Nosso trabalho é apoiado pelo Conselho de Pesquisa em Biotecnologia e Ciências Biológicas. Gostaríamos de agradecer a Prof Tamotsu Yoshimori para gentilmente nos fornecer com o plasmídeo para a expressão da CFP-LC3.

1. Preparação celular <ol><li> Semente de baixo número de passagem das células HEK-293T que expressam estavelmente GFP DFCP1 em 22 lamelas redondas mm; células de cultura durante a noite em Meio de Eagles Modificado por Dulbecco (DMEM), a uma confluência de 30-40% (o objectivo de confluência de 80% após 2 dias - dias de imagens de células vivas). </li></ol> 2. Transfecção celular <ol><li> Prepare a mistura complexa de transfecção para cada prato, contendo 100 mL OptiMEM eu reduzi meio de soro, 3 mL X-9 tremeGENE reagente de transfecção de DNA, e 0,5 mg de pECFP-LC3 DNA plasmídeo. Misture delicadamente por pipetagem cima e para baixo e incubar 15 minutos à temperatura ambiente. [Nota: temos encontrado repetidamente que outros reagentes de transfecção, como Lipofectamine 2000, tem um monte de toxicidade, e, além disso, eles produzem partículas fluorescentes por conta própria que interferem com muitas técnicas de microscopia.] </li><li> Aspirar o meio das placas e adicionam DMEM fresco pré-aquecido a 37 ° C. </li><li> Adicione o transfection complexo para células por pipetagem, células incubar durante 24 horas. </li></ol> 3. A incubação de células com o marcador Organelle (Opcional) <ol><li> Adicionar Mitotracker / Lyso Tracker para DMEM a uma concentração final de 75 nM, e manter em gelo, em um tubo Falcon coberto com folha de alumínio, ao longo de todo o dia experimental, para evitar a exposição à luz e os ciclos repetitivos de congelamento e descongelamento. </li><li> Remove-se uma alíquota de 2 ml da Mitotracker / Lyso Tracker, contendo meio e se aquecer a 37 ° C; meio aspirado a partir de células transfectadas e substituir com Mitotracker / Lyso Tracker contendo meio e as células a incubar durante 30 - 60 min. </li></ol> 4. Preparação da câmara de incubação para imagens de células vivas (Figura 1) <ol><li> Limpeza de metal e plástico anéis com etanol a 75% e aplicar massa de silicone sobre o aro do metal o-ring. </li><li> Usando fórceps remover a lamela da placa e secar o excesso de meio a partir do lado inferior da lamela,para evitar a mistura demasiado médio com a massa lubrificante, pois isso irá aumentar a probabilidade de fugas. </li><li> Adicione a lamela para descansar sobre a borda do anel de vedação de plástico e encaixam o anel de vedação de metal no topo do anel de vedação de plástico, com a lamela ensanduichada entre elas, de modo a criar uma câmara fechada. </li><li> Encher com a câmara de suporte da placa, a partir deste ponto em diante, evitar prolongada incubação das células em meio DMEM sem um agente de tamponamento, para evitar alterações de pH para ocorrer, assim como o sistema de tampão de bicarbonato de DMEM exige a concentração de CO 2 artificial de 5-10% e a concentração de CO 2 do ar ambiente é muito menor. </li></ol> 5. Fome de Células <ol><li> Coloque a câmara de incubação na platina do microscópio. </li><li> Aspirar o meio completo e lava-se com 2 ml de meio de inanição três vezes, para assegurar que não há aminoácidos de ter permanecido no meio DMEM, o qual irá eventualmente inibir a resposta autofagia; definir otemporizador ON. </li></ol> 6. Microscopia <ol><li> Será necessário um sistema de imagem apropriado configurado para células vivas de campo amplo epi-fluorescência. Isto irá tipicamente compreender uma armação de microscópio invertido de grau de pesquisa, uma intensa largo espectro fonte de luz, espelhos e filtros específicos para a proteína fluorescente (s) / corante (s) de interesse, uma lente objectiva de alta qualidade, um CCD sensível / scmos câmera e uma câmara de incubação. Todos os principais fabricantes de microscópios oferecer sistemas wide-campo completo apropriado para imagens de células vivas, mas também é possível em casa construir um sistema com componentes de uma variedade de fabricantes e controlá-lo usando o software de código aberto, como Micro-Manager ( <a href="http://valelab.ucsf.edu/~MM/MMwiki/" target="_blank">http: / / valelab.ucsf.edu / ~ MM / MMwiki /</a> ). O aspecto mais importante na nossa opinião é a utilização de um sistema de alta sensibilidade de modo que os níveis de expressão dos repórteres fluorescentes pode ser mantido a um mínimo. </li><li> Selecting as células apropriadas para a imagem. <ol><li> Seleccionar as células grandes e planas que permitam a formação de eventos mais autophagosome a ser capturado. Além disso, optar por células que já começou a produzir um maior número de omegasomes. </li><li> Iniciar a captura vídeo após 30 min ou bem em resposta autofagia, a fim de captar um rácio maior de eventos de formação autophagosome por vídeo. </li></ol></li><li> Imaging. <ol><li> Use uma lente de grande aumento (100x 1.4 NA). </li><li> Ajustar a intensidade da luz de excitação para 10-20% do máximo, para evitar foto-branqueamento. </li><li> Defina a câmara (Hamamatsu ORCA ER, tamanho do pixel 6,45 mm) a exposição 100-500 ms, binning 2x2 e 100 de ganho. </li><li> Definir a taxa de aquisição de imagem para um quadro a cada 10 seg. </li></ol></li></ol> 7. Criando montagens de Eventos Formação autophagosome com ImageJ [Isto pode ser feito de uma forma não sistemática, basta digitalizar o vídeo incorporado pela eaberturas de interesse, mas também pode ser sistematizado, conforme descrito abaixo.] <ol><li> Abertas as pilhas de imagem para a 3 (ou 2) capturou canais em ImageJ / Fiji. </li><li> Aplicar verde, vermelho e azul LUT (tabelas de pesquisa) para o canal correspondente; fundir três cores e salvar. </li><li> Na guia Analisar, selecione Ferramentas&gt; ROI gerente ... &gt; Especifique, em seguida, selecione uma área aleatória de tamanho definido na primeira imagem da pilha. </li><li> A partir da guia Imagem, selecione duplicar, a fim de duplicar a área selecionada da pilha. </li><li> A partir da guia Imagem, selecione Pilhas&gt; Faça montagem ... para criar uma montagem experimental que contém todos os quadros capturado. Verificar todos os quadros na montagem de um evento completo formação autophagosome; manter notas do primeiro e do último quadro do evento. </li><li> Na guia Analisar, selecione Ferramentas&gt; ROI gerente ... seleccionar a mesma área na primeira imagem da pilha para as outras duas cores, bem como para a imagem de cores resultante da fusão e pilhas duplicado. </li><li> De tele guia Arquivo, selecione Novo&gt; Imagem e defina a largura de acordo com o número de pixels inicialmente selecionados usando o gerenciador de ROI, estabelecidos para a altura quatro vezes a altura definida no gerenciador de ROI mais 3 pixels de espaço entre as três cores e as se fundiram, e definir fatias como o número de quadros em cada pilha. </li><li> A partir da guia Imagem, selecione Pilhas&gt; Ferramentas&gt; Inserir ..., em seguida, insira cada um sub-stack em cima da outra, deixando um espaço de 1 pixel no meio. </li><li> A partir da guia Imagem, selecione Pilhas&gt; Faça montagem ... para criar uma montagem e acabamento de partida com o primeiro e o último quadro do evento formação autophagosome capturado. </li></ol>

<ol>
	<li>Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy:+process+and+function.">Autophagy: process and function.</a> Genes Dev. 21, 2861-2873 (2007).</li><li>Mizushima, N., Yoshimori, T., Ohsumi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+Atg+proteins+in+autophagosome+formation.">The role of Atg proteins in autophagosome formation.</a> Annual review of cell and developmental biology. 27, 107-132 (2011).</li><li>Klionsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy:+from+phenomenology+to+molecular+understanding+in+less+than+a+decade.">Autophagy: from phenomenology to molecular understanding in less than a decade.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 931-937 (2007).</li><li>Klionsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagy+revisited:+a+conversation+with+Christian+de+Duve.">Autophagy revisited: a conversation with Christian de Duve.</a> Autophagy. 4, 740-743 (2008).</li><li>Yla-Anttilba, P., Vihinen, H., Jokitalo, E., Eskelinen, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+tomography+reveals+connections+between+the+phagophore+and+endoplasmic+reticulum.">3D tomography reveals connections between the phagophore and endoplasmic reticulum.</a> Autophagy. 5, 1180-1185 (2009).</li><li>Hayashi-Nishino, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subdomain+of+the+endoplasmic+reticulum+forms+a+cradle+for+autophagosome+formation.">A subdomain of the endoplasmic reticulum forms a cradle for autophagosome formation.</a> Nat. Cell Biol. 11, 1433-1437 (2009).</li><li>Lippincott-Schwartz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+in+vivo+analyses+of+cell+function+using+fluorescence+imaging+(*).">Emerging in vivo analyses of cell function using fluorescence imaging (*).</a> Annu. Rev. Biochem. 80, 327-332 (2011).</li><li>Mizushima, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+autophagosome+formation+using+Apg5-deficient+mouse+embryonic+stem+cells.">Dissection of autophagosome formation using Apg5-deficient mouse embryonic stem cells.</a> The Journal of Cell Biology. 152, 657-668 (2001).</li><li>Itakura, E., Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+autophagosome+formation+site+by+a+hierarchical+analysis+of+mammalian+Atg+proteins.">Characterization of autophagosome formation site by a hierarchical analysis of mammalian Atg proteins.</a> Autophagy. 6, 764-776 (2010).</li><li>Axe, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autophagosome+formation+from+membrane+compartments+enriched+in+phosphatidylinositol+3-phosphate+and+dynamically+connected+to+the+endoplasmic+reticulum.">Autophagosome formation from membrane compartments enriched in phosphatidylinositol 3-phosphate and dynamically connected to the endoplasmic reticulum.</a> J Cell Biol. 182, 685-701 (2008).</li><li>Walker, S., Chandra, P., Manifava, M., Axe, E., Ktistakis, N. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+autophagosomes:+localized+synthesis+of+phosphatidylinositol+3-phosphate+holds+the+clue.">Making autophagosomes: localized synthesis of phosphatidylinositol 3-phosphate holds the clue.</a> Autophagy. 4, 1093-1096 (2008).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

O método descrito neste protocolo permite a visualização da localização de uma proteína durante a formação autophagosome. Temos tentado vários métodos de visualização dos eventos descritos incluindo ponto-de varredura confocal, disco giratório confocal e microscopia de fluorescência Total Internal Reflection (TIRF). Descobrimos que para fins gerais padrão de campo amplo epi-fluorescência oferece o melhor compromisso entre a sensibilidade ea resolução. Isso garante bom sinal para ruído, photo-bleaching...

Autophagy é um processo altamente dinâmico, o que requer a coordenação de um grande número de proteínas para o resultado final da formação do autophagosome 1-3. Microscopia é provavelmente o método mais vulgarmente aplicados para estudar autofagia 4. A localização da maioria das proteínas autofagia tem sido extensivamente estudada em células fixadas, quer por imuno-coloração das proteínas endógenas e por expressão de proteína exógena fluorescentemente marcados. Além disso, a microscopia eletrônica (ME), isoladamente e em combinação com marcação imuno-ouro, descreveu os detalhes destas estruturas 5,6. Apesar do facto de que estas técnicas têm estabelecido nossa compreensão da formação autophagosome nas três dimensões do espaço, eles falharam em fornecer uma quantidade suficiente de informação sobre a dimensão de 4 th - tempo. Imagem de células vivas supera esta barreira, uma vez que permite acompanhar a formação de uma autophagosome tão perto quanto possível tempo real 7. Esta técnica foi empregada pela primeira vez para estudar autofagia por Yoshimori e seus colegas 8, e tem sido cada vez mais utilizada daqui em diante. Microscopia de lapso de tempo capta a localização do PI em células vivas e ao longo de um período de tempo. Ao comparar essas informações com a autofagia bem caracterizados e / ou organela marcador, a análise de imagens de células vivas pode colocar o POI no maior contexto espacial e temporal da formação autophagosome. Análise de imagem de células vivas baseia-se na captura repetitiva da localização POI ao longo de todos os passos de formação autophagosome, enquanto que imagens de células fixas baseia-se numa única captura. Portanto, imagens de células vivas pode provar a contribuição do POI em etapas específicas de formação autophagosome, enquanto imagens de células fixas só podem assumir o papel de POI, com base em sua localização média em muitos autophagosomes simultaneamente capturados em diferentes fases do seu lifecycle. Apesar de imagens de células vivas é um método de alto poder analítico, ele tem algumas limitações inerentes, que devem ser levados em consideração. Primeiro de tudo, a imagem de células vivas, requer a expressão de uma ou mais proteínas exógenas marcados com fluorescência. Marcas fluorescentes tendem a ser grande em tamanho, e por vezes, podem alterar o comportamento de uma proteína devido a razões estéricas. Esta situação é acentuado para as proteínas da membrana, uma vez que necessitam para funcionar no espaço limitado das duas dimensões de membranas. De nota, autofagossomas são estruturas membranosas e, consequentemente, a sua formação requer um grande número de proteínas associadas à membrana. Um outro conjunto de problemas é conectado com os níveis de expressão da PI. Em princípio, uma proteína exógena deverá ser expressa em níveis comparáveis ​​aos da proteína endógena. Isto assegura que os reguladores importantes da sua localização sub-celular não vai ser saturado, e thanálise e será biologicamente relevante. Além disso, a sobre-expressão de proteínas autofagia deve ser evitada, tal como quando são expressas acima dos níveis endógenos, que tendem a inibir a resposta autofagia 9. Inversamente, uma vez que os níveis de expressão da PI deve ser suficientemente alta para permitir a sua localização na sequência de um bom período de tempo sem foto-branqueamento, um compromisso deve ser alcançado. Atingir os níveis de expressão de ideais de uma proteína exógena em células de mamíferos requer muita sintonia fina, mas é possível através da criação e seleção linhas de células expressando estavelmente diferentes níveis do POI. A resolução espacial que pode ser obtida com microscopia de fluorescência padrão é outro factor limitante. A resolução pode ser limitada por um número de razões, mas no melhor dos casos, a resolução lateral, será de cerca de 250 nm. Isto significa que quaisquer objectos separados por uma distância menor do que esta aparece ligado (ou como uma únicaobjeto) e objetos menores do que 250 nm será representado na imagem maior do que eles realmente são. Portanto, as imagens devem ser sempre interpretadas com isso em mente e técnicas complementares, tais como EM será necessário para resolver pequenos detalhes ultra-estrutural. Finalmente, a imagem de células vivas requer inerentemente exposição de uma célula à luz, possivelmente durante um período de tempo prolongado. Isto pode alterar as respostas fisiológicas de uma célula, um fenômeno conhecido como foto-toxicidade. Nós utilizamos com sucesso imagens de células vivas da proteína de ligação PI3P DFCP1 descrever, pela primeira vez, que se originam a partir autofagossomas PI3P ricos em anel, como estruturas denominadas omegasomes, que estão em estreita associação com ER fios 10,11. Mostrámos claramente que as estruturas LC3-positivos começam a se formar em estreita associação com omegasomes. Nós, aqui sugerem que emprega uma linha de células que expressam estavelmente GFP DFCP1 para a célula vivaimagiologia da proteína de interesse, estabelece uma estrutura espacial e temporal robusta para a caracterização do seu papel na formação autophagosome.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>41965</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>OptiMEM I</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>31985-062</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MitoTracker Red FM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>M22425</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>LysoTracker Red DND-99</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>L-7528</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>X-tremeGENE 9 DNA Transfection Reagent</td>
			<td>Roche Applied Science</td>
			<td>6365787001</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>22 mm coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>631-0159</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>35 mm plates</td>
			<td>Fisher NUNC</td>
			<td>153066</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Silicon grease</td>
			<td>RS Components Ltd. </td>
			<td>RS 494-124</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>O-rings</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom made</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Attofluor Cell Chamber</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A-7816</td>
			<td>Suggested alternative to custom-made O-rings</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX81</td>
			<td>Inverted microscope</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UPLSAPO 100XO</td>
			<td>N.A. 1.4, W.D. 0.13, FN 26.5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>ORCA-R2 C10600 10B</td>
			<td>Progressive scan interline CCD</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Illuminator</td>
			<td>TILL Photonics</td>
			<td>Polychrome V</td>
			<td>Ultrafast monochromator</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Incubation chamber</td>
			<td>Solent Scientific</td>
			<td>Cell^R IX81</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Software</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SIS xcellence</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

live cell imaging of early autophagy events: omegasomes and beyond

Autophagy é uma resposta celular desencadeada pela falta de nutrientes, em particular a ausência de aminoácidos. Autophagy é definido pela formação das estruturas de membrana dupla, chamada autofagossomas, que sequestram o citoplasma, proteínas de longa duração e os agregados de proteína, organelas defeituosos, e até mesmo vírus ou bactérias. Autophagosomes eventualmente fundir-se com os lisossomas levam a uma degradação do seu conteúdo em massa, produzidos com os nutrientes a ser reciclado de volta para o citoplasma. Portanto, autofagia é crucial para a homeostasia celular, e a desregulação de autofagia pode levar a doença, mais notavelmente a neurodegeneração, envelhecimento e cancro. Formação autophagosome é um processo muito elaborado, pelo qual as células foram definidos para um grupo específico de proteínas, chamado de máquinas autofagia núcleo. A maquinaria autofagia núcleo é funcionalmente complementadas por proteínas adicionais envolvidas em diversos processos celulares, por exemplo, em membrantráfico de e, em biologia mitocondrial e lisossomal. Coordenação destas proteínas para a formação e degradação de autofagossomas constitui a resposta dinâmica e altamente sofisticadas de autofagia. Imagem de células vivas permite seguir a contribuição molecular de cada proteína relacionada autofagia até ao nível de um único evento de formação autophagosome e em tempo real, pelo que esta técnica oferece uma resolução temporal e espacial elevada. Aqui usamos uma linha celular estável expressando GFP-DFCP1, para estabelecer um contexto temporal e espacial para a nossa análise. DFCP1 omegasomes marcas, que são estruturas precursoras que conduzem à formação autofagossomas. Uma proteína de interesse (POI) pode ser marcado com um vermelho ou ciano etiqueta fluorescente. Diferentes organelas, como o ER, mitocôndrias e lisossomos, estão todos envolvidos em diferentes etapas de formação autophagosome, e podem ser marcadas com um corante rastreador específico. Microscopia de lapso de tempo de AUTOPHagy nesta montagem experimental, permite que a informação a ser extraído sobre a quarta dimensão, ou seja, o tempo. Assim podemos seguir a contribuição do POI para autofagia no espaço e no tempo.

No protocolo descrito, utilizou-se microscopia de lapso de tempo a seguir a localização de PCP marcado com LC3 numa linha de células que expressam estavelmente GFP DFCP1, sob condições indutoras autofagia. O resultado desta experiência é a captura de duas séries ou pilhas de imagens, uma do verde e uma do canal azul, correspondentes a GFP-DFCP1 e CFP-LC3. Analisamos ainda mais esses vídeos usando ImageJ, a fim de criar montagens correspondentes a eventos únicos formação autophagosome, conforme descrito na se...

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Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Microscopia de lapso de tempo de marcadores autofagia fluorescente etiquetado permite o monitoramento da resposta autofagia dinâmico com alta resolução temporal. Usando autofagia organela específica e marcadores numa combinação de três cores diferentes, pode-se seguir a contribuição de uma proteína para a formação autophagosome num contexto espacial e temporal robusta.

Imagens de células vivas dos primeiros autofagia Eventos: Omegasomes and Beyond

Autophagy is a  cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of  amino acids. Autophagy is defined by the formation of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

18.4K visualizações.  The Babraham Institute. Microscopia de lapso de tempo de marcadores autofagia fluorescente etiquetado permite o monitoramento da resposta autofagia dinâmico com alta resolução temporal. Usando autofagia organela específica e marcadores numa combinação de três cores diferentes, pode-se seguir a contribuição de uma proteína para a formação autophagosome num contexto espacial e temporal robusta.

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Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Imagens ao vivo de Drosophila melanogaster Embrionárias Migrações hemócitos

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Biologia

FRET Microscopy for Real-time Monitoring of Signaling Events in Live Cells Using Unimolecular Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring of biochemical and signaling events in live cells and tissues. Compared to classical biochemical methods, this novel technology is characterized by high temporal and spatial resolution. FRET experiments use various genetically-encoded biosensors which can be expressed and imaged over time in situ or in vivo1-2. Typical biosensors can either report protein-protein interactions by measuring FRET between a fluorophore-tagged pair of proteins or conformational changes in a single protein which harbors donor and acceptor fluorophores interconnected with a binding moiety for a molecule of interest3-4. Bimolecular biosensors for protein-protein interactions include, for example, constructs designed to monitor G-protein activation in cells5, while the unimolecular sensors measuring conformational changes are widely used to image second messengers such as calcium6, cAMP7-8, inositol phosphates9 and cGMP10-11. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from single commercially available components and how to control the whole setup using the Micro-Manager freeware. This simple but powerful instrument is designed for routine or more sophisticated FRET measurements in live cells. Acquired images are processed using self-written plug-ins to visualize changes in FRET ratio in real-time during any experiments before being stored in a graphics format compatible with the build-in ImageJ freeware used for subsequent data analysis. This low-cost system is characterized by high flexibility and can be successfully used to monitor various biochemical events and signaling molecules by a plethora of available FRET biosensors in live cells and tissues. As an example, we demonstrate how to use this imaging system to perform real-time monitoring of cAMP in live 293A cells upon stimulation with a &beta;-adrenergic receptor agonist and blocker.

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy is a powerful technique for real-time monitoring of signaling events in live cells using various biosensors as reporters. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from commercially available components and how to use it for FRET experiments.

FRET Microscopia para Monitoramento em Tempo Real de eventos de sinalização em células vivas utilizando biossensores unimolecular

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy  continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring  of biochemical ...

4D Imaging of Protein Aggregation in Live Cells

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental conditions and an intracellular environment that is tightly packed, sticky, and hazardous to protein stability1. The ability to dynamically balance protein production, folding and degradation demands highly-specialized quality control machinery, whose absolute necessity is observed best when it malfunctions. Diseases such as ALS, Alzheimer's, Parkinson's, and certain forms of Cystic Fibrosis have a direct link to protein folding quality control components2, and therefore future therapeutic development requires a basic understanding of underlying processes. Our experimental challenge is to understand how cells integrate damage signals and mount responses that are tailored to diverse circumstances.
The primary reason why protein misfolding represents an existential threat to the cell is the propensity of incorrectly folded proteins to aggregate, thus causing a global perturbation of the crowded and delicate intracellular folding environment1. The folding health, or "proteostasis," of the cellular proteome is maintained, even under the duress of aging, stress and oxidative damage, by the coordinated action of different mechanistic units in an elaborate quality control system3,4. A specialized machinery of molecular chaperones can bind non-native polypeptides and promote their folding into the native state1, target them for degradation by the ubiquitin-proteasome system5, or direct them to protective aggregation inclusions6-9.
In eukaryotes, the cytosolic aggregation quality control load is partitioned between two compartments8-10: the juxtanuclear quality control compartment (JUNQ) and the insoluble protein deposit (IPOD) (Figure 1 - model). Proteins that are ubiquitinated by the protein folding quality control machinery are delivered to the JUNQ, where they are processed for degradation by the proteasome. Misfolded proteins that are not ubiquitinated are diverted to the IPOD, where they are actively aggregated in a protective compartment.
Up until this point, the methodological paradigm of live-cell fluorescence microscopy has largely been to label proteins and track their locations in the cell at specific time-points and usually in two dimensions. As new technologies have begun to grant experimenters unprecedented access to the submicron scale in living cells, the dynamic architecture of the cytosol has come into view as a challenging new frontier for experimental characterization. We present a method for rapidly monitoring the 3D spatial distributions of multiple fluorescently labeled proteins in the yeast cytosol over time. 3D timelapse (4D imaging) is not merely a technical challenge; rather, it also facilitates a dramatic shift in the conceptual framework used to analyze cellular structure.
We utilize a cytosolic folding sensor protein in live yeast to visualize distinct fates for misfolded proteins in cellular aggregation quality control, using rapid 4D fluorescent imaging. The temperature sensitive mutant of the Ubc9 protein10-12 (Ubc9ts) is extremely effective both as a sensor of cellular proteostasis, and a physiological model for tracking aggregation quality control. As with most ts proteins, Ubc9ts is fully folded and functional at permissive temperatures due to active cellular chaperones. Above 30 &deg;C, or when the cell faces misfolding stress, Ubc9ts misfolds and follows the fate of a native globular protein that has been misfolded due to mutation, heat denaturation, or oxidative damage. By fusing it to GFP or other fluorophores, it can be tracked in 3D as it forms Stress Foci, or is directed to JUNQ or IPOD.

Cellular viability depends on timely and efficient management of protein misfolding. Here we describe a method for visualizing the different potential fates of a misfolded protein: refolding, degradation, or sequestration in inclusions. We demonstrate the use of a folding sensor, Ubc9ts, for monitoring proteostasis and aggregation quality control in live cells using 4D microscopy.

Formação de imagens 4D de agregação de proteínas em células vivas

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Imagens ao vivo de Apuramento celular por apoptose durante<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogênese

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Activating Autophagy by Aerobic Exercise in Mice

Autophagy is a lysosomal degradation pathway essential for cell homeostasis, function and differentiation. Under stress conditions, autophagy is induced and targets various cargos, such as bulk cytosol, damaged organelles and misfolded proteins, for degradation in lysosomes. Resulting nutrient molecules are recycled back to the cytosol for new protein synthesis and ATP production. Upregulation of autophagy has beneficial effects against the pathogenesis of many diseases, and pharmacological and physiological strategies to activate autophagy have been reported. Aerobic exercise is recently identified as an efficient autophagy inducer in multiple organs in mice, including muscle, liver, heart and brain. Here we show procedures to induce autophagy in vivo by either forced treadmill exercise or voluntary wheel running. We also demonstrate microscopic and biochemical methods to quantitatively analyze autophagy levels in mouse tissues, using the marker proteins LC3 and p62 that are transported to and degraded in lysosomes along with autophagosomes.

Autophagy activation is beneficial in the prevention of a number of diseases. One of the physiological approaches to induce autophagy in vivo is physical exercise. Here we show how to activate autophagy by aerobic exercise and measure autophagy levels in mice.

Ativando Autophagy pelo exercício aeróbio em ratos

Autophagy is a lysosomal degradation pathway essential for cell homeostasis, function and differentiation. Under stress conditions, autophagy is induced ...

Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH distribution and calcium ions can be observed using live microscopy over time. This allows identification of the life stage and the tissue with the feature of interest for further electron microscopy studies. Life stage and tissues of interest are typically higher in pH and Ca signals. 
Here, using H. elegans, we present a protocol to characterize the presence of calcium carbonate structures in a biological specimen on the scanning electron microscope (SEM), using energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS) to visualize elemental composition, using electron backscatter diffraction (EBSD) to determine the presence of crystalline structures, and using transmission electron microscopy (TEM) to analyze the composition and structure of the material. In this protocol, a focused ion beam (FIB) is used to isolate samples with dimension suitable for TEM analysis. As FIB is a site specific technique, we demonstrate how information from the previous techniques can be used to identify the region of interest, where Ca signals are highest.

We demonstrate the use of various microscopy methods that are useful in observing the calcification of a tubeworm, Hydroides elegans, as well as locating and characterizing the first calcified material. Live microscopy and electron microscopy are used together to provide functional and material information that are important in studying biomineralization.

Caracterização de calcificação eventos usando o Live Óptica e Microscopia Eletrônica de técnicas em um tubeworm Marinha

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH ...

Live-cell Imaging of Platelet Degranulation and Secretion Under Flow

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the formation of thrombi that occlude the vasculature and injure organs, with life-threatening consequences. This motivates scientific research on platelet function and the development of methods to track cell-biological processes as they occur under flow conditions.
A variety of flow models are available for the study of platelet adhesion and aggregation, two key phenomena in platelet biology. This work describes a method to study real-time platelet degranulation under flow during activation. The method makes use of a flow chamber coupled to a syringe-pump setup that is placed under a wide-field, inverted, LED-based fluorescence microscope. The setup described here allows for the simultaneous excitation of multiple fluorophores that are delivered by fluorescently labeled antibodies or fluorescent dyes. After live-cell imaging experiments, the cover glasses can be further processed and analyzed using static microscopy (i.e., confocal microscopy or scanning electron microscopy).

This work describes a fluorescence microscopy-based method for the study of platelet adhesion, spreading, and secretion under flow. This versatile platform enables the investigation of platelet function for mechanistic research on thrombosis and hemostasis.

Imagens de células vivas de degradação e secreção de plaquetas sob fluxo

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Imagem celular ao vivo super-resolução de estruturas subcelulares

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...

Live Imaging of Microtubule Dynamics in Glioblastoma Cells Invading the Zebrafish Brain

With a dismal median survival time in real populations-between 6 to 15 months-glioblastoma (GBM) is the most devastating malignant brain tumor. Treatment failure is mainly due to the invasiveness of GBM cells, which speaks for the need for a better understanding of GBM motile properties. To investigate the molecular mechanism supporting GBM invasion, new physiological models enabling in-depth characterization of protein dynamics during invasion are required. These observations would pave the way to the discovery of novel targets to block tumor infiltration and improve patient outcomes. This paper reports how an orthotopic xenograft of GBM cells in the zebrafish brain permits subcellular intravital live imaging. Focusing on microtubules (MTs), we describe a procedure for MT labeling in GBM cells, microinjecting GBM cells in the transparent brain of 3 days post fertilization (dpf) zebrafish larvae, intravital imaging of MTs in the disseminating xenografts, altering MT dynamics to assess their role during GBM invasion, and analyzing the acquired data.

We report a technique permitting live imaging of microtubule dynamics in glioblastoma (GBM) cells invading a vertebrate brain tissue. Coupling the orthotopic injection of fluorescently tagged GBM cells into a transparent zebrafish brain with high-resolution intravital imaging allows the measurement of cytoskeleton dynamics during in situ cancer invasion.

Imagem ao vivo da dinâmica dos microtúbulos em células de glioblastoma invadindo o cérebro do peixe-zebra

With a dismal median survival time in real populations-between 6 to 15 months-glioblastoma (GBM) is the most devastating malignant brain tumor. Treatment ...

Quantificação do potencial da membrana mitocondrial e dos níveis de superóxido

Fluorescence-Based Quantification of Mitochondrial Membrane Potential and Superoxide Levels Using Live Imaging in HeLa Cells

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, various mitochondrial quality control mechanisms cooperate to maintain a healthy mitochondrial network. One such pathway is mitophagy, where PTEN-induced kinase 1 (PINK1) and Parkin phospho-ubiquitination of damaged mitochondria facilitate autophagosome sequestration and subsequent removal from the cell via lysosome fusion. Mitophagy is important for cellular homeostasis, and mutations in Parkin are linked to Parkinson's disease (PD). Due to these findings, there has been a significant emphasis on investigating mitochondrial damage and turnover to understand the molecular mechanisms and dynamics of mitochondrial quality control. Here, live-cell imaging was used to visualize the mitochondrial network of HeLa cells, to quantify the mitochondrial membrane potential and superoxide levels following treatment with carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone (CCCP), a mitochondrial uncoupling agent. In addition, a PD-linked mutation of Parkin (ParkinT240R) that inhibits Parkin-dependent mitophagy was expressed to determine how mutant expression impacts the mitochondrial network compared to cells expressing wild-type Parkin. The protocol outlined here describes a simple workflow using fluorescence-based approaches to quantify mitochondrial membrane potential and superoxide levels effectively.

Autor em destaque: Quantificação baseada em fluorescência do potencial da membrana mitocondrial e níveis de superóxido usando imagens ao vivo em células HeLa  

This technique describes an effective workflow to visualize and quantitatively measure mitochondrial membrane potential and superoxide levels within HeLa cells using fluorescence-based live imaging.

Quantificação Baseada em Fluorescência do Potencial de Membrana Mitocondrial e Níveis de Superóxido Usando Imagem Viva em Células HeLa

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, ...