Name: intrauterine telemetry to measure mouse contractile pressure in vivo
Uploaded: 2015-04-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
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This work was supported by funding from the March of Dimes FY12-133 (S.K.E.) and the National Institutes of Health R01HD037831 (S.K.E.). We would like to thank Dr. Deborah Frank for critical review of the manuscript.

HINWEIS: Alle Tierverfahren mit Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Tieren her von den National Institutes of Health, wurde eingehalten. Alle Protokolle wurden von der Animal Studies Committee an der Washington University in St. Louis zugelassen. HINWEIS: Bestimmte Materialien und Ausrüstung für dieses Protokoll aufgelistet Materialien und Geräte-Tabelle. 1. Timed Zucht von weiblichen Mäusen <ol><li> Breed erwachsenen Weibchen zwischen zwei und sechs Monaten in einem 2 Stunden Zeitfenster mit Männern. Gezielte Züchtung h nicht so lange benötigt, wie sie im Einklang für die Gesamtheit des Versuchs gehalten wurden. </li><li> Schwangerschaft Bestätigen der Anwesenheit eines copulatory Stecker. Bestimmen Sie den Tag und die Stunde, auf dem der Stecker zunächst als Tag nach der Koitus 0 (dpc0) gesehen. Denken Sie an die bestimmte Stunde beim Start Druckmessung. </li><li> Führen Sie Operationen auf dpc8-13. Die genaue dpc auf dem Mausstamm ab. </li><li> Um festzustellen, ob eine Maus ist schwanger vor der Operation, perform Ultraschall-Bildgebung des Abdomens mit einem 40 MHz linear-Array-Sensor vor der Verabreichung von Narkose zu einem Imaging-System gekoppelt. Dies Visualisierung der Fruchtblasen zu ermöglichen. Wenn ein Ultraschallsystem nicht verfügbar ist, verwenden Sie das Gewicht der Maus. HINWEIS: Eine Gewichtszunahme von mindestens 2 g zwischen dpc0 und DPC8 und Abdomen ist ein guter Indikator für die Schwangerschaft. </li></ol> 2. Telemetrie Chirurgie Prep <ol><li> Verwenden Sie einen Autoklaven, Instrumente, Gaze, Wattestäbchen, OP-Abdeckungen und Pipettenspitzen innerhalb von 24 Stunden vor der Operation zu sterilisieren. </li><li> Sauberen Operationen mit 70% Ethanol. </li><li> Schalten Sie Heizkissen (spezialisiert für Nager) und Perle Sterilisator. </li></ol> 3. Telemetrie Chirurgie <ol><li> Für Anästhesie, verwenden 4-5% Isofluran mit einer Sauerstoffdurchflussrate von 1-2 l / min. </li><li> Warten Sie, bis die Maus Anzeichen von Betäubung und dann spritzen subkutan mit Buprenorphin (Analgetikum: 0,1 ml pro 20 g). </li><li> Rasur den Bauch der Maus von der Unterseite der Rippen nach unten in die Blase. </li><li> Bringen Sie die Maus auf dem OP-Tisch auf vorgewärmten Heizkissen, und die Augen der Maus die Abdeckung mit Augensalbe, um ein Austrocknen zu verhindern. </li><li> Beginnen steriler Technik. Setzen Sie auf sterile Handschuhe und halten Sie die Wrapper als sterile Oberfläche, auf der die Iod und Ethanol Peelings zu platzieren. </li><li> Entfernen Sie den Entfernungsmesser von der Packung oder Kochsalzlösung und mit einer sterilen Pinzette, um es auf steriler Gaze zu platzieren. <ol><li> Verwenden Sie die Spritze (durch das Telemeter Lieferanten zur Verfügung gestellt), um die Katheterspitze mit Gel zu füllen. Drücken Sie vorsichtig den Katheter zu schaffen genug Unterdruck, um das Gel in den Katheter zu ziehen. </li></ol></li><li> Legen Sie eine sterile Spitze auf der Pipette. Pipette 2 ul von chirurgischen Klebstoff und stellen Sie die Pipette auf eine sterile Oberfläche. </li><li> Zur Reinigung der Operationsstelle, wischen Sie die Fläche mit Jod und dann mit 70% Ethanol. </li><li> Schneiden Sie ein Loch in der Operationstuch gerade groß genug,für die für den Schnitt und über den Maus benötigte Fläche. </li><li> Führen Sie einen Fuß Prise (Pedal Erkennung), damit die Maus vollständig, bevor ein Einschnitt betäubt. </li><li> Machen Sie eine kleine vertikale Mittellinienschnitt. Als nächstes stellen Sie einen ähnlichen Schnitt durch die zugrunde liegenden Körperwand Muskel. </li><li> Ziehen Sie die Gebärmutter aus der Körperhöhle und suchen Sie das Uterushorn, das die meisten Jungtiere, die lebensfähig sind. <ol><li> Optional - Bei Zugabe von miRNA, injizieren viralen Vektor in Muskelschicht der Gebärmutter vor dem Einsetzen des Entfernungsmessers. </li></ol></li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Spitze des Uterushorn mit 3 mm Schneide Frühjahr Schere. </li><li> Führen Sie den Katheter, ohne sie zu quetschen, zwischen der Gebärmutterwand und fetalen Säcke. Stecken Sie den Katheter letzten Säcke seiner versehentliches Entfernen zu reduzieren. Sicherstellen, dass die fetale Säcke werden nicht durch die Einfügung gestört. </li><li> Pipettieren chirurgischen Klebstoff auf die Stelle des Telemeter Einführen des Katheters an den u anhaftenterine Horn und zu verhindern, dass der Katheter herausrutschen aus dem Uterushorn. Warten Sie einige Sekunden, damit der Kleber starr zu werden, und dann vorsichtig die Gebärmutter wieder in die Körperhöhle. </li><li> Platzieren Sie den Entfernungsmesser in der Körperhöhle an der gegenüberliegenden Seite des Kathetereinführungsstelle. </li><li> Naht der Körperhöhle mit 6,0 resorbierbaren Fäden verschlossen. Zunächst führen Sie eine Handtasche Stich und dann drei Minuten vor vier einzelnen Stichen. </li><li> Naht der Haut durch Verwendung der gleichen Technik, aber mit 6-0 nicht-resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Swab Dibucain (aktuelles Analgetikum) Salbe über die Einschnittstelle. </li><li> Injizieren von 0,3 bis 0,4 ml steriler Kochsalzlösung subkutan zu helfen rehydrieren das Tier. </li><li> Überwachen Sie das Tier nach der Operation, bis sie hellwach. Die Maus Stellen Sie keine wieder in seinem Käfig, bis sie sich frei halten den Kopf über den Tisch, wie bestimmte Arten von Betten kann eine stark narkotisierten Maus zu ersticken ist. Für eine Maus, die für 30-45 min narkotisiert wurde, sollte man erwarten, the Maus, die von 1 Stunde und 15 Minuten hellwach zu sein. </li><li> Wenn die Durchführung einer zusätzlichen Operationen, wischen Instrumente mit 70% Ethanol und Perlen sterilisieren vor der Wiederverwendung. </li></ol> 4. Post-Chirurgie Recovery- <ol><li> Überwachen Sie täglich nach der Operation Fortschritt in einem Protokoll. Katalog Gewichtszunahme und Verlust und achten Sie auf Lethargie, Blutungen oder unvollständigen Verschluss des chirurgischen Einschnitt. <ol><li> Führen Sie die Maus weich Mäusefutter (~ die Konsistenz Apfelmus) oder spezielle Recovery-Diätkost. </li><li> Untersuchen Sie die Nähte und sicherzustellen, dass sie nicht herausgezogen, aber versuchen Sie nicht, die Maus, übermäßig zu behandeln. </li></ol></li></ol> 5. Telemetrie Recording <ol><li> Am Tag der Zinsen erfolgt (mindestens zwei bis drei Tage, nachdem die Maus von der Operation erholt), legen Sie einen Magneten in der Nähe der Maus auf die Telemeter einzuschalten. Sie mit der Maus Käfig auf den Empfänger. Das Licht auf dem Empfänger schaltet sich, wenn der Entfernungsmesser aktiviert ist. </li><li> Kalibrieren Sie brandneue Teleme<html> ter mit herstellerspezifischen Kalibrierungen zur Verfügung gestellt. Wiederverwendet Telemeter Kalibrierung Spezifikationen werden in der Software gehalten werden. </li><li> Innerhalb der Software, starten Sie die Aufnahme durch Rechtsklick auf &quot;Tier&quot; und klicken Sie auf &quot;Start Probenahme, kontinuierliche&quot;, die Abtastung mit Raten von bis zu 500 Hz ermöglicht. Achten Sie darauf, die Software gesetzt, um zu speichern und zu verfolgen. HINWEIS: Wenn die Abtastrate Maussymbol wird grün werden Drücke aufgezeichnet. Stören Sie die Maus während der Geburt kann zu unterbrechen oder zu ändern Arbeit, so vorsichtig zu beobachten. </li><li> Nach der Lieferung oder Zeitraum von Interesse, wenn die Aufzeichnung durch einen Rechtsklick auf &quot;Tier&quot; und wählen Sie &quot;Stopp-Aufnahmen, die alle&quot;. Verwenden Sie einen Magneten zum Ausschalten Telemeter die Batterie zu schonen, da die Telemeter Batterie wird in der Regel nur für 1,5 Monate kontinuierliche Aufzeichnung dauern. </li><li> Euthanize der Maus durch CO 2 Überdosis und Wiederherstellung der Telemeter. Welpen werden durch Enthauptung getötet. </li></ol>tle &quot;&gt; 6. Tele Sterilisation <ol><li> Setzen Sie den Entfernungsmesser in einer Lösung von 1% Enzymreinigungsmittel in VE-Wasser über Nacht bei Raumtemperatur. </li><li> Spülen Sie den Entfernungsmesser in VE-Wasser und entfernen Sie alle Gewebe und Klebstoff, wobei Sie darauf achten, den Katheter nicht zu drücken. </li><li> Inkubieren der Entfernungsmesser in 2% Glutaraldehyd für 24 h bei Raumtemperatur bis zu sterilisieren. </li><li> Spülen Sie den Entfernungsmesser mit steriler Kochsalzlösung und speichern sie in steriler Kochsalzlösung bis zum nächsten Implantation oder zurück zu Hersteller geschickt renoviert werden werden. Entfernungsmesser sollte renoviert werden, wenn Gewebe im Inneren des Katheters nach der Sterilisation entfernt. Typischerweise Entfernungsmesser 4-5 Male zuvor brauchen, saniert werden. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Untersuchungen der Kontraktilität des Myometriums wurden auf ex vivo Messungen der Muskelspannung verlassen. Diese Methode kann für die Frühphasen-Test von neu entwickelten Uterotonika die nicht verabreicht werden, um Tiere leben werden. Jedoch sind in vivo Ansätze notwendig längs des Fortschreitens der Arbeit zu verstehen. Die in-vivo-Messungen dienen mehreren Zwecken. Erstens können sie Einfang eines vollständigeres Bild der Veränderungen des Uteruskontraktionsmuster über die Dauer ...

Frühgeburt ist die häufigste Ursache für perinatale Morbidität und Mortalität in den entwickelten Ländern; es ist für 50% der perinatalen Morbidität und 75% Perinatalsterblichkeit 1,2 verantwortlich. Frühgeburt Arbeit ist vielfältig und kann idiopathisch. Obwohl viel Forschung über die molekularen und elektrischen Bahnen Umwandlung des Myometriums von einem Ruhe Gewebe in eine Kontraktions eine entstanden, bleibt die genaue Pathophysiologie der Frühgeborenen Arbeit schwer. Endokrinen, entzündlichen und Genregulation haben zu vorzeitigen Wehen 3,4 in Verbindung gebracht worden. Jedoch ethische Bedenken beschränken die Möglichkeiten, die Forschung über die Mechanismen der vorzeitigen Wehen bei Menschen führen. Angesichts dieser Einschränkungen haben viele Forscher an Mäuse als Modellsystem, mit dem die Physiologie der Geburt untersuchen gedreht. Mäuse haben kurze Schwangerschaften Dauer ca. 3 Wochen und kann leicht genetisch manipuliert werden. Darüber hinaus haben mehrere genetische Mausmodellewurde entwickelt, um die Signalwege, die für Arbeits 5 zu bestimmen. Trotz wichtigsten Unterschiede zwischen Maus und Mensch Geburt, Mäusen und Menschen teilen viele der gleichen Mechanismen, die für die Arbeit wesentlich sind, einschließlich intrauterine Entzündung und Infektion 6. So dienen Mäuse als ein unschätzbares Werkzeug für die Untersuchung der Uterusaktivität. Bis heute der Goldstandard Uteruskontraktilität bei Mäusen zu messen war ex vivo isometrische Spannung Aufnahmen; dies ist jedoch begrenzt auf einen Schwangerschaftszeitpunkt pro Versuch und erfordert die Entfernung der Gebärmutter von seiner physiologischen Umgebung. Ein weiterer wichtiger Faktor ist die große Anzahl von Tieren, die für diese Untersuchungen erforderlich. Schließlich ist diese Methode nicht für Langzeitstudien untersucht Einleitung der Wehen und Früh Pathophysiologie ermöglichen. Jüngste Fortschritte in der radiometrischen Telemetriegeräte zur arteriellen Druck zu studieren gemacht ändert 7 an Mäusen und intrauterine Druck bei Ratten 8 warf die Frage auf, ob die gleiche Technologie verwendet werden, um Veränderungen in der intrauterine Druck bei Mäusen während der Schwangerschaft zu untersuchen. Nach anfänglichen Fehlersuche wurde eine Methode erfolgreich an Arbeits Induktion und Progression in einer Maus messen entwickelt. Diese in vivo-Vorgehensweise kann der Übergang von der Niederdruck-Zustand des Ruhe Uterus mit dem Hochdruckzustand anzeigt kraft Wehen messen. Dieses Verfahren wurde auch in der Lage, erhebliche Druckunterschiede zwischen den transgenen Mäusen mit geschwächtem Geburt und Wildtyp-Mäusen zu erkennen, was die physiologische Wirkung der Genexpression 9. Dieses Protokoll stellt eine Echtzeit-in vivo-Verfahren, um die Mausuterusdruck während der Schwangerschaft zu studieren.

<table><tbody><tr><td>Surgical Glue</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Tissue Adhesive--stored in Drierite</td></tr><tr><td>Absorbable 6-0 Sutures</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td>Vicryl</td></tr><tr><td>Non-absorbable 6-0 Sutures</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td>Prolene</td></tr><tr><td>Water Jacket Blanket + Heating Pad</td><td>Gaymer</td><td>T/Pump PN 11184-000 Blanket-66N111CC</td><td>Specialized for rodents</td></tr><tr><td>Bead sterilizer</td><td>Keller</td><td>Z378577</td><td>Steri 250 Sterilizer</td></tr><tr><td>Disecting Microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ754</td><td>Fibre optic gooseneck external light source</td></tr><tr><td>Sterile Surgical Gloves--Latex&amp;nbsp;</td><td>Cardinal Health Triflex</td><td>2D7253</td><td></td></tr><tr><td>PhysioTel PA-C10 Pressure Transmitter</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>270-0135-001</td><td>TA11PA-C10</td></tr><tr><td>Telemeter Reciever</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>272-6001-001</td><td>RPC-1</td></tr><tr><td>Dataquest ART 4.3.2 Analysis Platinum</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>271-0147-141</td><td>Analysis software</td></tr><tr><td>Diet Recovery Gel</td><td>Clear H2O</td><td>72-01-5022</td><td>Purified Soft Diet for Rodents</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z273287</td><td>Enzyme detergent</td></tr></tbody></table>

intrauterine telemetry to measure mouse contractile pressure in vivo

Eine komplexe Integration von molekularen und elektrischen Signalen benötigt wird, um einen Ruhe Uterus in eine Kontraktionsorgan am Ende der Schwangerschaft verändern. Trotz der Erkennung von Schlüsselregulatoren der Uteruskontraktilität dieses Verfahren ist immer noch nicht vollständig verstanden. Transgene Mäuse bieten eine ideale Modell, in dem auf die Geburt zu studieren. Bisher war die einzige Möglichkeit, um die Kontraktilität des Uterus bei der Maus zu untersuchen ex vivo isometrischen Spannung Aufnahmen, die aus mehreren Gründen nicht optimal sind. Der Uterus wird aus seiner physiologischen Umgebung entfernt werden, ist eine begrenzte Zeit während der Untersuchung möglich ist, und die Mäuse geopfert werden muß. Die jüngste Entwicklung der radiometrischen Telemetrie für Längs-, Echtzeitmessungen von in vivo intrauterine Druck in Mäusen erlaubt. Hier ist die Implantation einer intrauterinen Telemeter auf Druckänderungen in der Gebärmutter der Maus aus der Mitte der Schwangerschaft bis zur Geburt zu messen beschrieben. Durch den Vergleich Unterschiede in Pressemen zwischen Wildtyp und transgenen Mäusen kann die physiologische Wirkung eines Gens von Interesse weiter erläutert. Diese Technik sollte die Entwicklung von Therapeutika zur myometrische Erkrankungen während der Schwangerschaft zu behandeln, einschließlich vorzeitige Wehen zu beschleunigen.

Echtzeit in vivo intrauterine Druck kann durch Verwendung einer telemetrischen Erfassungssystem aufgezeichnet. Druckentnahme gepaart mit gleichzeitiger Videoaufzeichnung der Maus wurde verwendet, um den genauen Zeitpunkt der Lieferung der einzelnen Welpen zu erfassen und korrelieren Lieferzeit auf die intrauterine Druck der Mutter. Alle Datenpunkte können dann in der Aufzeichnungs aufgetragen, um einen Druck-gegen-Zeit-Kurve (Figur 1A) zu erzeugen. Diese Grafik zeigt die Punkte während der Sc...

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Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Intrauterine Telemetrie zur Maus Kontraktionsdruck messen<em&gt; In-vivo-</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

intrauterine-telemetry-to-measure-mouse-contractile-pressure-in-vivo

Research

JoVE Journal

Medicine

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

9.6K Aufrufe.  Washington University in St. Louis. This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy. 

Serie: Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

Measuring Left Ventricular Pressure in Late Embryonic and Neonatal Mice

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable around embryonic day (E) 8.51. Systolic left ventricular (LV) pressure is 2 mmHg at E9.5 and 11 mmHg at E14.52. At these mid-embryonic stages, the LV is clearly visible through the chest wall for invasive pressure measurements because the ribs and skin are not fully developed. Between E14.5 and birth (approximately E21) imaging methods must be used to view the LV. After birth, mean arterial pressure increases from 30 - 70 mmHg from postnatal day (P) 2 - 353. Beyond P20, arterial pressure can be measured with solid-state catheters (i.e. Millar or Scisense). Before P20, these catheters are too big for developing mouse arteries and arterial pressure must be measured with custom pulled plastic catheters attached to fluid-filled pressure transducers3 or glass micropipettes attached to servo null pressure transducers4.
Our recent work has shown that the greatest increase in blood pressure occurs during the late embryonic to early postnatal period in mice5-7. This large increase in blood pressure may influence smooth muscle cell (SMC) phenotype in developing arteries and trigger important mechanotransduction events. In human disease, where the mechanical properties of developing arteries are compromised by defects in extracellular matrix proteins (i.e. Marfan's Syndrome8 and Supravalvular Aortic Stenosis9) the rapid changes in blood pressure during this period may contribute to disease phenotype and severity through alterations in mechanotransduction signals. Therefore, it is important to be able to measure blood pressure changes during late embryonic and neonatal periods in mouse models of human disease.
We describe a method for measuring LV pressure in late embryonic (E18) and early postnatal (P1 - 20) mice. A needle attached to a fluid-filled pressure transducer is inserted into the LV under ultrasound guidance. Care is taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol, especially for the embryonic mice. Representative data are presented and limitations of the protocol are discussed.

Measuring left ventricular pressure (LV) in embryonic and neonatal mice is described. Pressure is measured by inserting a needle connected to a fluid-filled transducer into the LV under ultrasound guidance. Care must be taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol.

Die Messung linksventrikulärer Druck in der späten embryonalen und neugeborenen Mäusen

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable ...

Forschung

Biotechnik

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a manageable size and relatively easy to house. These factors, together with the availability of a wealth of spontaneous and experimentally induced mutants, make laboratory mice ideally suited to a wide variety of research areas.
In cardiovascular, pharmacological and toxicological research, accurate measurement of parameters relating to the circulatory system of laboratory animals is often required. Determination of heart rate, heart rate variability, and duration of PQ and QT intervals are based on electrocardiogram (ECG) recordings. However, obtaining reliable ECG curves as well as physiological data such as core body temperature in mice can be difficult using conventional measurement techniques, which require connecting sensors and lead wires to a restrained, tethered, or even anaesthetized animal. Data obtained in this fashion must be interpreted with caution, as it is well known that restraining and anesthesia can have a major artifactual influence on physiological parameters1, 2.
Radiotelemetry enables data to be collected from conscious and untethered animals. Measurements can be conducted even in freely moving animals, and without requiring the investigator to be in the proximity of the animal. Thus, known sources of artifacts are avoided, and accurate and reliable measurements are assured. This methodology also reduces interanimal variability, thus reducing the number of animals used, rendering this technology the most humane method of monitoring physiological parameters in laboratory animals3, 4. Constant advancements in data acquisition technology and implant miniaturization mean that it is now possible to record physiological parameters and locomotor activity continuously and in realtime over longer periods such as hours, days or even weeks3, 5.
Here, we describe a surgical technique for implantation of a commercially available telemetry transmitter used for continuous measurements of core body temperature, locomotor activity and biopotential (i.e. onelead ECG), from which heart rate, heart rate variability, and PQ and QT intervals can be established in freeroaming, untethered mice. We also present pre-operative procedures and protocols for post-operative intensive care and pain treatment that improve recovery, well-being and survival rates in implanted mice5, 6.

A surgical technique for implantation of commercially available telemetry transmitters used for continuous measurement of biopotential (one-lead ECG), heart rate, core body temperature and locomotor activity in freely moving mice is shown. Recommendations and protocols for post-operative care and pain relief, improving recovery, well being and survival rate are also presented.

Die Implantation von Radiotelemetrie Sender Nachgeben Daten über EKG, Herzfrequenz, Körpertemperatur und Aktivität in frei bewegliche Labormäusen

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Medizin

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease and injury regional estimates, World Health Organization, 2004). Surgeries that often compromise the quality of life are required to correct heart defects, reminding us of the importance of finding the causes of CHD. Mutant mouse models and live imaging technology have become essential tools to study the etiology of this disease. Although advanced methods allow live imaging of abnormal hearts in embryos, the physiological and hemodynamic states of the latter are often compromised due to surgical and/or lengthy procedures. Noninvasive ultrasound imaging, however, can be used without surgically exposing the embryos, thereby maintaining their physiology. Herein, we use simple M-mode ultrasound to assess heart rates of embryos at E18.5 in utero. The detection of abnormal heart rates is indeed a good indicator of dysfunction of the heart and thus constitutes a first step in the identification of developmental defects that may lead to heart failure.

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-high frequency ultrasound is a powerful live imaging tool to examine cardiac abnormalities in small animals. Its noninvasiveness allows maintaining the physiologic state of embryos. Herein, we show the use of M-mode ultrasound to measure the heart rates of embryos at E18.5 in utero.

In utero Messung der Herzfrequenz in Mouse von Nichtinvasive M-Mode-Echokardiographie

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Mouse Maternal Autonomic Changes from Pregnancy to Pup-Rearing

Analysis of Electrocardiograms and Behavior in Mice from Pregnancy to Lactation Period

Changes in the mother-offspring relationship are presumably accompanied by dynamic changes in the autonomic nervous system. Although temporal measurements of autonomic activity have been performed in human mothers and infants, the analysis of long-term changes remains unexplored. Mouse mothers can form social bonds with their pups and have a short period of pregnancy and lactation, which makes them useful for the examination of physiological changes from pregnancy to pup-rearing. Therefore, a telemetry system was used for several weeks to measure the changes in the autonomic nervous system and the behavior of mouse mothers. The current results showed that an electrocardiogram (ECG) could be stably recorded regardless of the movements of mothers and parturition. ECG analysis showed that the heart rate gradually decreased from pregnancy to lactation, and sympathetic activity sharply increased as the pups developed. Furthermore, the simultaneous recording of behavior and ECG in the home cage enabled us to understand the behavior-dependent influences on the ECG, thereby revealing the characteristics of autonomic nervous activity during each behavior. Thus, the present experimental method helps to understand how the physiological characteristics of mothers change from pregnancy through pup rearing, supporting the healthy development of pups.

A simultaneous recording of autonomic activity and detailed maternal behavior of mother mice from pregnancy to lactation was achieved using a telemetry system. This method helps to understand the dynamics of the physiological and behavioral characteristics in mothers from pregnancy to weaning.

Changes in the mother-offspring relationship are presumably accompanied by dynamic changes in the autonomic nervous system. Although temporal measurements ...

Verhalten

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. Indeed, research focusing on the discovery of new potential therapeutic targets using genetically altered mice requires a reliable, long-term assessment of the systemic arterial pressure variation. Currently, the gold standard for obtaining long-term measurements of blood pressure in ambulatory mice uses implantable radio-transmitters, which require&#160;artery cannulation. This technique eliminates the need for tethering, restraining, or anesthetizing the animals which introduce stress and artifacts during data sampling. However, arterial blood pressure monitoring in mice via catheterization can be rather challenging due to the small size of the arteries. Here we present a step-by-step guide to illustrate the crucial key passages for a successful subcutaneous implantation of radio-transmitters and carotid artery cannulation in mice. We also include examples of long-term blood pressure activity taken from freely moving mice after a period of post-surgery recovery. Following this procedure will allow reliable direct blood pressure recordings from multiple animals simultaneously.

The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

Langzeit-Blutdruckmessung in sich frei bewegenden Mäuse Telemetrie

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

Application of Consistent Massage-Like Perturbations on Mouse Calves and Monitoring the Resulting Intramuscular Pressure Changes

Massage is generally recognized to be beneficial for relieving pain and inflammation. Although previous studies have reported anti-inflammatory effects of massage on skeletal muscles, the molecular mechanisms behind are poorly understood. We have recently developed a simple device to apply local cyclical compression (LCC), which can generate intramuscular pressure waves with varying amplitudes. Using this device, we have demonstrated that LCC modulates inflammatory responses of macrophages in situ and alleviates immobilization-induced muscle atrophy. Here, we describe protocols for the optimization and application of LCC as a massage-like intervention against immobilization-induced inflammation and atrophy of skeletal muscles of mouse hindlimbs. The protocol that we have developed can be useful for investigating the mechanism underlying beneficial effects of physical exercise and massage. Our experimental system provides a prototype of the analytical approach to elucidate the mechanical regulation of muscle homeostasis, although further development needs to be made for more comprehensive studies.

Here we describe the protocols for applying defined mechanical loads to mouse calves and for monitoring the concomitant intramuscular pressure changes. The experimental systems that we have developed can be useful for investigating the mechanism behind the beneficial effects of physical exercise and massage.

Anwendung konsistenter massageähnlicher Störungen an Mauskälbern und Überwachung der daraus resultierenden intramuskulären Druckänderungen

Massage is generally recognized to be beneficial for relieving pain and inflammation. Although previous studies have reported anti-inflammatory effects of ...

Immunologie und Infektion

Implantation of Combined Telemetric ECG and Blood Pressure Transmitters to Determine Spontaneous Baroreflex Sensitivity in Conscious Mice

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. The baroreflex is a key homeostatic mechanism to counteract acute, short-term changes in arterial BP and to maintain BP in a relatively narrow physiological range. BP is sensed by baroreceptors located in the aortic arch and carotid sinus. When BP changes, signals are transmitted to the central nervous system and are then communicated to the parasympathetic and sympathetic branches of the autonomic nervous system to adjust HR. A rise in BP causes a reflex decrease in HR, a drop in BP causes a reflex increase in HR.
Baroreflex sensitivity (BRS) is the quantitative relationship between changes in arterial BP and corresponding changes in HR. Cardiovascular diseases are often associated with impaired baroreflex function. In various studies reduced BRS has been reported in e.g., heart failure, myocardial infarction, or coronary artery disease. 
Determination of BRS requires information from both BP and HR, which can be recorded simultaneously using telemetric devices. The surgical procedure is described beginning with the insertion of the pressure sensor into the left carotid artery and positioning of its tip in the aortic arch to monitor arterial pressure followed by the subcutaneous placement of the transmitter and ECG electrodes. We also describe postoperative intensive care and analgesic management. After a two-week period of post-surgery recovery long-term ECG and BP recordings are performed in conscious and unrestrained mice. Finally, we include examples of high-quality recordings and the analysis of spontaneous baroreceptor sensitivity using the sequence method.

The baroreflex is a heart-rate regulation mechanism by the autonomic nervous system in response to blood-pressure changes. We describe a surgical technique to implant telemetry transmitters for continuous and simultaneous measurement of electrocardiogram and blood pressure in mice. This can determine spontaneous baroreflex sensitivity, an important prognostic marker for cardiovascular disease.

Implantation von kombinierten telemetrischen EKG- und Blutdrucktransmittern zur Bestimmung der spontanen Baroreflexsensitivität bei bewussten Mäusen

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. ...

Real-Time Electrocardiogram Monitoring During Treadmill Training in Mice

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. However, in certain cardiac diseases such as inherited arrhythmia syndromes, e.g., arrhythmogenic cardiomyopathy (ACM) or myocarditis, physical exercise may have negative effects on the heart leading to a proarrhythmogenic substrate production. Currently, the underlying molecular mechanisms of exercise-related proarrhythmogenic remodeling are largely unknown, thus it remains unclear which frequency, duration, and intensity of exercise can be considered safe in the context of disease(s).
The proposed method allows to study proarrhythmic/antiarrhythmic effects of physical exercise by combining treadmill training with real-time monitoring of the ECG. Implantable telemetry devices are used to continuously record the ECG of freely moving mice over a period of up to 3 months both at rest and during treadmill training. Data acquisition software with its analysis modules is used to analyze basic ECG parameters such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration at rest, during and after training. Furthermore, heart rate variability (HRV) parameters and occurrence of arrhythmias are evaluated. In brief, this manuscript describes a step-by-step approach to experimentally explore exercise induced effects on cardiac electrophysiology, including potential proarrhythmogenic remodeling in mouse models.

Electrocardiogram (ECG) is the key variable to understanding cardiac electrophysiology. Physical exercise has beneficial effects but may also be harmful in the context of cardiovascular diseases. This manuscript provides a method of recording real-time ECG during exercise, which can serve to investigate its effects on cardiac electrophysiology in mice.

Echtzeit-Elektrokardiogramm-Überwachung während des Laufbandtrainings bei Mäusen

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. ...

Ex Vivo Method for Assessing the Mouse Reproductive Tract Spontaneous Motility and a MATLAB-based Uterus Motion Tracking Algorithm for Data Analysis

Dysmenorrhea, or painful cramping, is the most common symptom associated with menses in females and its severity can hinder women&#39;s everyday lives. Here, we present an easy and inexpensive method that would be instrumental for testing new drugs decreasing uterine contractility. This method utilizes the unique ability of the entire mouse reproductive tract to exhibit spontaneous motility when maintained ex vivo in a Petri dish containing oxygenated Krebs buffer. This spontaneous motility resembles the wave-like myometrial activity of the human uterus, referred to as endometrial waves. To demonstrate the effectiveness of the method, we employed a well-known uterine relaxant drug, epinephrine. We demonstrate that the spontaneous motility of the entire mouse reproductive tract can be quickly and reversibly inhibited by 1 &#181;M epinephrine in this Petri dish model. Documenting the changes of uterine motility can be easily done using an ordinary smart phone or a sophisticated digital camera. We developed a MATLAB-based algorithm allowing motion tracking to quantify spontaneous uterine motility changes by measuring the rate of uterine horn movements. A major advantage of this ex vivo approach is that the reproductive tract remains intact throughout the entire experiment, preserving all intrinsic intrauterine cellular interactions. The major limitation of this approach is that up to 10-20% of uteri may exhibit no spontaneous motility. Thus far, this is the first quantitative ex vivo method for assessing spontaneous uterine motility in a Petri dish model.

Uterine contractions are important for the well-being of females. However, pathologically increased contractility may result in dysmenorrhea, especially in younger females. Here, we describe a simple ex vivo preparation allowing quick assessment of the efficacy of smooth muscle relaxants that may be used for treating dysmenorrhea.

Ex Vivo-Methode zur Beurteilung der spontanen Motilität des Mausreproduktivtrakts und eines MATLAB-basierten Uterus Motion Tracking Algorithmus für die Datenanalyse

Dysmenorrhea, or painful cramping, is the most common symptom associated with menses in females and its severity can hinder women&#39;s everyday lives. ...

Biologie

Continuous Telemetric In Utero Tracheal Pressure Measurements in Fetal Lambs

Normal in utero lung development and growth rely upon the expansion of airspaces and the controlled efflux of lung liquid into the amniotic space. Infants with congenital diaphragmatic hernia (CDH) also have lung hypoplasia due to occupation of the chest cavity by the stomach and bowel and, in the most severe cases, the liver. Balloon tracheal occlusion reduces the severity of lung hypoplasia in fetuses with CDH but increases the risk of premature birth. Understanding the optimal occlusion pressure and duration required to improve lung hypoplasia with tracheal occlusion is essential to improving in utero corrective treatments for CDH. The study reports a new method for continuous measurement of the intratracheal and amniotic pressures in an unoccluded and occluded fetal lamb surgical model of CDH. Time-pregnant Merino ewes underwent two recovery hysterotomies: the first at ~80 days of gestation to create the CDH, and the second at ~101 days of gestation to occlude the fetal trachea and implant an intratracheal and amniotic pressure measurement device. Lambs were delivered at ~142 days, and the pressure measurement device was removed and cleaned. The data were downloaded and filtered using a 6 h window. Transrespiratory pressure was calculated.

<meta charset="utf8"></head><body>Kontinuierliche telemetrische In utero Trachealdruckmessungen bei fötalen Lämmern

Optimization of occlusion pressure and duration required to improve lung hypoplasia with tracheal occlusion is essential to improve in utero corrective treatments for congenital diaphragmatic hernia (CDH). This study reports a new method for continuous measurement of the tracheal pressure in an occluded and unoccluded fetal lamb surgical model of CDH.

Kontinuierliche telemetrische In utero Trachealdruckmessungen bei fötalen Lämmern

Normal in utero lung development and growth rely upon the expansion of airspaces and the controlled efflux of lung liquid into the amniotic space. Infants ...

Intrauterine Telemetrie zur Maus Kontraktionsdruck messen

Zusammenfassung

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