S., Chandra, P., Manifava, M., Axe, E., Ktistakis, N. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+autophagosomes:+localized+synthesis+of+phosphatidylinositol+3-phosphate+holds+the+clue.">Making autophagosomes: localized synthesis of phosphatidylinositol 3-phosphate holds the clue.</a> Autophagy. 4, 1093-1096 (2008).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Das Verfahren in diesem Protokoll beschrieben ermöglicht die Visualisierung von Lokalisation eines Proteins während Autophagosom Bildung. Wir haben verschiedene Methoden der Visualisierung die Ereignisse beschrieben, einschließlich Point-konfokalen, Spinning Disk konfokalen und Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) Mikroskopie versucht. Wir haben festgestellt, dass für allgemeine Zwecke Standard Weitfeld-Auflicht-Fluoreszenz den besten Kompromiss zwischen Empfindlichkeit und Auflösung bietet. Dies gewährle...

Autophagie ist ein sehr dynamischer Prozess, der die Koordination einer Vielzahl von Proteinen für das Endergebnis von 1-3 Autophagosom Bildung erfordert. Mikroskopie ist wahrscheinlich die Technik am häufigsten für das Studium Autophagie 4 angelegt. Die Lokalisierung der meisten autophagy Proteine ​​wurde ausführlich in fixierten Zellen untersucht, sowohl durch Immunfärbung der endogenen Proteinen und durch die Expression von exogenen fluoreszenzmarkierten Protein. Darüber hinaus hat Elektronenmikroskopie (EM), allein und in Kombination mit Immun-Gold-Kennzeichnung, die feinen Details dieser Strukturen 5,6 beschrieben. Trotz der Tatsache, dass diese Techniken haben unser Verständnis der Autophagosom Bildung in den 3 Dimensionen des Raumes gegründet, haben sie es versäumt, ausreichende Menge an Informationen über die 4. Dimension geben - Zeit. Live Cell Imaging überwindet diese Barriere, wie es im Anschluss an die Bildung einer Autophagosom so nah wie möglich erlaubtble in Echtzeit 7. Diese Technik wurde erstmals eingesetzt, um durch Autophagie Yoshimori und Kollegen 8 zu studieren, und wurde fortan zunehmend genutzt. Zeitraffer-Mikroskopie fängt die Lokalisation des POI in lebenden Zellen und über einen Zeitraum von Zeit. Durch den Vergleich dieser Informationen mit einem gut charakterisierten Autophagie und / oder Organellen Marker können Live Cell Imaging Analyse des POI in der größeren räumlichen und zeitlichen Kontext Autophagosom Bildung setzen. Live Cell Imaging Analyse basiert auf der wiederholten Erfassung des POI Lokalisation entlang aller Schritte Autophagosom Bildung basiert, während Bildgebung von fixierten Zellen auf einer einzigen Erfassung beruht. Daher kann Live Cell Imaging beweisen den Beitrag des POI in bestimmten Schritten Autophagosom Bildung, während Bildgebung von fixierten Zellen nur annehmen, kann die Rolle der POI, basierend auf den durchschnittlichen Lokalisation in vielen Autophagosomen gleichzeitig gefangen in den verschiedenen Phasen ihres Lifecyclecle. Obwohl Live Cell Imaging ist eine Methode der hohe analytische Leistung, hat es einige inhärente Beschränkungen, die in Betracht gezogen werden sollte. Zunächst erfordert lebenden Zellen die Expression eines oder mehrerer exogener fluoreszenzmarkierten Proteinen. Fluoreszierenden Markierungen sind in der Regel in der Größe groß und können manchmal verändern das Verhalten eines Proteins durch sterische Gründe. Diese Situation ist für Membranproteine ​​akzentuiert, wie sie in den begrenzten Raum der 2 Dimensionen von Membranen funktionieren müssen. Zu beachten ist, sind Autophagosomen membranösen Strukturen und dementsprechend ihre Bildung erfordert eine große Anzahl von Membran-assoziierten Proteinen. Weitere Probleme mit der Expression des POI verbunden. Grundsätzlich sollte ein exogenes Protein auf einem Niveau vergleichbar mit dem endogenen Protein exprimiert werden. Dadurch wird sichergestellt, dass wichtige Regulatoren der sub-zelluläre Lokalisation nicht gesättigt, und the Analyse wird biologisch relevant. Darüber hinaus sollte die Überexpression von Autophagie Proteine ​​vermieden werden, da, wenn sie über den endogenen ausgedrückt werden, sie den Autophagie Antwort 9 hemmen neigen. Umgekehrt, da die Expression des POI sollte hoch genug sein, um nach ihrer Lokalisation für eine gute Zeit ohne Fotobleichen ermöglichen, muss ein Kompromiss erzielt werden. Das Erreichen der optimalen Expression eines exogenen Protein in Säugern Zellen erfordert eine Menge Feinabstimmung, aber es ist machbar durch die Errichtung und Screening-Zelllinien stabil exprimiert verschiedenen Ebenen des POI. Die räumliche Auflösung, die mit Standard-Fluoreszenz-Mikroskopie erreicht werden kann, ist ein weiterer limitierender Faktor. Auflösung kann für eine Reihe von Gründen begrenzt ist, sondern bestenfalls laterale Auflösung wird etwa 250 nm liegen. Dies bedeutet, dass alle Objekte in einem Abstand kleiner als dieser getrennt erscheint verbunden (oder als eine einzigeObjekt) und Objekte, die kleiner als 250 nm wird in das Bild größer als sie tatsächlich sind vertreten. Daher Bilder sollten immer in diesem Sinne interpretiert werden und ergänzende Techniken wie EM wird benötigt, um ultra-feine strukturelle Details zu klären. Schließlich lebenden Zellen von Natur erfordert Aussetzen einer Zelle, um Licht, möglicherweise über einen längeren Zeitraum. Dies hat Auswirkungen auf die physiologischen Reaktionen einer Zelle, ein Phänomen, das als Phototoxizität bekannt. Wir haben erfolgreich Live Cell Imaging der PI3P-binding protein DFCP1 verwendet, um zum ersten Mal, dass Autophagosomen von PI3P-reich ring-ähnlichen Strukturen bezeichnet omegasomes, die in enger Zusammenarbeit mit ER Stränge 10,11 sind stammen beschreiben. Wir haben klar gezeigt, dass LC3-positiven Strukturen bilden in enger Zusammenarbeit mit omegasomes starten. Wir vermuten, dass hier unter Verwendung einer Zelllinie stabil exprimieren GFP-DFCP1 für die lebenden ZellenAbbildung des interessierenden Proteins, wurde eine stabile räumliche und zeitliche Rahmen für die Charakterisierung ihrer Rolle in Autophagosom Bildung.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>41965</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>OptiMEM I</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>31985-062</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MitoTracker Red FM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>M22425</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>LysoTracker Red DND-99</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>L-7528</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>X-tremeGENE 9 DNA Transfection Reagent</td>
			<td>Roche Applied Science</td>
			<td>6365787001</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>22 mm coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>631-0159</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>35 mm plates</td>
			<td>Fisher NUNC</td>
			<td>153066</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Silicon grease</td>
			<td>RS Components Ltd. </td>
			<td>RS 494-124</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>O-rings</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom made</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Attofluor Cell Chamber</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A-7816</td>
			<td>Suggested alternative to custom-made O-rings</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX81</td>
			<td>Inverted microscope</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UPLSAPO 100XO</td>
			<td>N.A. 1.4, W.D. 0.13, FN 26.5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>ORCA-R2 C10600 10B</td>
			<td>Progressive scan interline CCD</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Illuminator</td>
			<td>TILL Photonics</td>
			<td>Polychrome V</td>
			<td>Ultrafast monochromator</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Incubation chamber</td>
			<td>Solent Scientific</td>
			<td>Cell^R IX81</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Software</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SIS xcellence</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

live cell imaging of early autophagy events: omegasomes and beyond

Autophagy eine zelluläre Antwort durch das Fehlen von Nährstoffen, insbesondere das Fehlen von Aminosäuren ausgelöst. Autophagie wird durch die Bildung von Doppel-Membran-Struktur, genannt Autophagosomen, das Zytoplasma, langlebigen Proteinen und Protein-Aggregate, fehlerhafte Organellen und sogar Viren oder Bakterien absondern definiert. Autophagosomen schließlich mit Lysosomen, die zu Masse Verschlechterung ihrer Inhalte zu verschmelzen, wobei die Nährstoffe erzeugt werden zurück in das Zytoplasma zurückgeführt. Daher ist von entscheidender Bedeutung für Autophagie Zellhomöostase und Fehlregulation von Autophagie kann zu Krankheiten, vor allem Neurodegeneration, Alterung und Krebs führen. Autophagosom Bildung ist ein sehr aufwendiges Verfahren, bei denen Zellen haben eine bestimmte Gruppe von Proteinen, die so genannte Kern Autophagie Maschinen zugeordnet. Der Kern Autophagie Maschinen funktional durch zusätzliche Proteine ​​in verschiedenen zellulären Prozessen beteiligt ergänzt, z. B. in membrane Menschenhandel in der mitochondrialen und lysosomalen Biologie. Die Koordination dieser Proteine ​​für die Bildung und den Abbau von Autophagosomen bildet den hochdynamischen und anspruchsvolle Reaktion der Autophagie. Live Cell Imaging ermöglicht es, die molekularen Beitrag jedes Autophagie-related protein folgen bis auf die Ebene eines einzelnen Autophagosom Bildung Veranstaltung und in Echtzeit, daher bietet diese Technik eine hohe zeitliche und räumliche Auflösung. Hier verwenden wir eine Zelllinie stabil exprimieren GFP-DFCP1, um einen räumlichen und zeitlichen Kontext für unsere Analyse zu etablieren. DFCP1 Marken omegasomes, die Vorläufer-Strukturen führt zu Autophagosomen Bildung sind. Ein Protein von Interesse (POI) kann entweder mit einem roten oder cyan fluoreszierenden Marker markiert werden. Verschiedene Organellen, wie ER, Mitochondrien und Lysosomen, sind alle in verschiedenen Schritten Autophagosom Bildung beteiligt und können markiert mit einem bestimmten Farbstoff tracker werden. Zeitraffer-Mikroskopie autophagy in diesem experimentellen Aufbau, ermöglicht es, Informationen über die vierte Dimension, dh extrahiert werden. Daher können wir folgen den Beitrag des POI in Raum und Zeit Autophagie.

In das Protokoll beschrieben, haben wir Zeitraffer-Mikroskopie verwendet, um die Lokalisierung von GFP-markierten LC3 in einer Zelllinie folgen stabil exprimieren GFP-markierten DFCP1 unter Autophagie induzierenden Bedingungen. Das Ergebnis dieses Experiments ist die Einnahme von 2-Serie oder Stapel von Bildern, einer aus der grünen und einer aus dem blauen Kanal, entsprechend GFP-DFCP1 und CFP-LC3. Wir haben weiterhin diese Videos analysiert mit ImageJ, um Montagen entsprechend einzigen Autophagosom Bildung Veranstalt...

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Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Zeitraffer-Mikroskopie von fluoreszenzmarkierten Autophagie Marker erlaubt die Überwachung der dynamischen Autophagie Reaktion mit hoher zeitlicher Auflösung. Mit spezifischen Autophagie und Organellen Marker in einer Kombination aus 3 verschiedenen Farben, können wir folgen den Beitrag eines Proteins an Autophagosom Bildung in einem robusten räumlichen und zeitlichen Kontext.

Autophagy is a  cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of  amino acids. Autophagy is defined by the formation of ...

live-cell-imaging-of-early-autophagy-events-omegasomes-and-beyond

Research

JoVE Journal

Biology

18.4K Aufrufe.  The Babraham Institute. Zeitraffer-Mikroskopie von fluoreszenzmarkierten Autophagie Marker erlaubt die Überwachung der dynamischen Autophagie Reaktion mit hoher zeitlicher Auflösung. Mit spezifischen Autophagie und Organellen Marker in einer Kombination aus 3 verschiedenen Farben, können wir folgen den Beitrag eines Proteins an Autophagosom Bildung in einem robusten räumlichen und zeitlichen Kontext.

Serie: Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Live-Bildgebung Drosophila melanogaster Embryonale Hemocyte Migrationen

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Forschung

Biologie

FRET Microscopy for Real-time Monitoring of Signaling Events in Live Cells Using Unimolecular Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring of biochemical and signaling events in live cells and tissues. Compared to classical biochemical methods, this novel technology is characterized by high temporal and spatial resolution. FRET experiments use various genetically-encoded biosensors which can be expressed and imaged over time in situ or in vivo1-2. Typical biosensors can either report protein-protein interactions by measuring FRET between a fluorophore-tagged pair of proteins or conformational changes in a single protein which harbors donor and acceptor fluorophores interconnected with a binding moiety for a molecule of interest3-4. Bimolecular biosensors for protein-protein interactions include, for example, constructs designed to monitor G-protein activation in cells5, while the unimolecular sensors measuring conformational changes are widely used to image second messengers such as calcium6, cAMP7-8, inositol phosphates9 and cGMP10-11. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from single commercially available components and how to control the whole setup using the Micro-Manager freeware. This simple but powerful instrument is designed for routine or more sophisticated FRET measurements in live cells. Acquired images are processed using self-written plug-ins to visualize changes in FRET ratio in real-time during any experiments before being stored in a graphics format compatible with the build-in ImageJ freeware used for subsequent data analysis. This low-cost system is characterized by high flexibility and can be successfully used to monitor various biochemical events and signaling molecules by a plethora of available FRET biosensors in live cells and tissues. As an example, we demonstrate how to use this imaging system to perform real-time monitoring of cAMP in live 293A cells upon stimulation with a &beta;-adrenergic receptor agonist and blocker.

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy is a powerful technique for real-time monitoring of signaling events in live cells using various biosensors as reporters. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from commercially available components and how to use it for FRET experiments.

FRET-Mikroskopie zur Echtzeit-Überwachung der Signalisierung Events in lebenden Zellen mit unimolekularen Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy  continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring  of biochemical ...

Two- and Three-Dimensional Live Cell Imaging of DNA Damage Response Proteins

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate mutations and chromosomal aberrations1. To prevent this trauma from catalyzing genomic instability, it is crucial for cells to detect DSBs, activate the DNA damage response (DDR), and repair the DNA. When stimulated, the DDR works to preserve genomic integrity by triggering cell cycle arrest to allow for repair to take place or force the cell to undergo apoptosis. The predominant mechanisms of DSB repair occur through nonhomologous end-joining (NHEJ) and homologous recombination repair (HRR) (reviewed in2). There are many proteins whose activities must be precisely orchestrated for the DDR to function properly. Herein, we describe a method for 2- and 3-dimensional (D) visualization of one of these proteins, 53BP1.
The p53-binding protein 1 (53BP1) localizes to areas of DSBs by binding to modified histones3,4, forming foci within 5-15 minutes5. The histone modifications and recruitment of 53BP1 and other DDR proteins to DSB sites are believed to facilitate the structural rearrangement of chromatin around areas of damage and contribute to DNA repair6. Beyond direct participation in repair, additional roles have been described for 53BP1 in the DDR, such as regulating an intra-S checkpoint, a G2/M checkpoint, and activating downstream DDR proteins7-9. Recently, it was discovered that 53BP1 does not form foci in response to DNA damage induced during mitosis, instead waiting for cells to enter G1 before localizing to the vicinity of DSBs6. DDR proteins such as 53BP1 have been found to associate with mitotic structures (such as kinetochores) during the progression through mitosis10.
In this protocol we describe the use of 2- and 3-D live cell imaging to visualize the formation of 53BP1 foci in response to the DNA damaging agent camptothecin (CPT), as well as 53BP1's behavior during mitosis. Camptothecin is a topoisomerase I inhibitor that primarily causes DSBs during DNA replication. To accomplish this, we used a previously described 53BP1-mCherry fluorescent fusion protein construct consisting of a 53BP1 protein domain able to bind DSBs11. In addition, we used a histone H2B-GFP fluorescent fusion protein construct able to monitor chromatin dynamics throughout the cell cycle but in particular during mitosis12. Live cell imaging in multiple dimensions is an excellent tool to deepen our understanding of the function of DDR proteins in eukaryotic cells.

This protocol describes a method for visualizing a DNA double-strand break signaling protein activated in response to DNA damage as well as its localization during mitosis.

Zwei-und dreidimensionale Live Cell Imaging der DNA-Reparatur-Proteine

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate ...

4D Imaging of Protein Aggregation in Live Cells

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental conditions and an intracellular environment that is tightly packed, sticky, and hazardous to protein stability1. The ability to dynamically balance protein production, folding and degradation demands highly-specialized quality control machinery, whose absolute necessity is observed best when it malfunctions. Diseases such as ALS, Alzheimer's, Parkinson's, and certain forms of Cystic Fibrosis have a direct link to protein folding quality control components2, and therefore future therapeutic development requires a basic understanding of underlying processes. Our experimental challenge is to understand how cells integrate damage signals and mount responses that are tailored to diverse circumstances.
The primary reason why protein misfolding represents an existential threat to the cell is the propensity of incorrectly folded proteins to aggregate, thus causing a global perturbation of the crowded and delicate intracellular folding environment1. The folding health, or "proteostasis," of the cellular proteome is maintained, even under the duress of aging, stress and oxidative damage, by the coordinated action of different mechanistic units in an elaborate quality control system3,4. A specialized machinery of molecular chaperones can bind non-native polypeptides and promote their folding into the native state1, target them for degradation by the ubiquitin-proteasome system5, or direct them to protective aggregation inclusions6-9.
In eukaryotes, the cytosolic aggregation quality control load is partitioned between two compartments8-10: the juxtanuclear quality control compartment (JUNQ) and the insoluble protein deposit (IPOD) (Figure 1 - model). Proteins that are ubiquitinated by the protein folding quality control machinery are delivered to the JUNQ, where they are processed for degradation by the proteasome. Misfolded proteins that are not ubiquitinated are diverted to the IPOD, where they are actively aggregated in a protective compartment.
Up until this point, the methodological paradigm of live-cell fluorescence microscopy has largely been to label proteins and track their locations in the cell at specific time-points and usually in two dimensions. As new technologies have begun to grant experimenters unprecedented access to the submicron scale in living cells, the dynamic architecture of the cytosol has come into view as a challenging new frontier for experimental characterization. We present a method for rapidly monitoring the 3D spatial distributions of multiple fluorescently labeled proteins in the yeast cytosol over time. 3D timelapse (4D imaging) is not merely a technical challenge; rather, it also facilitates a dramatic shift in the conceptual framework used to analyze cellular structure.
We utilize a cytosolic folding sensor protein in live yeast to visualize distinct fates for misfolded proteins in cellular aggregation quality control, using rapid 4D fluorescent imaging. The temperature sensitive mutant of the Ubc9 protein10-12 (Ubc9ts) is extremely effective both as a sensor of cellular proteostasis, and a physiological model for tracking aggregation quality control. As with most ts proteins, Ubc9ts is fully folded and functional at permissive temperatures due to active cellular chaperones. Above 30 &deg;C, or when the cell faces misfolding stress, Ubc9ts misfolds and follows the fate of a native globular protein that has been misfolded due to mutation, heat denaturation, or oxidative damage. By fusing it to GFP or other fluorophores, it can be tracked in 3D as it forms Stress Foci, or is directed to JUNQ or IPOD.

Cellular viability depends on timely and efficient management of protein misfolding. Here we describe a method for visualizing the different potential fates of a misfolded protein: refolding, degradation, or sequestration in inclusions. We demonstrate the use of a folding sensor, Ubc9ts, for monitoring proteostasis and aggregation quality control in live cells using 4D microscopy.

4D-Bildgebung von Protein Aggregation in lebenden Zellen

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Live-Imaging von apoptotischen Ausverkauf während<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryogenese

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Activating Autophagy by Aerobic Exercise in Mice

Autophagy is a lysosomal degradation pathway essential for cell homeostasis, function and differentiation. Under stress conditions, autophagy is induced and targets various cargos, such as bulk cytosol, damaged organelles and misfolded proteins, for degradation in lysosomes. Resulting nutrient molecules are recycled back to the cytosol for new protein synthesis and ATP production. Upregulation of autophagy has beneficial effects against the pathogenesis of many diseases, and pharmacological and physiological strategies to activate autophagy have been reported. Aerobic exercise is recently identified as an efficient autophagy inducer in multiple organs in mice, including muscle, liver, heart and brain. Here we show procedures to induce autophagy in vivo by either forced treadmill exercise or voluntary wheel running. We also demonstrate microscopic and biochemical methods to quantitatively analyze autophagy levels in mouse tissues, using the marker proteins LC3 and p62 that are transported to and degraded in lysosomes along with autophagosomes.

Autophagy activation is beneficial in the prevention of a number of diseases. One of the physiological approaches to induce autophagy in vivo is physical exercise. Here we show how to activate autophagy by aerobic exercise and measure autophagy levels in mice.

Die Aktivierung Autophagy von Aerobic-Übung bei Mäusen

Autophagy is a lysosomal degradation pathway essential for cell homeostasis, function and differentiation. Under stress conditions, autophagy is induced ...

Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH distribution and calcium ions can be observed using live microscopy over time. This allows identification of the life stage and the tissue with the feature of interest for further electron microscopy studies. Life stage and tissues of interest are typically higher in pH and Ca signals. 
Here, using H. elegans, we present a protocol to characterize the presence of calcium carbonate structures in a biological specimen on the scanning electron microscope (SEM), using energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS) to visualize elemental composition, using electron backscatter diffraction (EBSD) to determine the presence of crystalline structures, and using transmission electron microscopy (TEM) to analyze the composition and structure of the material. In this protocol, a focused ion beam (FIB) is used to isolate samples with dimension suitable for TEM analysis. As FIB is a site specific technique, we demonstrate how information from the previous techniques can be used to identify the region of interest, where Ca signals are highest.

We demonstrate the use of various microscopy methods that are useful in observing the calcification of a tubeworm, Hydroides elegans, as well as locating and characterizing the first calcified material. Live microscopy and electron microscopy are used together to provide functional and material information that are important in studying biomineralization.

Charakterisierung von Verkalkungen Events Verwendung von Live-optische und Elektronenmikroskopie-Techniken in einem Marine-Tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH ...

Live-cell Imaging of Platelet Degranulation and Secretion Under Flow

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the formation of thrombi that occlude the vasculature and injure organs, with life-threatening consequences. This motivates scientific research on platelet function and the development of methods to track cell-biological processes as they occur under flow conditions.
A variety of flow models are available for the study of platelet adhesion and aggregation, two key phenomena in platelet biology. This work describes a method to study real-time platelet degranulation under flow during activation. The method makes use of a flow chamber coupled to a syringe-pump setup that is placed under a wide-field, inverted, LED-based fluorescence microscope. The setup described here allows for the simultaneous excitation of multiple fluorophores that are delivered by fluorescently labeled antibodies or fluorescent dyes. After live-cell imaging experiments, the cover glasses can be further processed and analyzed using static microscopy (i.e., confocal microscopy or scanning electron microscopy).

This work describes a fluorescence microscopy-based method for the study of platelet adhesion, spreading, and secretion under flow. This versatile platform enables the investigation of platelet function for mechanistic research on thrombosis and hemostasis.

Live-Zelle Bildgebung von Platelet Degranulation und Sekretion unter Flow

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Hochauflösende Live-Cell-Bildgebung subzellulärer Strukturen

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...

Live Imaging of Microtubule Dynamics in Glioblastoma Cells Invading the Zebrafish Brain

With a dismal median survival time in real populations-between 6 to 15 months-glioblastoma (GBM) is the most devastating malignant brain tumor. Treatment failure is mainly due to the invasiveness of GBM cells, which speaks for the need for a better understanding of GBM motile properties. To investigate the molecular mechanism supporting GBM invasion, new physiological models enabling in-depth characterization of protein dynamics during invasion are required. These observations would pave the way to the discovery of novel targets to block tumor infiltration and improve patient outcomes. This paper reports how an orthotopic xenograft of GBM cells in the zebrafish brain permits subcellular intravital live imaging. Focusing on microtubules (MTs), we describe a procedure for MT labeling in GBM cells, microinjecting GBM cells in the transparent brain of 3 days post fertilization (dpf) zebrafish larvae, intravital imaging of MTs in the disseminating xenografts, altering MT dynamics to assess their role during GBM invasion, and analyzing the acquired data.

We report a technique permitting live imaging of microtubule dynamics in glioblastoma (GBM) cells invading a vertebrate brain tissue. Coupling the orthotopic injection of fluorescently tagged GBM cells into a transparent zebrafish brain with high-resolution intravital imaging allows the measurement of cytoskeleton dynamics during in situ cancer invasion.

Live-Bildgebung der Mikrotubulidynamik in Glioblastomzellen, die in das Zebrafischgehirn eindringen

With a dismal median survival time in real populations-between 6 to 15 months-glioblastoma (GBM) is the most devastating malignant brain tumor. Treatment ...