Diese Arbeit wurde teilweise unterstützt durch (1) das Verteidigungsministerium Breast Cancer Research Program (US Army Medical Research Acquisition Activity) preis # W81XVVH-10-1-0781 LAL und VE, und (2) die Susan G. Komen Foundation Grant IR122224446 Lal und VE. Pathologie Unterstützung und Gewebehochrechnungs wurde freundlicherweise von Inova Fairfax Pathologie-Abteilung, Dr. Hassan Nayer, Dr. Gita A. Menezes, und Dr. Charles Bechert vorgesehen. Patienteneinwilligung und Probenbeschaffung wurde fachmännisch von Inova Fairfax Hospital klinischen Forschungskoordinatoren Holly Gallimore, Heather Huryk und Emil Kamar geführt.

Menschlichem Brustgewebe wurde von Patienten in einer Forschungsstudie eingeschrieben, mit schriftlicher Einwilligung erhoben, nach Department of Defense, George Mason University, und genehmigte Protokolle Inova Health System Institutional Review Board. 1. Bereiten Nährstoff reiches Medium mit Wachstumsfaktoren und Antibiotika <ol><li> Stammlösungen von Insulin, epidermaler Wachstumsfaktor (EGF), Streptomycinsulfat und Gentamicinsulfat. <ol><li> Rekonstitution in sterile Insulin gefilterte Wasser auf eine Endkonzentration von 10 mg / ml. Saugen Sie 10 ml Typ 1 analysenreinem Wasser in einem sterilen 10 ml Einwegspritze. Bringen Sie einen 0,22 um Polyethersulfon-Filter an der Spritze. Verzichten die sterile gefilterte Wasser in ein steriles 15 ml konischen Röhrchen. </li><li> 10 ml steril filtriert Wasser zu einer 100 mg Ampulle von Insulin. Mischen Sie den Inhalt kurz auf einem Vortex-Mischer. Halten Sie das Insulinfläschchen auf Eis. Dispense 450 ul der Insulinstammlösungention in beschriftete, sterile Mikrozentrifugenröhrchen und bei -20 ° C. Insulin-Stammlösung ist bis zum Verfallsdatum auf dem Fläschchen stabil. </li><li> Bereiten Stammlösung des epidermalen Wachstumsfaktors (EGF): In 500 ul sterilem Wasser auf 500 ug EGF (Lager 1 ug / ul). Mischen Sie den Inhalt kurz auf einem Vortex-Mischer. Halten Sie den EGF Fläschchen auf Eis. <ol><li> Bereiten Sie eine Arbeitsstammlösung von EGF: 100 l des Aktien EGF-Lösung bis 900 &amp; mgr; l Nährmedium (Arbeits Aktie 0,1 ug / ul sein). Mischen Sie den Inhalt kurz auf einem Vortex-Mischer. Geben Sie 50 ul der EGF Arbeitsstammlösung in beschriftete, sterile Mikrozentrifugenröhrchen und bei -80 ° C. HINWEIS: EGF-Stammlösung (1 ug / ul) ist für 1 Jahr stabil bei -80 ° C; Arbeitsstammlösung (0,1 ug / ul) ist 2 Monate bei -80 ° C stabil. </li></ol></li><li> Wiegt 40 mg Streptomycinsulfat auf einer Analysenwaage. Legen Sie die Streptomycinsulfat intoa sterile 15 ml konischen Röhrchen. 4 ml Nährmedium. Mischen Sie den Inhalt kurz auf einem Vortex-Mischer. Die Lösung sollte leicht rosa sein. Lagerung bei 4 ° C lichtgeschützt lagern. Streptomycinsulfat-Lösung ist für 7 Tage stabil. </li><li> Wiegt 20 mg Gentamicinsulfat auf einer Analysenwaage. Legen Sie die Gentamycinsulfat in ein steriles 15 ml konischen Röhrchen. 2 ml Nährmedium. Mischen Sie den Inhalt kurz auf einem Vortex-Mischer. Die Lösung sollte gelb sein. Lagerung bei 4 ° C lichtgeschützt lagern. Gentamicin-Sulfat-Lösung ist für 7 Tage stabil. </li></ol></li><li> Vorbereitung zwei 200 ml Chargen Nährmedium mit humanem rekombinantem EGF ergänzt (10 ng / ml Endkonzentration.), Insulin (10 ug / ml Endkonzentration.), Streptomycinsulfat (100 ug / ml Endkonzentration.) Und Gentamicinsulfat (20 ug / ml Endkonzentration.). <ol><li> In 200 ml Nährmedium mit einer Vakuumfilterkolben mit 0,2 um Polyethersulfon Filterkolben ausgestattet und einem 250 ml Auffangflasche. In 20 &amp;# 181; l Arbeitsstamm EGF, 200 ul Lager Insulin, 2 ml Stammstreptomycinsulfat und 400 ul Lager Gentamycinsulfat zum 200 ml Nährmedium. Die Filterkolben anbringen zu einem Vakuum. Filtern Sie die Medium. Entsorgen Sie den Filter und den Kolben als &quot;nährstoffreichen Medium&quot; zu kennzeichnen. Lagerung bei 4 ° C für bis zu 14 Tage. </li></ol></li></ol> 2. Die Gewebeerfassung und Hochrechnung <ol><li> Im Operationsbereich, pflegen steriler Technik nach Beschaffung des Brustgewebes. Legen Sie das Brustgewebe in einem sterilen Tablett und decken das Tablett mit sterilen Plastikfolie. <ol><li> Transportieren Sie das Gewebe in der überdachten Fach Radiologie / Pathologie, wie durch Ihre Institution erforderlich. Das Fach nicht öffnen. Transportzeiten variieren innerhalb der Institutionen. Gewebe kann in diesem überdachten Fach bei RT bis zu 45 min nach Exzision lebensfähig bleiben. , Schnelle Verarbeitung des Gewebes in nährstoffreichen Medium bietet jedoch optimale Bedingungen für die anschließende Organoid Kultur. </li></ol></li><li> Gross Gewebedissektion die mit Bereichen von DCIS innerhalb des Brustgewebes zu identifizieren: Verwenden Sie sterile Handschuhe, Klingen, Skalpelle, Gewebemarkierungsfarbstoffe und Essig während Gewebedissektion um Gewebe Sterilität aufrechtzuerhalten. <ol><li> Reinigen Sie die Arbeitsfläche mit 70% Ethanol oder 1% Bleichmittel. Öffnen Sie die sterile Handschuhe und setzen Sie den Handschuh-Wrapper auf die Arbeitsfläche. Legen Sie das sterile Innere des Handschuhs Wrapper Gesicht. Setzen Sie auf die sterile Handschuhe. <ol><li> Reinigen der Oberfläche des Probenbehälters mit 70% Ethanol. Entfernen Sie die Plastikfolie von der Gewebeprobenbehälter und legen Sie die Probe auf dem Handschuh-Wrapper. </li></ol></li><li> Tauchen Sie zwei Wattestäbchen Abstriche in das Gewebe Markierungsfarbstoff. Anwendung des Farbstoffs an der Oberfläche des Gewebes durch Walzen die Tupfer über die Gewebeoberfläche. Hinweis: Jeder Pathologie hat einen standardisierten Farbstoff Farbe / Gewebeorientierung Protokoll. Gewebe mit Farbstoff markiert, um das Gewebe in Bezug auf seine Position in dem Patienten orientieren. Der Farbstoff wird ausgelöscht oderauf das Gewebe lackiert. Füllen Sie nicht den Farbstoff über das Gewebe. Gießen der Farbstoff kann bewirken, dass der Farbstoff in das Gewebe Ritzen so verwirrend die Ausrichtung der operativen Margen führen / Tropf. Tissue Orientierung bietet dem Chirurgen und Pathologen mit anatomischen Merkmalen, um a) eine Beschreibung der Gewebeprobe und b) bestimmen die Lage der operativen Margen in Bezug auf den Tumor. </li><li> Gießen destilliertem weißen Essig (5% Essigsäure) auf steriler Gaze-Pads. Tupfen Sie das gefärbte Gewebe mit dem Essig getränkten Gaze. Entsorgen Sie die Gaze. Essig wird die Markierung im Gewebe Farbstoffe zu fixieren. </li><li> Schneiden Sie das Brustgewebe in vertikale Scheiben ca. 5 mm dick. Schneiden Sie nicht den ganzen Weg durch das Gewebe (Abbildung 2). Beobachten / ertasten das Gewebe für Bereiche der Verkalkung. Identifizieren DCIS Läsionen durch ihre charakteristische Firma, blasse Erscheinung durch rötliche umgeben, gummi Grenzen, die kiesigen fühlen (wegen Calcium spicules). HINWEIS: In einigen Fällen kann Mitesser (Pickel-like) Gebietenals weißen Punkten, die nekrotischen Material von großem Durchmesser DCIS Läsionen gesehen. </li><li> Schnitten Bereiche DCIS / verkalkt Brustgewebe, einschließlich einer geringen Menge umgebenden Brustgewebe. Legen Sie das Brustgewebe in ein steriles 50 ml Röhrchen mit 20-30 ml nährstoffreichen Medium in Schritt 1 vorbereitet. <ol><li> Mischen Sie das Gewebe und Medium durch vorsichtiges Umdrehen des Röhrchens mehrmals. Entsorgen Sie das Medium und fügen frisches Medium. Das Röhrchen wird das Gewebe und Medium, das in einem isolierten Behälter und Transportieren des Gewebes an den Gewebekulturlabor. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. Gewebekultur <ol><li> Arbeiten in einem biologischen Sicherheitsschrank, gießt das Gewebe und eine kleine Menge des Nährmediums in eine sterile Petrischale. Mit einem sterilen Skalpell weggeschnitten und entsorgen Sie die Fasergewebe. Schneiden Sie das Brustgewebe in Stücke (Organoiden) ca. 3 mm 2 (1C-D). Versuchen Sie, das Gewebe zu schneiden, so dass jedes Organoid mindestens eine erkennbare Kanalabschnitt mit umgebenden Stroma. </li><li> Öffnen Sie den Deckel der Zellkulturflasche. Mit einer sterilen Pinzette oder Zange, legen Sie die Organoiden in den Kolben. Schließen Sie den Deckel. Entsorgen Sie die Petrischale. </li><li> Hinzufügen 11 ml serumfreien nährstoffreichen Medium (hergestellt in Schritt 1) ​​zu der Zellkulturflasche. Das Gefäß verschließen und den Kolben wirbeln so die Organoiden und mittlere gleichmäßig über die Flaschenoberfläche (1E-F) verteilt. </li><li> Der Kolben wird bei 37 ° C inkubieren in einer befeuchteten 5,0% CO 2 -Atmosphäre für 2 Tage. Sie nicht den Kolben während dieser Zeit bewegen. </li><li> Am Tag 2 nach der Inkubation, entfernen Sie den Kolben aus dem Inkubator, um für potenzielle Bakterien / Pilzbefall zu überprüfen. Vermeiden Sie plötzliche, heftige Bewegungen oder Verwirbelung des Kolbens. Den Kolben in einem inversen Mikroskop Bühne. <ol><li> Beachten Sie das Medium für Bakterien, Hefen und / oder Pilzbefall. Wenn keine Verunreinigungen festgestellt wird, wird der Kolben zurück in den Inkubator für eine Zusatzitional Tag. Wenn eine Kontamination festgestellt wird, entsorgen Sie die Kolben und der Inhalt in einen geeigneten Behälter. </li></ol></li><li> Am Tag 3 nach der Inkubation, ersetzen Sie das konditionierte Medium mit frischem Medium. <ol><li> Platzieren 11 ml Medium in einem sterilen Röhrchen bei 37 ° C für 20-30 min. Die Zellkulturflasche aus dem Inkubator entfernen. Ohne die Organoiden stören, entfernen und entsorgen Sie das Medium in den Kolben mit einer sterilen serologischen Pipette. </li><li> Mit Hilfe einer neuen sterilen serologischen Pipette 11 ml des vorgewärmten frisches Medium. Sehr sanft drehen Sie den Kolben, um das Medium über die Flaschenoberfläche zu verteilen. </li><li> Der Kolben wird bei 37 ° C in einer befeuchteten 5,0% CO 2 -Atmosphäre inkubiert. </li></ol></li></ol> 4. Wartung von Gegründet Organoide / Epithelzellen Kolonien <ol><li> Bereiten Sie frisches Medium alle 2 Wochen und ersetzen Sie die Medien in der Zellkulturflasche 3-mal pro Woche. <ol><li> Platzieren 11 ml Medium in einem sterilen Behälter in 37° C für 20-30 min. Die Flasche aus dem Inkubator entfernen. Mit einem sterilen serologischen Pipette, entfernen und entsorgen Sie die konditionierte Medium aus dem Kolben, wobei Sie darauf achten, nicht die Organoiden stören. </li><li> Mit Hilfe einer neuen sterilen serologischen Pipette 11 ml des vorgewärmten frisches Medium. Sehr sanft drehen Sie den Kolben, um das Medium über die Flaschenoberfläche zu verteilen. Der Kolben wird bei 37 ° C in einer befeuchteten 5,0% CO 2 -Atmosphäre inkubiert. </li></ol></li><li> Nach von 10 - 14 Tagen in Kultur, entfernen alle Gewebestücke in der Kulturflasche, die nicht adhärenten sind. <ol><li> Periodisch Ernten der Zellen und / oder Organoide aus dem Kolben für eine Ausbreitung in neue Kulturflaschen für Xenograft-Transplantation oder zur phänotypischen und / oder molekulare Analyse. </li><li> Die Zellkulturflasche aus dem Inkubator entfernen. Sprühen Sie den Kolben, der mit 70% Ethanol. Wischen überschüssiges Ethanol zu dem Kolben mit einem sauberen Papiertuch, das mit 70% Ethanol besprüht wurde. </li><li> Organoid Vermehrung: &lt;ol&gt; <li> Öffnen Sie den Deckel der Flasche und legen Sie den Deckel offen in der biologischen Sicherheitsschrank. Unter mikroskopischer Visualisierung, suchen Sie die Organoid (n), geerntet werden. Verwenden Sie sterile Pinzette oder Zange zu Pick-up ein organoides. </li><li> Um die Organoid in einem neuen Kulturflasche zu propagieren, setzen Sie den Organoid im neuen Kolben. In 11 ml frischem, warmem Medium. Inkubieren bei 37 ° C in einer befeuchteten 5% CO 2 Atmosphäre wie in den Schritten 3.3 - 3.6.3. Ersetzen Sie das Zellkulturmedium in der Zellkulturflasche dreimal pro Woche. </li></ol></li><li> Ernten der Zellen: <ol><li> Unter direkte mikroskopische vixualization, vorsichtig abkratzen und saugen Zellen und mammospheres mit einem 1000 ul Pipette mit sterilen Einweg-Pipettenspitzen. Saugen Sie die Zellen und umgebenden Medium. Verzichten die Zellen / Medium in ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen. </li></ol></li><li> Dreh die Zellen kurz in einem Mini-Zentrifuge bei 12.100 xg für 5 sec. Entfernen und entsorgen Sie das Medium. &lt;ol&gt; <li> Zur DNA-Analyse, sofort gefrier das Zellpellet auf Trockeneis in einem kleinen Mediumvolumen (10 ul), mit langfristiger Lagerung bei -80 ° C. </li><li> Zur Proteomanalyse, lysieren die Zellen in 10 ul 8 M Harnstoff für die Massenspektrometrie oder 2x SDS Tris-Glycin-Puffer für Western Blot / Umkehrphasen-Protein-Microarrays. Alternativ drehen Zellen in einem Zytozentrifuge zu Zellabstriche zur immunhistochemischen Analyse zu machen. </li></ol></li><li> Nach dem Ernten von Zellen aus einem Kolben, entfernen und entsorgen Sie die restliche Medium. In 11 ml warmem, frisch nährstoffreichen Medium. Der Kolben wird bei 37 ° C in einer befeuchteten 5% CO 2 Atmosphäre. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die hier beschriebene Kultursystem stellt ein neues Modell für die Erzeugung leben präinvasiven neoplastischer Brustzellen für die Grundlagenforschung und translationale Forschung Studien. In der Vergangenheit hat prämalignen Brustkrebsprogression typischerweise unter Verwendung von drei verschiedenen Verfahren untersucht. Die erste Methode ist histopathologischen und genetischen Analyse mikrodisseziert gefroren oder festen Proben menschlichen 12-14. Die zweite Methode nutzt Mausmodellen, die hyperplastis...

Proliferation von Epithelzellen innerhalb der Grenzen der Milchgänge und Alveolen (duktale Carcinoma in situ) als obligate Vorläufer invasive duktale und lobuläre Mammakarzinom erkannt. Dennoch sind die molekularen Mechanismen und Zellpopulationsdynamik, die Progression zu einem invasiven Krebs erlauben kaum verstanden. Aufklärung der Überlebensmechanismen von pre-invasiven Brustkrebszellen, oder jede präinvasiven Tumor verwendet wird, kann therapeutische Strategien für das Töten oder sogar verhindern, pre-invasiven Neoplasien 1 offenbaren. Doch einfache Low-Cost-Methoden zur funktions Studium der menschlichen präinvasiven Läsionen haben gefehlt. Obwohl in vitro Monokultur von transformierten Zelllinien ist eine etablierte Labormethode, der Phänotyp und Genotyp dieser immortalisierten Zelllinien nicht die Molekular Status der primären menschlichen Tumorzellen 2 zu wiederholen. Selbst die nicht-tumor MCF-10A Zelllinie, die recapitulates 3-D Brustdrüse Architektur nicht die funktionellen Phänotyp und molekularen Eigenschaften des pre-invasive Brustläsion 3,4 einzelnen Patienten adäquat zu repräsentieren. Zu bestimmen, ob stielartigen neoplastischen Zellen fähig Invasion im duktalen Carcinoma in situ (DCIS) Zellpopulation existiert, eine Methodik entwickelt, die wir für das Sammeln und Kulti sterile menschlichen Brustgewebe zum Zeitpunkt der Operation (1) 5. Unsere ex vivo Brust organoiden Kultursystem nicht auf die enzymatische Gewebe-Zerstörung, Basalmembran-Matrix-Extrakt oder Fibroblasten Verarmungs verlassen, für Isolierung und Vermehrung mammosphere bildenden Zellen aus frischem menschlichen Brustkarzinomgewebe duktalen 6-8. Unser neues System ist auf dem Prinzip der Zelle Streaming / Migrations 5 basiert. Die erkennbaren Milchgänge, und die umliegenden Stroma sind in einem Mindestvolumen von Serum-freien Nährmedium (nur E tauchtnough die Kanalfragmente umfassen), um den Gasaustausch in keiner bestimmten Ausrichtung in den Kolben (1E-F) zu maximieren, mit der Schnittfläche des Kanals in das Kulturmedium ausgesetzt ist, aber. Dieses Kultursystem erlaubt den Zellen, aus dem Kanal und in / auf dem autologen Stroma und Kulturkolben migrieren. Das Nährmedium, nur Epidermal Growth Factor (EGF), Insulin und Antibiotika ergänzt, fördert das Wachstum von gemischten Zellpopulationen aus dem organoiden ausgeht. Die Gewebekulturflasche hat einen abnehmbaren, wiederverschließbaren Deckel, die Organoide und / oder Zellen ohne Unterbrechung der gesamte Kolben oder Nachbar Organoiden geerntet werden können, während eine sterile feuchten Umgebung.

<table><tbody><tr><td>Ethanol</td><td>Fisher</td><td>A405-P</td><td>prepare a 70% solution in Type 1 reagent grade water</td></tr><tr><td>18 M&amp;Omega;-cm water, sterile filtered</td><td></td><td></td><td>sterile filtered, Type 1 reagent grade water</td></tr><tr><td>10 cc plastic disposable syringe, sterile</td><td>BD</td><td>305482</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m polyethersulfone (PES) syringe filter, sterile</td><td>Thermo Scientific</td><td>194-2520</td><td></td></tr><tr><td>15 ml polypropylene conical tubes, sterile</td><td>Fisher</td><td>14-959-49B</td><td></td></tr><tr><td>50 ml polypropylene conical tubes, sterile</td><td>Fisher</td><td>05-539-6</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml low retention microcentrifuge tubes, sterile</td><td>Fisher</td><td>02-681-331</td><td></td></tr><tr><td>nutrient medium, DMEM-F12/HEPES</td><td>Invitrogen</td><td>11330-032</td><td>with L-glutamine</td></tr><tr><td>Insulin, human recombinant</td><td>Roche</td><td>11376497001</td><td>10 mg/ml stock</td></tr><tr><td>Epidermal Growth Factor (EGF), human recombinant</td><td>Millipore</td><td>GF144</td><td>100 &amp;micro;g/ml stock</td></tr><tr><td>Streptomycin sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1567</td><td>10 mg/ml stock</td></tr><tr><td>Gentamicin sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G19114</td><td>10 mg/ml stock</td></tr><tr><td>Filtration flask and filter top, sterile</td><td>Millipore</td><td>SCGPU02RE</td><td>0.22 &amp;micro;m PES membrane</td></tr><tr><td>25 ml sterile, disposable pipettes</td><td>Fisher</td><td>4489</td><td>paper-plastic wrapped</td></tr><tr><td>10 ml sterile, disposable pipettes</td><td>Fisher</td><td>4488</td><td>paper-plastic wrapped</td></tr><tr><td>Tissue marking dyes (black, blue, red, green, yellow and orange)</td><td>CDI</td><td>MD2000</td><td>after opening use only with single-use, sterile cotton tipped applicators, or use once and discard</td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators, sterile</td><td>Fisher</td><td>23-400-115</td><td>single use only</td></tr><tr><td>Gauze pads, 10 x 10 cm, sterile</td><td>Fisher</td><td>2187</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transfer pipettes, sterile, disposable</td><td>Samco</td><td>202-20S</td><td></td></tr><tr><td>Vinegar, white distilled</td><td>household use</td><td></td><td>5% acetic acid; after opening use only with sterile pipettes</td></tr><tr><td>#10 scalpels, sterile, disposable</td><td>Thermo Scientific</td><td>31-200-32</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish, sterile</td><td>Fisher</td><td>FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td>TPP 115 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; flask, with removable lid</td><td>MidSci</td><td>90652</td><td>screw cap with filter</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; incubator</td><td>Fisher</td><td>13-998-074</td><td>5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 37 &amp;deg;C, humidified chamber</td></tr><tr><td>inverted light microscope</td><td>Olypmus</td><td>IX51</td><td></td></tr><tr><td>8 M urea</td><td>Fisher</td><td>BP169-500</td><td>optional, for mass spectrophotometric analysis of cultured cells</td></tr><tr><td>2X SDS tris-glycine buffer</td><td>Life Technologies</td><td>LC2676</td><td>optional, for proteomic analysis of cultured cells</td></tr><tr><td>Cytocentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>A78300003</td><td>optional, for preparing cell smears</td></tr></tbody></table>

non-enzymatic, serum-free tissue culture of pre-invasive breast lesions for spontaneous generation of mammospheres

Breast duktalen Carcinoma in situ (DCIS), per Definition, ist die Proliferation von Tumor Epithelzellen innerhalb der Grenzen des Brustgang, ohne dass der kollagenen Basalmembran. Während DCIS ist eine nicht-invasive obligate Vorläufer Brustkrebs sind die molekularen Mechanismen und Zellpopulationen, die Progression zu einem invasiven Krebs gestatten nicht vollständig bekannt. Zu bestimmen, ob Vorläuferzellen, die Invasion im DCIS Zellpopulation existiert, haben wir eine Methode zum Sammeln und Kulti sterile menschlichen Brustgewebe zum Zeitpunkt der Operation, ohne die enzymatische Zerstörung von Gewebe. Sterile Brustgewebe enthält duktalen Segmente aus chirurgisch entfernt folgende Routine pathologische Untersuchung Brustgewebe geerntet. Tissue enthält DCIS wird in nährstoffreichen, antibiotikahaltigen, serumfreies Medium zur Gewebekulturlabor gebracht und transportiert. Das Brustgewebe wird weiter dissected, die verkalkten Stellen zu isolieren. Mehrere Brustgewebestücke (Organoiden) in einem minimalen Volumen von serumfreiem Medium in einem Kolben mit einem abnehmbaren Deckel und kultiviert in einem befeuchteten CO 2 -Inkubator gegeben. Epithelialen und Fibroblasten-Zellpopulationen ergeben sich aus der Organoid nach 10-14 Tagen haben. Mammospheres spontan auf und um die epitheliale Zellschicht. Spezifische Zellpopulationen können direkt aus dem Kolben ohne Störung benachbarter Zellen geerntet werden. Unsere nicht-enzymatische Gewebekultursystem zuverlässig verrät zytogenetisch abnormal, invasive Vorläuferzellen aus frischen menschlichen DCIS Läsionen.

Workflow für die Beschaffung und das Kultivieren sterile Brust duktalen Carcinoma in situ Tissue Brustgewebe Sterilität aus dem Operationssaal in die Zellkulturlabor über geringfügige Änderungen in typischen Krankenhauspathologie Workflow (Abbildung 1) gehalten. Gewebe wird in einem sterilen Behälter mit einer Deckfolie, die radiologische Beurteilung ermöglicht unter Beibehaltung der Sterilität Gewebe transportiert. Gross Gewebeverarbeitung einer Brust Lumpekto...

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Non-enzymatic, Serum-free Tissue Culture of Pre-invasive Breast Lesions for Spontaneous Generation of Mammospheres

Primärzellkultur unter Verwendung von intaktem Gewebe Organoiden stellt ein Modellsystem, das die multizellulären Mikroumgebung in vivo nachahmt. Wir entwickelten ein Serum-freien Primär Brustepithel Gewebekulturmodell, das gemischte Zellkultur-Linien und Exponate differenzierte Morphologie perpetuiert, ohne enzymatische Gewebezerstörung. Breast Organoiden lebensfähig bleiben für&gt; 6 Monate.

Nicht-enzymatische, Serumfreie Zellkultur von Pre-invasive Brustläsionen für Spontane Erzeugung Mammospheres

Breast ductal carcinoma in situ (DCIS), by definition, is proliferation of neoplastic epithelial cells within the confines of the breast duct, without ...

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Research

JoVE Journal

Biology

12.5K Aufrufe.  George Mason University.  Primärzellkultur unter Verwendung von intaktem Gewebe Organoiden stellt ein Modellsystem, das die multizellulären Mikroumgebung in vivo nachahmt. Wir entwickelten ein Serum-freien Primär Brustepithel Gewebekulturmodell, das gemischte Zellkultur-Linien und Exponate differenzierte Morphologie perpetuiert, ohne enzymatische Gewebezerstörung. Breast Organoiden lebensfähig bleiben für> 6 Monate. 

Serie: Non-enzymatic, Serum-free Tissue Culture of Pre-invasive Breast Lesions for Spontaneous Generation of Mammospheres

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of extracellular matrix (ECM) and a variety of mesenchymal cells, including fibroblasts, myofibroblasts, endothelial cells, pericytes and leukocytes 1-3.
The tumour-associated stroma is responsive to substantial paracrine signals released by neighbouring carcinoma cells. During the disease process, the stroma often becomes populated by carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) including large numbers of myofibroblasts. These cells have previously been extracted from many different types of human carcinomas for their in vitro culture. A subpopulation of CAFs is distinguishable through their up-regulation of &alpha;-smooth muscle actin (&alpha;-SMA) expression4,5. These cells are a hallmark of 'activated fibroblasts' that share similar properties with myofibroblasts commonly observed in injured and fibrotic tissues 6. The presence of this myofibroblastic CAF subset is highly related to high-grade malignancies and associated with poor prognoses in patients.
Many laboratories, including our own, have shown that CAFs, when injected with carcinoma cells into immunodeficient mice, are capable of substantially promoting tumourigenesis 7-10. CAFs prepared from carcinoma patients, however, frequently undergo senescence during propagation in culture limiting the extensiveness of their use throughout ongoing experimentation. To overcome this difficulty, we developed a novel technique to experimentally generate immortalised human mammary CAF cell lines (exp-CAFs) from human mammary fibroblasts, using a coimplantation breast tumour xenograft model.
In order to generate exp-CAFs, parental human mammary fibroblasts, obtained from the reduction mammoplasty tissue, were first immortalised with hTERT, the catalytic subunit of the telomerase holoenzyme, and engineered to express GFP and a puromycin resistance gene. These cells were coimplanted with MCF-7 human breast carcinoma cells expressing an activated ras oncogene (MCF-7-ras cells) into a mouse xenograft. After a period of incubation in vivo, the initially injected human mammary fibroblasts were extracted from the tumour xenografts on the basis of their puromycin resistance 11.
We observed that the resident human mammary fibroblasts have differentiated, adopting a myofibroblastic phenotype and acquired tumour-promoting properties during the course of tumour progression. Importantly, these cells, defined as exp-CAFs, closely mimic the tumour-promoting myofibroblastic phenotype of CAFs isolated from breast carcinomas dissected from patients. Our tumour xenograft-derived exp-CAFs therefore provide an effective model to study the biology of CAFs in human breast carcinomas. The described protocol may also be extended for generating and characterising various CAF populations derived from other types of human carcinomas.

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) rich in myofibroblasts present within the tumour stroma, play a major role in driving tumour progression. We developed a coimplantation tumour xengraft model for experimentally generating CAFs from human mammary fibroblasts. The protocol describes how to establish CAF myofibroblasts that acquire an ability to promote tumourigenesis.

Experimentelle Erzeugung von Karzinom-assoziierte Fibroblasten (CAF) von menschlichen Brustkrebszellen Fibroblasten

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of ...

Forschung

Medizin

Processing of Human Reduction Mammoplasty and Mastectomy Tissues for Cell Culture

Experimental examination of normal human mammary epithelial cell (HMEC) behavior, and how normal cells acquire abnormal properties, can be facilitated by in vitro culture systems that more accurately model in vivo biology. The use of human derived material for studying cellular differentiation, aging, senescence, and immortalization is particularly advantageous given the many significant molecular differences in these properties between human and commonly utilized rodent cells1-2. Mammary cells present a convenient model system because large quantities of normal and abnormal tissues are available due to the frequency of reduction mammoplasty and mastectomy surgeries.
The mammary gland consists of a complex admixture of many distinct cell types, e.g., epithelial, adipose, mesenchymal, endothelial. The epithelial cells are responsible for the differentiated mammary function of lactation, and are also the origin of the vast majority of human breast cancers. We have developed methods to process mammary gland surgical discard tissues into pure epithelial components as well as mesenchymal cells3. The processed material can be stored frozen indefinitely, or initiated into primary culture. Surgical discard material is transported to the laboratory and manually dissected to enrich for epithelial containing tissue. Subsequent digestion of the dissected tissue using collagenase and hyaluronidase strips stromal material from the epithelia at the basement membrane. The resulting small pieces of the epithelial tree (organoids) can be separated from the digested stroma by sequential filtration on membranes of fixed pore size. Depending upon pore size, fractions can be obtained consisting of larger ductal/alveolar pieces, smaller alveolar clusters, or stromal cells. We have observed superior growth when cultures are initiated as organoids rather than as dissociated single cells. Placement of organoids in culture using low-stress inducing media supports long-term growth of normal HMEC with markers of multiple lineage types (myoepithelial, luminal, progenitor)4-5. Sufficient numbers of cells can be obtained from one individual's tissue to allow extensive experimental examination using standardized cell batches, as well as interrogation using high throughput modalities.
Cultured HMEC have been employed in a wide variety of studies examining the normal processes governing growth, differentiation, aging, and senescence, and how these normal processes are altered during immortal and malignant transformation4-15,16. The effects of growth in the presence of extracellular matrix material, other cell types, and/or 3D culture can be compared with growth on plastic5,15. Cultured HMEC, starting with normal cells, provide an experimentally tractable system to examine factors that may propel or prevent human aging and carcinogenesis.

A method to process human mammary surgical discard material is described. Processed tissue, in the form of organoids, can be stored frozen indefinitely or placed in culture for long-term growth. This method enables experimental examination of normal human epithelial cell biology, and the effects of exogenous perturbations.

Verarbeitung von Human Reduction Mammoplastik und Mastektomie Gewebe für die Zellkultur

Experimental  examination of normal human mammary epithelial cell (HMEC) behavior, and how  normal cells acquire abnormal properties, can be facilitated ...

Time-lapse Imaging of Primary Preneoplastic Mammary Epithelial Cells Derived from Genetically Engineered Mouse Models of Breast Cancer

Time-lapse imaging can be used to compare behavior of cultured primary preneoplastic mammary epithelial cells derived from different genetically engineered mouse models of breast cancer. For example, time between cell divisions (cell lifetimes), apoptotic cell numbers, evolution of morphological changes, and mechanism of colony formation can be quantified and compared in cells carrying specific genetic lesions. Primary mammary epithelial cell cultures are generated from mammary glands without palpable tumor. Glands are carefully resected with clear separation from adjacent muscle, lymph nodes are removed, and single-cell suspensions of enriched mammary epithelial cells are generated by mincing mammary tissue followed by enzymatic dissociation and filtration. Single-cell suspensions are plated and placed directly under a microscope within an incubator chamber for live-cell imaging. Sixteen 650 &mu;m x 700 &mu;m fields in a 4x4 configuration from each well of a 6-well plate are imaged every 15 min for 5 days. Time-lapse images are examined directly to measure cellular behaviors that can include mechanism and frequency of cell colony formation within the first 24 hr of plating the cells (aggregation versus cell proliferation), incidence of apoptosis, and phasing of morphological changes. Single-cell tracking is used to generate cell fate maps for measurement of individual cell lifetimes and investigation of cell division patterns. Quantitative data are statistically analyzed to assess for significant differences in behavior correlated with specific genetic lesions.

Time-lapse imaging is used to assess behavior of primary preneoplastic mammary epithelial cells derived from genetically engineered mouse models of breast cancer risk to determine if there are correlations between specific behavioral parameters and distinct genetic lesions.

Zeitraffer-Imaging of Primary Präkanzeröse Brustepithelzellen aus gentechnisch veränderten Mausmodellen der Breast Cancer Abgeleitet

Time-lapse  imaging can be used to compare behavior of cultured primary preneoplastic  mammary epithelial cells derived from different genetically ...

In Vitro Evaluation of Oncogenic Transformation in Human Mammary Epithelial Cells

Tumorigenesis is a multi-step process in which cells acquire capabilities&#160;that allow their growth, survival, and dissemination under hostile conditions. Different tests seek to identify and quantify these hallmarks of cancerous cells; however, they often focus on a single aspect of cellular transformation and, in fact, multiple tests are required for their proper characterization. The purpose of this work is to provide researchers with a set of tools to assess cellular transformation in vitro from a broad perspective, thereby making it possible to draw sound conclusions.
A sustained proliferative signaling activation is the major feature of tumoral tissues and can be easily monitored under in vitro conditions by calculating the number of population doublings achieved over time. Besides, the growth of cells in 3D cultures allows their interaction with surrounding cells, resembling what occurs in vivo. This enables the evaluation of cellular aggregation and, together with immunofluorescent labeling of distinctive cellular markers, to obtain information on another relevant feature of tumoral transformation: the loss of proper organization. Another remarkable characteristic of transformed cells is their capacity to grow without attachment to other cells and to the extracellular matrix, which can be evaluated with the anchorage assay.
Detailed experimental procedures to evaluate cell growth rate, to perform immunofluorescent labeling of cell lineage markers in 3D cultures, and to test anchorage-independent cell growth in soft agar are provided. These methodologies are optimized for Breast Primary Epithelial Cells (BPEC) due to its relevance in breast cancer; however, procedures can be applied to other cell types after some adjustments.

This protocol provides experimental in vitro tools to evaluate the transformation of human mammary cells. Detailed steps to follow-up cell proliferation rate, anchorage-independent growth capacity, and distribution of cell lineages in 3D cultures with basement membrane matrix are described.

In Vitro-Bewertung der onkogenen Transformation in menschlichen Mammaepithelzellen

Tumorigenesis is a multi-step process in which cells acquire capabilities&#160;that allow their growth, survival, and dissemination under hostile ...

Krebsforschung

Isolation and Functional Assessment of Human Breast Cancer Stem Cells from Cell and Tissue Samples

Breast cancer stem cells (BCSCs) are cancer cells with inherited or acquired stem cell-like characteristics. Despite their low frequency, they are major contributors to breast cancer initiation, relapse, metastasis and therapy resistance. It is imperative to understand the biology of breast cancer stem cells in order to identify novel therapeutic targets to treat breast cancer. Breast cancer stem cells are isolated and characterized based on expression of unique cell surface markers such as CD44, CD24 and enzymatic activity of aldehyde dehydrogenase (ALDH). These ALDHhighCD44+CD24- cells constitute the BCSC population and can be isolated by fluorescence-activated cell sorting (FACS) for downstream functional studies. Depending on the scientific question, different in vitro and in vivo methods can be used to assess the functional characteristics of BCSCs. Here, we provide a detailed experimental protocol for isolation of human BCSCs from both heterogenous populations of breast cancer cells as well as primary tumor tissue obtained from breast cancer patients. In addition, we highlight downstream in vitro and in vivo functional assays including colony forming assays, mammosphere assays, 3D culture models and tumor xenograft assays that can be used to assess BCSC function.

This experimental protocol describes the isolation of BCSCs from breast cancer cell and tissue samples as well as the in vitro and in vivo assays that can be used to assess BCSC phenotype and function.

Isolierung und funktionelle Beurteilung menschlicher Brustkrebsstammzellen aus Zell- und Gewebeproben

Breast cancer stem cells (BCSCs) are cancer cells with inherited or acquired stem cell-like characteristics. Despite their low frequency, they are major ...

Mammary Epithelial and Endothelial Cell Spheroids as a Potential Functional In vitro Model for Breast Cancer Research

Breast cancer is the leading cause of mortality in women. The growth of breast cancer cells and their subsequent metastasis is a key factor for its progression. Although the mechanisms involved in promoting breast cancer growth have been intensively studied using monocultures of breast cancer cells such as MCF-7 cells, the contribution of other cell types, such as vascular and lymphatic endothelial cells that are intimately involved in tumor growth, has not been investigated in depth. Cell-cell interaction plays a key role in tumor growth and progression. Neoangiogenesis, or the development of vessels, is essential for tumor growth, whereas the lymphatic system serves as a portal for cancer cell migration and subsequent metastasis. Recent studies provide evidence that vascular and lymphatic endothelial cells can significantly influence cancer cell growth. These observations imply a need for developing in vitro models that would more realistically reflect breast cancer growth processes in vivo. Moreover, restrictions in animal research require the development of ex vivo models to elucidate better the mechanisms involved.
This article describes the development of breast cancer spheroids composed of both breast cancer cells (estrogen receptor-positive MCF-7 cells) and vascular and/or lymphatic endothelial cells. The protocol describes a detailed step-by-step approach in creating dual-cell spheroids using two different approaches, hanging drop (gold standard and cheap) and 96-well U-bottom plates (expensive). In-depth instructions are provided for how to delicately pick up the formed spheroids to monitor growth by microscopic sizing and assessing viability using dead and live cell staining. Moreover, procedures to fix the spheroids for sectioning and staining with growth-specific antibodies to differentiate growth patterns in spheroids are delineated. Additionally, details for preparing spheroids with transfected cells and methods to extract RNA for molecular analysis are provided. In conclusion, this article provides in-depth instructions for preparing multi-cell spheroids for breast cancer research.

Mammary Epithelial and Endothelial Cell Spheroids as a Potential Functional In vitro Model for Breast Cancer Research

Crosstalk between mammary epithelial cells and endothelial cells importantly contributes to breast cancer progression, tumor growth, and metastasis. In this study, spheroids have been made from breast cancer cells together with vascular and/or lymphatic endothelial cells and demonstrate their applicability as an in vitro system for breast cancer research.

Brustepithel- und Endothelzell-Sphäroide als potenzielles funktionelles In-vitro-Modell für die Brustkrebsforschung

Breast cancer is the leading cause of mortality in women. The growth of breast cancer cells and their subsequent metastasis is a key factor for its ...

Quantification of Self-renewal in Murine Mammosphere Cultures

The mammary gland is characterized by extensive regeneration capacity, as it goes through massive hormonal changes throughout the life cycle of a female. The role of mammary stem cells (MaSCs) is widely studied both in the physiological/developmental context and with regards to breast carcinogenesis. In this aspect, ex vivo studies focused on MaSC properties are highly sought after. Mammosphere cultures represent a surrogate of organ formation and have become a valuable tool for both basic and translational research. Here, we present a detailed protocol for the generation of murine primary mammosphere cultures and the quantitation of MaSC growth properties. The protocol includes mammary gland collection and digestion, isolation of primary mammary epithelial cells (MECs), establishment of primary mammosphere cultures, serial passaging, quantitation of mammosphere growth parameters and interpretation of the results. As an example, we present the effect of low-level constitutive Myc expression on normal MECs leading to increased self-renewal and proliferation.

Here, we describe the implementation and interpretation of the results of an in vitro mammosphere self-renewal quantitative assay.

Quantifizierung der Selbsterneuerung in Murine Mammosphärenkulturen

The mammary gland is characterized by extensive regeneration capacity, as it goes through massive hormonal changes throughout the life cycle of a female. ...

Entwicklungsbiologie

Generation of Mosaic Mammary Organoids by Differential Trypsinization

Organoids offer self-organizing, three-dimensional tissue structures that recapitulate physiological processes in the convenience of a dish. The murine mammary gland is composed of two distinct epithelial cell compartments, serving different functions: the outer, contractile myoepithelial compartment and the inner, secretory luminal compartment. Here, we describe a method by which the cells comprising these compartments are isolated and then combined to investigate their individual lineage contributions to mammary gland morphogenesis and differentiation. The method is simple and efficient and does not require sophisticated separation technologies such as fluorescence activated cell sorting. Instead, we harvest and enzymatically digest the tissue, seed the epithelium on adherent tissue culture dishes, and then use differential trypsinization to separate myoepithelial from luminal cells with ~90% purity. The cells are then plated in an extracellular matrix where they organize into bilayered, three-dimensional (3D) organoids that can be differentiated to produce milk after 10 days in culture. To test the effects of genetic mutations, cells can be harvested from wild type or genetically engineered mouse models, or they can be genetically manipulated prior to 3D culture. This technique can be used to generate mosaic organoids that allow investigation of gene function specifically in the luminal or myoepithelial compartment.

The mammary gland is a bilayered structure, comprising outer myoepithelial and inner luminal epithelial cells. Presented is a protocol to prepare organoids using differential trypsinization. This efficient method allows researchers to separately manipulate these two cell types to explore questions concerning their roles in mammary gland form and function.

Generierung von Mosaik-Mammary-Organoiden durch Differential-Trypsinisierung

Organoids offer self-organizing, three-dimensional tissue structures that recapitulate physiological processes in the convenience of a dish. The murine ...

Mammosphere Formation Assay from Human Breast Cancer Tissues and Cell Lines

Similar to healthy tissues, many blood and solid malignancies are now thought to be organised hierarchically, with a subset of stem-like cancer cells that self-renew while giving rise to more differentiated progeny. Understanding and targeting these cancer stem cells in breast cancer, which may possess enhanced chemo- and radio-resistance compared to the non-stem tumor bulk, has become an important research area. Markers including CD44, CD24, and ALDH activity can be assessed using fluorescence activated cell sorting (FACS) to prospectively isolate cells that display enhanced tumorigenicity when implanted into immunocompromised mice: the mammosphere assay has also become widely used for its ability to retrospectively identify sphere-forming cells that develop from single stem cell-like clones. Here we outline approaches for the appropriate culturing of mammospheres from cell lines or primary patient samples, their passaging, and calculations to estimate sphere forming efficiency (SFE). First we discuss key considerations and pitfalls in the appropriate planning and interpretation of mammosphere experiments.

Floating mammosphere assays can investigate the subset of stem-like breast cancer cells that survive in suspension conditions and show enhanced tumorigenesis when implanted into mice. This protocol provides a convenient in vitro measure of sphere-forming ability, a proxy for in vivo tumorigenesis, while facilitating analysis of the stem-associated transcriptional landscape.

Mammosphere Formation Assay von Menschen Brustkrebs Geweben und Zelllinien

Similar to healthy tissues, many blood and solid malignancies are now thought to be organised hierarchically, with a subset of stem-like cancer cells that ...

Protokoll zur Isolierung von Brustepithelzellen aus menschlichem Gewebe

Isolation and Culture of Primary Human Mammary Epithelial Cells

The mammary gland is a fundamental structure of the breast and plays an essential role in reproduction. Human mammary epithelial cells (HMECs), which are the origin cells of breast cancer and other breast-related inflammatory diseases, have garnered considerable attention. However, isolating and culturing primary HMECs in vitro for research purposes has been challenging due to their highly differentiated, keratinized nature and their short lifespan. Therefore, developing a simple and efficient method to isolate and culture HMECs is of great scientific value for the study of breast biology and breast-related diseases. In this study, we successfully isolated primary HMECs from small amounts of mammary tissue by digestion with a mixture of enzymes combined with an initial culture in 5% fetal bovine serum-DMEM containing the Rho-associated kinase (ROCK) inhibitor Y-27632, followed by culture expansion in serum-free keratinocyte medium. This approach selectively promotes the growth of epithelial cells, resulting in an optimized cell yield. The simplicity and convenience of this method make it suitable for both laboratory and clinical research, which should provide valuable insights into these important areas of study.

Autor im Rampenlicht: Integration östlicher und westlicher Medizin zur Behandlung von granulomatöser Mastitis

The present study reports an easier, time-saving, and economical protocol to efficiently isolate and grow primary human mammary epithelial cells (HMECs) from small amounts of mammary tissue. This protocol is suitable for quickly producing primary HMECs both for laboratory and clinical applications.

Isolierung und Kultivierung primärer humaner Brustepithelzellen

The mammary gland is a fundamental structure of the breast and plays an essential role in reproduction. Human mammary epithelial cells (HMECs), which are ...