Danish Council für unabhängige Forschung, Technologie und Produktion, gewähren #4005-00029

Der Versuchsaufbau hat keine ethischen und rechtlichen Beschränkung und in Absprache mit Roskilde University durchgeführt wurde. Ein Überblick über die Versuchsanordnung ist in Abbildung 1 und die Mechanismen der optischen Kamera in Abbildung 2ersichtlich.
1. Vorbereitung
<ol><li>Führen Sie alle Schritte in einer sterilen Laminar-Flow-Bank durch die Reinigung der Bank und alle Geräte mit 70 % Ethanol vor Beginn des Experiments.</li>
	<li>Legen Sie die optische Kamera in einem konventionellen Inkubator bei 37 ° C mit 5 % CO2 , optimale Bedingungen für die Zellen zu gewährleisten.</li>
	<li>Wachsen Sie HaCaT-Zellen in DMEM Medien mit 10 % FBS und 1 X Antibiotika (Penicillin und Streptomycin) in einem T75 Kolben.</li>
	<li>Verwenden Sie 1 mL 1 X Trypsin, lösen die Zellen und kultivieren Sub alle 3-4 Tage durch über die zelluläre Ebene verteilen. Wärmen Sie vor Gebrauch auf Raumtemperatur.</li>
</ol>2. Erzeugung einer Monoschicht von HaCaT Zellen in einer Mikrotiterplatte 48-Brunnen
<ol><li>Entfernen Sie das Medium aus der T75-Flasche mit einer Pasteurpipette.</li>
	<li>Waschen Sie adhärenten Zellen in den Kolben durch Zugabe von 5 mL 1 X sterile PBS in den T75 Kolben. Hinweis: Dafür, dass die PBS von Calcium und Magnesium ist.</li>
	<li>Zirkulieren Sie die PBS und entfernen Sie es mit einer Pasteurpipette.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 2.2-2.3.</li>
	<li>Fügen Sie 1 mL 1 X Trypsin in den Kolben und in der Zellschicht zu zerstreuen.</li>
	<li>Den Kolben bei 37 ° C in einem konventionellen Inkubator inkubieren, bis die Zellen gelöst sind (5-8 min reicht für die meisten Zell-Linien).</li>
	<li>Zeigen Sie unter die Lupe genommen an, wenn die Zellen getrennt sind. Sobald die Zellen getrennt sind, fügen Sie 9 mL die regelmäßige Nährmedien mit 10 % FBS, 1 X Trypsin zu inaktivieren.</li>
	<li>Zählen Sie die Zelle mit entweder ein Hemocytometer pro Coulter-Counter oder ähnliches. Hinweis: Trypan blau kann verwendet werden, um abgestorbene Zellen anzuzeigen. Jedoch in 1 X Trypsin HaCaT sind Zellen perfekt runde, wenn lebendig.</li>
	<li>7,5 x 104 Zellen/Brunnen in 250 µL 10 % FBS Medien auf eine Runde Talsohle 48-Well-Zellkultur-Platte (standard Platte) übertragen. Hinweis: Assay kann auch in 6, 12, 24 oder 96-Well-Platten, die alle unter dem Lichtmikroskop untersucht werden können eingerichtet werden.</li>
	<li>Sanft bewegen der Plattenrandes von Seite zu Seite, um sicherzustellen, dass die Zellen in den Vertiefungen gleichmäßig verteilt sind, oder die Zellen werden in der Mitte der Brunnen versammeln. Überprüfen Sie unter einem Lichtmikroskop, um sicherzustellen, dass die Zelle gleichmäßig in den Medien verbreitet wird</li>
	<li>Legen Sie die Platte in einem herkömmlichen CO2 Inkubator bei 37 ° C über Nacht oder bis die Zellen an der Unterseite der Brunnen gehalten haben.</li>
</ol>(3) Zugabe von Stimuli für Migration Effekte
<ol><li>Überprüfen Sie, ob die Brunnen 90-95 % Zusammenfluss unter einem Lichtmikroskop sind.</li>
	<li>Bereiten Sie 10 µg/mL von Mitomycin C in angemessener Höhe des Mediums. Hinweis: In dieser Studie wird Mitomycin C auf 4 ° C in einer Stammlösung 1 mg/ml gehalten. Mitomycin C in Lösung kann bis zu einer Woche im Dunkeln bei 2-8 ° c gelagert werden</li>
	<li>Entfernen Sie die verbrauchten Medien mit einer Pasteurpipette aus jedem Brunnen.</li>
	<li>Fügen Sie 250 µL 5 µg/mL von Mitomycin C, in jede Vertiefung.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Platte für 2 h bei 37 ° C und 5 % CO2.</li>
	<li>Bereiten Sie Reize von Peptiden durch Verdünnen sie in angemessener Höhe des Mediums. Hinweis: In dieser Studie wurden sowohl die menschlichen und bovine Lactoferrin und Lactoferricin bei 25 µg/mL in einem Volumen von 250 µL getestet.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium mit Mitomycin C mit einer Pasteurpipette.</li>
	<li>Waschen Sie die Brunnen, 1 X mit 250 µL 1 x PBS (Raumtemperatur) und entfernen das Waschen mit einer Pasteur pipette.</li>
	<li>Fügen Sie 250 µL 1 X PBS und manuell kratzen Sie die Brunnen vertikal mit einem 200 µL PIPETTENSPITZE. Verwenden Sie eine neue PIPETTENSPITZE für jedes gut.</li>
	<li>Entfernen der PBS und 250 µL Peptid Reize.</li>
	<li>Montieren Sie die Platte in optischen Kamerasystem durch Verstellen der Schrauben auf beiden Seiten der Platte. Lassen Sie den Deckel auf der Mikrotiterplatte. Hinweis: Die Kamera kann bei geschlossenem Deckel öffnen bei Bedarf bedienen.</li>
</ol>4. richten Sie das Programm für die optische Kamera auf den Computer
<ol><li>Klicken Sie in der Taskleiste auf der linken Seite erwerben .</li>
	<li>Wählen Sie die Funktion, die Wundheilung in der Taskleiste auf der linken Seite.</li>
	<li>Wählen Sie die Platte unterhalb der Platte Abbildungklicken.</li>
	<li>Deaktivieren Sie Brunnen nicht in Gebrauch, indem Sie sie markieren und klicken Sie oben links auf dem Bildschirm ermöglichen . Hinweis: Alle Brunnen sind standardmäßig ausgewählt.</li>
	<li>Stellen Sie den Fokus des Objektivs auf die Brunnen, die Position der Zellen mit der rechten Maustaste auf eines der Brunnen passen. Hinweis: Autofokus kann auch manuell eingestellt werden, indem Sie die Leiste auf der rechten Seite der Platte Illustration verschieben.</li>
	<li>Legen Sie den Zeitraum für Bilder unter Bild-Intervall (z.B. (00:30:00)).</li>
	<li>Legen Sie die Anzahl der Wiederholungen für den gewünschten Zeitraum (z. B. 97 Wiederholungen) passen.</li>
	<li>Starten Sie durch Klicken auf die Schaltfläche " Start " in der rechten unteren Ecke den Durchlauf.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Frykberg, R. G., Banks, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+in+the+Treatment+of+Chronic+Wounds.">Challenges in the Treatment of Chronic Wounds.</a> Advances in wound care. 4 (9), 560-582 (2015).</li><li>da Silva, L., Carvalho, E., Cruz, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+neuropeptides+in+skin+inflammation+and+its+involvement+in+diabetic+wound+healing.">Role of neuropeptides in skin inflammation and its involvement in diabetic wound healing.</a> Expert opinion on biological therapy. 10 (10), 1427-1439 (2010).</li><li>Vyas, K. S., Wong, L. 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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+the+influence+of+growth+factors+and+cytokines+in+in+vitro+human+keratinocyte+migration.">A review of the influence of growth factors and cytokines in in vitro human keratinocyte migration.</a> Cytokine. 62 (1), 1-21 (2013).</li><li>Ilina, O., Friedl, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+collective+cell+migration+at+a+glance.">Mechanisms of collective cell migration at a glance.</a> Journal of Cell Science. 122 (18), 3203-3208 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die Bedeutung der Migration in den Studien von Entwicklung, Wundheilung, Immunologie und Krebs führte verschiedene Methoden zur Migration zu studieren. Migration kann ein Ausdruck für die Erweiterung oder die Schließung der Lücke durch die Zellen. In den meisten Fällen die Schließung des Kratzers wird getestet, da es einfacher zu wachsen Zellen in einem monomolekularen Film und machen dann einen Kratzer als wachsen die Zellen in einem bestimmten Formular8. Unsere Studie zeigt eine optimierte...

Migration ist ein wichtiger Prozess, der verschiedene physiologische Aspekte beeinflusst. Bei der Wundheilung erleichtert Migration Re Epithelisierung der Haut. Bei nicht heilenden Wunden, z. B. chronische Wunden opportunistische Bakterien verursachen Infektion der Wunde und offene Wunden sind ideal für Bakterienwachstum und die Bildung von Biofilm1,2. Biofilm ist eine der Ursachen für die Entwicklung von resistenten Bakterien, das ist einer der größten Gefahren für unsere moderne Gesellschaft3. Bei der Wundheilung durchdringen nicht die Immunzellen den Biofilm. Im Krebs ist Migration der Krebszellen ein entscheidender Schritt der Metastasierung, die die primäre Todesursache bei Patienten mit soliden Tumoren4,5. Daher ist es entscheidend, die Migration zu studieren zu können.
Der Scratch-Test wird häufig verwendet, um Zellwanderung zu testen, weil es billig und einfach durchzuführen auf adhärenten Zelllinien, wie Fibroblasten, Endothelzellen, und Epithelzelle Linien6,7. Heute gibt es mehrere Methoden für die Durchführung von Kratzer8, und verschiedene Materialien gemeldet wurden verwendet werden, einschließlich Zahnstocher9, Zelle Schaber10, Laser11und elektrische Ströme12. Alle Methoden haben verschiedene vor- und Nachteile, und die Methode sollte nach der Zelle Art, Budget und Analyse-Tool entschieden werden. Als Beispiel wenn die verwendeten Zellentyp erfordert Beschichtung, manuellem Druck entfernen, z.B. mit einem Zahnstocher oder einer Pipette Spitze wird beeinflussen Migration im Bereich, sollte eine andere Methode verwendet werden. In dieser Studie konzentrieren wir uns auf die manuelle Schaben.
Ein Nachteil für manuelle Schaben ist die Variation der Größe, Formen der Kratzer und Anhäufung von Zellen an den Rändern des Kratzers. Viele Protokolle sind vorhanden, und zitierte Papier berät, erhöhte Geschwindigkeit und/oder gründliches waschen nach kratzen13. Darüber hinaus wurden verschiedene Methoden zur Verbreitung, zu minimieren, da die Proliferation der Zellen nicht unterschieden von der Migration werden und daher falsch-Positive Ergebnisse der Migration geben kann. Einige berichtet, dass Methoden Serum Hunger vor der Scratch14 und Verringerung der Menge an Serum15sind. Jedoch kann keines dieser Verfahren sicherstellen, dass es keine Verbreitung gibt. Daher melden wir eine Vorbehandlung der Zellen mit Mitomycin C um echte Ergebnisse der Migration zu gewährleisten. Mitomycin C ist ein Antibiotikum, das hemmt die DNA-Synthese durch die Bildung einer kovalente Bindung mit der DNA, die verhindert, dass die DNA trennen16. Durch die Vorbehandlung mit Mitomycin C und Waschen mit PBS vor Verkratzen, zeigt die erkannten Schließung der Lücke die wahre Wanderung von Zellen (Abbildung 1).
Ein Merkmal aller Methoden ist die Notwendigkeit eines Systems zur Analyse des Prozesses der Migration17. Eine gemeinsame und eine kostengünstige Methode, um den Fortschritt zu analysieren ist ein Lichtfeld Mikroskop verwenden, um Bilder von Grund auf zu vorher festgelegten Zeitpunkten, gefolgt von einer Analyse der Schließung der Lücke in einem Bild Software18,19. Diese Methode ist zeitaufwendig, unzuverlässig in Bezug auf die Aufnahme von Bildern an der gleichen Stelle und Fokus, und die Bewegung von Inkubator Kamera zwingt Zyklen von Temperaturänderungen während Bilder aufgenommen wurden. Andere Methoden wurden entwickelt, um Migration zu erkennen, durch die Messung des Stromflusses. Die aktuellen Änderungen, decken als Zellen mehr Platz auf der Platte, die als eine Zunahme der Impedanz20gelesen wird. Durch Messung der Impedanz, die Umgebung der Zellen ist nicht betroffen, und die Methode wird daher als nicht-invasive. Diese Methode beruht auf spezielle Platten mit gold-Elektroden, die teuer sind, aber sie ermöglichen Erkennung vieler Prozesse, wie zelluläre festhalten, Proliferation, Migration und Zelltod. Ein großer Nachteil dieser Methode ist, dass die Impedanzmessung nicht direkt, Migration anzeigt, da Faktoren wie Temperatur einen großen Einfluss auf die Impedanz haben. Änderungen in der Impedanz können durch verschiedene Faktoren verursacht werden, die nicht von der Software, erschwert die Analyse der Daten überprüft werden. Daher erfordert das Fehlen der Visualisierung einer herkömmlichen Lichtmikroskop, Migration zu überprüfen.
Um viele der Nachteile der verfügbaren Techniken zu überwinden, verwenden wir eine Echtzeit-automatisierte optische Kamera. Die optische Kamera ist ein System zur Erkennung mit einem Hochdurchsatz-Mikroskop in eine kleine Plattform mit einem Objektiv, Beleuchtung und eine Digitalkamera. Es verfügt über eine integrierte Software, die Migration und Proliferation unter anderem testen können. Um Migration zu erkennen, dienen zwei Algorithmen zur Analyse, das Wachstum und die Migration Kinetik der Zellen, die die Verbreitung und die Wundheilung Analyse, bzw. genannt werden. Die Verbreitung Analyse ist basiert auf einem zweistufigen Bild Segmentierungsalgorithmus, die Texturanalyse um den Unterschied zwischen Zelle bedeckten Bereichen (gezeigt im gelb) zu entdecken gilt und leeren Hintergrund Bereiche durch erweiterte Histogramm-Analyse. Die Wundheilung Analyse basiert auf einem drei-Stufen-Algorithmus, erkennt die Zelle Monolage, sucht die Wunde Lücke, und bestimmt die Breite der Lücke. Diese Schritte werden an Benutzer festgelegten Zeitpunkten durchgeführt und die Daten werden als überdachte Fläche, Spaltbreite und Spaltbereich präsentiert. Einer der großen Vorteile dieser Maschine ist, dass es wegen des Winkels der Kamera21Bildgebung von adhärenten Zellen durch Flüssigkeit ermöglicht. Die Bilder der Kamera-Lenstakes geneigt, die zu einem Z-Stapel von einer Z-Ebene projiziert werden zu generieren um sicherzustellen, dass die Bilder im Fokus (Abbildung 2). Z-Stapel entstehen durch die Zusammenlegung der Serie von Aufnahmen (z.B. 40) senkrecht an den Rand der Wunde, und über die gesamte Wunde. Die Z-Stapel ermöglicht die Erfassung der Tiefe der Zellschicht sowie eine Fokusebene über die Wunde. Darüber hinaus kann die Serie von Bildern auf eine video-Sammlung von Bildern, mit einem Knopfdruck zusammengestellt werden.
Wir zeigen ein optimiertes Protokoll zur Erkennung der Migration in den Keratinozyten-Zell-Linie HaCaT. Wir testeten Lactoferrin und seine N-terminale Peptide, Lactoferricin, von Menschen und Kühen, um ihre Auswirkungen auf die Migration zu analysieren, wie diese Moleküle nachgewiesen wurden, zahlreiche Anwendungen als antimikrobiell und das Immunsystem modulieren Moleküle22 haben , 23. die vier Verbindungen waren im Vergleich zu unbehandelten HaCaT-Zellen und epidermalen Wachstumsfaktor (EGF) wurde als Positivkontrolle verwendet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="712">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">oCelloScope</td>
			<td style="width:156px;">BioSense Solution ApS</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:221px;">Optical camera</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">UniExplorer software&#160;</td>
			<td style="width:156px;">BioSense Solution ApS</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>(8.0.0.7144 (RL3))</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HaCaT cell</td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Donated from Bispebjerg Hospital</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DMEM (1x) + GlutaMAX</td>
			<td style="width:156px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">31966-021</td>
			<td>Medium for HaCaT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">FBS</td>
			<td style="width:156px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">10270</td>
			<td>Fetal bovine serum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS</td>
			<td style="width:156px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">D837</td>
			<td>Without Mg+ and Ca2+</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pencillin-Streptomycin</td>
			<td style="width:156px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P0781</td>
			<td>Antibiotics</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Trypsin (10x)</td>
			<td style="width:156px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T3924</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mitomycin C</td>
			<td style="width:156px;">Tocris</td>
			<td style="width:119px;">3258</td>
			<td>Inhibits proliferation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microtiter plate</td>
			<td style="width:156px;">Greiner Bio-one</td>
			<td style="width:119px;">677 180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Incubator</td>
			<td style="width:156px;">Panasonic</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>37&#176;C, 5% CO2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hemocytometer</td>
			<td style="width:156px;">Assistent</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>T&#252;rk (0.1 mm)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pipet boy</td>
			<td style="width:156px;">Accu-Jet pro</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimized scratch assay for in vitro testing of cell migration with an automated optical camera

Zellmigration ist ein wichtiger Prozess, der viele Aspekte der Gesundheit, wie Wundheilung und Krebs beeinflusst und es ist daher entscheidend für die Entwicklung von Methoden, um die Migration zu studieren. Der Scratch-Test ist seit langem die am häufigsten in-vitro- Methode, Verbindungen mit Anti - pro ungs Eigenschaften wegen seiner niedrigen Kosten und einfache Verfahren zu testen. Allerdings ist ein oft berichtete Problem des Assays die Anhäufung von Zellen über den Rand des Kratzers. Darüber hinaus müssen zum Abrufen von Daten aus der Assay Bilder von unterschiedlichen Belichtungen über einen bestimmten Zeitraum hinweg auf der exakt gleichen Stelle getroffen werden, die Bewegungen der Migration zu vergleichen. Unterschiedliche Analyseprogramme können verwendet werden, um die Kratzer Schließung zu beschreiben, aber sie sind arbeitsintensiv, ungenau, und Kräfte Zyklen von Temperaturänderungen. In der vorliegenden Studie zeigen wir eine optimierte Methode zum Testen der Migration-Effekt, z. B. mit den natürlich vorkommenden Proteinen Mensch und Rind-Lactoferrin und ihre N-terminalen Peptids Lactoferricin auf die epithelialen Zellinie HaCaT. Eine wesentliche Optimierung ist zu waschen und kratzen mit PBS-Puffer, die die oben genannten Anhäufung von Zellen entlang der Kante beseitigt. Dies könnte durch die Entfernung von Kationen, erklärt werden, die erwiesenermaßen auf Keratinozyten-Zell-Zell-Verbindung auswirken. Um wahre Erkennung von Migration zu gewährleisten, wurde Vorbehandeln mit Mitomycin C, ein DNA-Synthese-Hemmer, das Protokoll hinzugefügt. Schließlich zeigen wir die automatisierte optische Kamera, die übermäßige Temperaturzyklen beseitigt Handarbeit mit Scratch Verschluss Analyse, Verbesserung der Reproduzierbarkeit und sorgt für Analyse der identische Abschnitte des Kratzers im Laufe der Zeit.

HaCaT ist eine Keratinozyten-Zell-Linie, einer der am häufigsten vorkommenden Zelltypen in der Haut. Tritt eine Wunde, beginnen die Hautzellen vermehren sich und Wandern über in das Wundbett, schließen Sie die Wunde (Abbildung 3). Beide Prozesse sind daher von größter Bedeutung für die ordnungsgemäße Heilung.
Die optische Kamera kann beide Prozesse in Echtzeit verfolgen. Für die Migration, ...

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Optimized Scratch Assay for In Vitro Testing of Cell Migration with an Automated Optical Camera

Hier beschreiben wir eine Prozedur, um die Zelle Migration in Vitro mit einer automatisierten optischen Kamera Mikroskop zu testen. Der Scratch-Test hat verbreitet wo die Schließung von Grund auf für einen bestimmten Zeitraum gefolgt ist. Das optische Mikroskop ermöglicht eine zuverlässige und preiswerte Erfassung von Zellmigration.

Scratch-Test für die In-vitro- Prüfung der Zellwanderung mit einer automatisierten optischen Kamera optimiert

Cell migration is an important process that influences many aspects of health, such as wound healing and cancer, and it is, therefore, crucial for ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Optimized Scratch Assay for In Vitro Testing of Cell Migration with an Automated Optical Camera

22.8K Aufrufe.  Roskilde University. Hier beschreiben wir eine Prozedur, um die Zelle Migration in Vitro mit einer automatisierten optischen Kamera Mikroskop zu testen. Der Scratch-Test hat verbreitet wo die Schließung von Grund auf für einen bestimmten Zeitraum gefolgt ist. Das optische Mikroskop ermöglicht eine zuverlässige und preiswerte Erfassung von Zellmigration.

Serie: Optimized Scratch Assay for In Vitro Testing of Cell Migration with an Automated Optical Camera

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

Semi-automatische optische Heartbeat-Analyse von kleinen Herzen

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Forschung

Biologie

An In vitro FluoroBlok Tumor Invasion Assay

The hallmark of metastatic cells is their ability to invade through the basement membrane and migrate to other parts of the body. Cells must be able to both secrete proteases that break down the basement membrane as well as migrate in order to be invasive. BD BioCoat Tumor Invasion System provides cells with conditions that allow assessment of their invasive property in vitro1,2. It consists of a BD Falcon FluoroBlok 24-Multiwell Insert Plate with an 8.0 micron pore size PET membrane that has been uniformly coated with BD Matrigel Matrix. This uniform layer of BD Matrigel Matrix serves as a reconstituted basement membrane in vitro providing a true barrier to non-invasive cells while presenting an appropriate protein structure to study invasion. The coating process occludes the pores of the membrane, blocking non-invasive cells from migrating through the membrane. In contrast, invasive cells are able to detach themselves from and migrate through the coated membrane. Quantitation of cell invasion can be achieved by either pre- or post-cell invasion labeling with a fluorescent dye such as DiIC12(3) or calcein AM, respectively, and measuring the fluorescence of invading cells. Since the BD FluoroBlok membrane effectively blocks the passage of light from 490-700 nm at &gt;99% efficiency, fluorescently-labeled cells that have not invaded are not detected by a bottom-reading fluorescence plate reader. However, cells that have invaded to the underside of the membrane are no longer shielded from the light source and are detected with the respective plate reader. This video demonstrates an endpoint cell invasion assay, using calcein AM to detect invaded cells.

An In vitro FluoroBlok Tumor Invasion Assay

This video demonstrates how to measure cell invasion through cell culture inserts using a fluorescence-based methodology.

Ein In-vitro- FluoroBlok Tumor Invasion Assay

The hallmark of metastatic cells is their ability to invade through the basement membrane and migrate to other parts of the body. Cells must be able to ...

In vitro Cell Migration and Invasion Assays

Migration is a key property of live cells and critical for normal development, immune response, and disease processes such as cancer metastasis and inflammation. Methods to examine cell migration are very useful and important for a wide range of biomedical research such as cancer biology, immunology, vascular biology, cell biology and developmental biology. Here we use tumor cell migration and invasion as an example and describe two related assays to illustrate the commonly used, easily accessible methods to measure these processes. The first method is the cell culture wound closure assay in which a scratch is generated on a confluent cell monolayer. The speed of wound closure and cell migration can be quantified by taking snapshot pictures with a regular inverted microscope at several time intervals. More detailed cell migratory behavior can be documented using the time-lapse microscopy system. The second method described in this paper is the transwell cell migration and invasion assay that measures the capacity of cell motility and invasiveness toward a chemo-attractant gradient. It is our goal to describe these methods in a highly accessible manner so that the procedures can be successfully performed in research laboratories even just with basic cell biology setup.

In vitro Cell Migration and Invasion Assays

Commonly used, highly accessible methods for examining cell migration and invasion in vitro are described. The first method is the cell wound closure assay that measures cell motility. The second method is the transwell migration and invasion assay that assesses the chemotactic and invasive capacity of cells.

In-vitro-Zellmigration und Invasion Assays

Migration is a key property of live cells and critical for normal development, immune response, and disease processes such as cancer metastasis and ...

Endothelial Cell Tube Formation Assay for the In Vitro Study of Angiogenesis

Angiogenesis is a vital process for normal tissue development and wound healing, but is also associated with a variety of pathological conditions. Using this protocol, angiogenesis may be measured in vitro in a fast, quantifiable manner. Primary or immortalized endothelial cells are mixed with conditioned media and plated on basement membrane matrix. The endothelial cells form capillary like structures in response to angiogenic signals found in conditioned media. The tube formation occurs quickly with endothelial cells beginning to align themselves within 1&#160;hr and lumen-containing tubules beginning to appear within 2 hr. Tubes can be visualized using a phase contrast inverted microscope, or the cells can be treated with calcein AM prior to the assay and tubes visualized through fluorescence or confocal microscopy. The number of branch sites/nodes, loops/meshes, or number or length of tubes formed can be easily quantified as a measure of in vitro angiogenesis. In summary, this assay can be used to identify genes and pathways that are involved in the promotion or inhibition of angiogenesis in a rapid, reproducible, and quantitative manner.

Endothelial Cell Tube Formation Assay for the In Vitro Study of Angiogenesis

The tube formation assay is a fast, quantifiable method for measuring in vitro angiogenesis. Endothelial cells are combined with conditioned media and plated on basement membrane extract. Tube formation occurs within hours and newly formed tubules easily quantified.

Endothelzellen Schlauchbildung Assay für die<em&gt; In-vitro-</em&gt; Studium der Angiogenese

Angiogenesis is a vital process for normal tissue development and wound healing, but is also associated with a variety of pathological conditions. Using ...

An Assay for Lateral Line Regeneration in Adult Zebrafish

Due to the clinical importance of hearing and balance disorders in man, model organisms such as the zebrafish have been used to study lateral line development and regeneration. The zebrafish is particularly attractive for such studies because of its rapid development time and its high regenerative capacity. To date, zebrafish studies of lateral line regeneration have mainly utilized fish of the embryonic and larval stages because of the lower number of neuromasts at these stages. This has made quantitative analysis of lateral line regeneration/and or development easier in the earlier developmental stages. Because many zebrafish models of neurological and non-neurological diseases are studied in the adult fish and not in the embryo/larvae, we focused on developing a quantitative lateral line regenerative assay in adult zebrafish so that an assay was available that could be applied to current adult zebrafish disease models. Building on previous studies by Van Trump et al.17&#160;that described procedures for ablation of hair cells in adult Mexican blind cave fish and zebrafish (Danio rerio), our assay was designed to allow quantitative comparison between control and experimental groups. This was accomplished by developing a regenerative neuromast standard curve based on the percent of neuromast reappearance over a 24 hr time period following gentamicin-induced necrosis of hair cells in a defined region of the lateral line. The assay was also designed to allow extension of the analysis to the individual hair cell level when a higher level of resolution is required.

Because many zebrafish models of neurological and non-neurological diseases are studied in the adult fish rather than the embryo/larvae, we developed a quantitative lateral line regenerative assay that can be applied to adult zebrafish disease models. The assay involved resolution at the 1) neuromast and 2) individual hair cell levels.

Ein Test für Laterallinie Regeneration im erwachsenen Zebrafisch

Due to the clinical importance of hearing and balance disorders in man, model organisms such as the zebrafish have been used to study lateral line ...

Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, polarity, and motility. The organization of the actin and microtubule networks has been extensively studied but that of IFs is not yet fully characterized. IFs have an average diameter of 10 nm and form a network extending throughout the cell cytoplasm. They are physically associated with actin and microtubules through molecular motors and cytoskeletal linkers. This tight association is at the heart of the regulatory mechanisms that ensure the coordinated regulation of the three cytoskeletal networks required for most cell functions. It is therefore crucial to visualize IFs alone and also together with each of the other cytoskeletal networks. However, IF networks are extremely dense in most cell types, especially in glial cells, which makes its resolution very difficult to achieve with standard fluorescence microscopy (lateral resolution of ~250 nm). Direct STochastic Optical Reconstruction Microscopy (dSTORM) is a technique allowing a gain in lateral resolution of one order of magnitude. Here, we show that lateral dSTORM resolution is sufficient to resolve the dense organization of the IF networks and, in particular, of IF bundles surrounding microtubules. Such tight association is likely to participate in the coordinated regulation of these two networks and may, explain how vimentin IFs template and stabilize microtubule organization as well as could influence microtubule dependent vesicular trafficking. More generally, we show how the observation of two cytoskeletal components with dual-color dSTORM technique brings new insight into their mutual interaction.

The overall goal of this methodology is to give the optimal experimental conditions from sample preparation to image acquisition and reconstruction in order to perform 2D dual color dSTORM images of microtubules and intermediate filaments in fixed cells

Imaging-Intermediate Filamenten und Mikrotubuli mit 2-dimensionale direkte stochastische optische Rekonstruktion Mikroskopie

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, ...

Preparation of Cell Extracts by Cryogrinding in an Automated Freezer Mill

The ease of genetic manipulation and the strong evolutionary conservation of eukaryotic cellular machinery in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae has made it a pre-eminent genetic model organism. However, since efficient protein isolation depends upon optimal disruption of cells, the use of yeast for biochemical analysis of cellular proteins is hampered by its cell wall which is expensive to digest enzymatically (using lyticase or zymolyase), and difficult to disrupt mechanically (using a traditional bead beater, a French press or a coffee grinder) without causing heating of samples, which in turn causes protein denaturation and degradation. Although manual grinding of yeast cells under liquid nitrogen (LN2) using a mortar and pestle avoids overheating of samples, it is labor intensive and subject to variability in cell lysis between operators. For many years, we have been successfully preparing high quality yeast extracts using cryogrinding of cells in an automated freezer mill. The temperature of -196 &#176;C achieved with the use of LN2 protects the biological material from degradation by proteases and nucleases, allowing the retrieval of intact proteins, nucleic acids and other macromolecules. Here we describe this technique in detail for budding yeast cells which involves first freezing a suspension of cells in a lysis buffer through its dropwise addition into LN2 to generate frozen droplets of cells known as "popcorn". This popcorn is then pulverized under LN2 in a freezer mill to generate a frozen "powdered" extract which is thawed slowly and clarified by centrifugation to remove insoluble debris. The resulting extracts are ready for downstream applications, such as protein or nucleic acid purification, proteomic analyses, or co-immunoprecipitation studies. This technique is widely applicable for cell extract preparation from a variety of microorganisms, plant and animal tissues, marine specimens including corals, as well as isolating DNA/RNA from forensic and permafrost fossil specimens.

We describe a reliable method for the preparation of whole cell extracts from yeast or other cells using a cryogenic freezer mill that minimizes degradation and denaturation of proteins. The cell extracts are suitable for purification of functional protein complexes, proteomic analyses, co-immunoprecipitation studies and detection of labile protein modifications.

Herstellung von Zellextrakten durch Cryogrinding in einer automatisierten Gefriermühle

The ease of genetic manipulation and the strong evolutionary conservation of eukaryotic cellular machinery in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae ...

A Cost Effective and Adaptable Scratch Migration Assay

Cell migration is a key component in both physiological and pathological events. Normal cell migration is required for essential functions such as development and mounting an immune response. When a defect or alteration occurs with the cell migration process, it can have detrimental outcomes (i.e., cancer metastasis, wound healing, and scar formation). Due to the importance of cell migration, it is necessary to have access to a cell migration assay that is affordable, adaptable, and repeatable. Utilizing the common scratch migration assay, we have developed a new approach to analyzing cell migration that uses general laboratory equipment. The method described uses visual markers that allow for recapturing specific areas of interest without the use of time-lapse microscopy. In addition, it provides flexibility in the experimental design, ranging from altering the migration matrix substrate to the addition of pharmacological modifiers. Furthermore, this protocol outlines a way to account for the area of cell migration, which is not considered by several methods when examining cell migration. This new approach offers a scratch migration assay to a larger audience and will provide greater opportunity for researchers to examine the physiological and pathophysiological impact of cell migration.

We present a cost-effective method to the scratch migration assay that provides a new approach for determining cell migration without the use of equipment-intensive methods. While fibroblasts were used in this protocol, it can be adapted and utilized to study additional cell types and influences on cell migration.

Ein kostengünstiger und anpassungsfähiger Scratch-Migrationstest

Cell migration is a key component in both physiological and pathological events. Normal cell migration is required for essential functions such as ...

In Vitro Three-Dimensional Sprouting Assay of Angiogenesis Using Mouse Embryonic Stem Cells for Vascular Disease Modeling and Drug Testing

Recent advances in induced pluripotent stem cells (iPSC) and gene editing technologies enable the development of novel human cell-based disease models for phenotypic drug discovery (PDD) programs. Although these novel devices could predict the safety and efficacy of investigational drugs in humans more accurately, their development to the clinic still strongly rely on mammalian data, notably the use of mouse disease models. In parallel to human organoid or organ-on-chip disease models, the development of relevant in vitro mouse models is therefore an unmet need for evaluating direct drug efficacy and safety comparisons between species and in vivo and in vitro conditions. Here, a vascular sprouting assay that utilizes mouse embryonic stem cells differentiated into embryoid bodies (EBs) is described. Vascularized EBs cultured onto 3D-collagen gel develop new blood vessels that expand, a process called sprouting angiogenesis. This model recapitulates key features of in vivo sprouting angiogenesis-formation of blood vessels from a pre-existing vascular network-including endothelial tip cell selection, endothelial cell migration and proliferation, cell guidance, tube formation, and mural cell recruitment. It is amenable to screening for drugs and genes modulating angiogenesis and shows similarities with recently described three-dimensional (3D) vascular assays based on human iPSC technologies.

In Vitro Three-Dimensional Sprouting Assay of Angiogenesis Using Mouse Embryonic Stem Cells for Vascular Disease Modeling and Drug Testing

This assay utilizes mouse embryonic stem cells differentiated into embryoid bodies cultured in 3D-collagen gel to analyze the biological processes that control sprouting angiogenesis in vitro. The technique can be applied for testing drugs, modeling diseases, and for studying specific genes in the context of deletions that are embryonically lethal.

In vitro Dreidimensionaler Keimtest der Angiogenese unter Verwendung embryonaler Stammzellen der Maus für die Modellierung von Gefäßerkrankungen und Arzneimitteltests

Recent advances in induced pluripotent stem cells (iPSC) and gene editing technologies enable the development of novel human cell-based disease models for ...

Imaging Molecular Adhesion in Cell Rolling by Adhesion Footprint Assay

Rolling adhesion, facilitated by selectin-mediated interactions, is a highly dynamic, passive motility in recruiting leukocytes to the site of inflammation. This phenomenon occurs in postcapillary venules, where blood flow pushes leukocytes in a rolling motion on the endothelial cells. Stable rolling requires a delicate balance between adhesion bond formation and their mechanically-driven dissociation, allowing the cell to remain attached to the surface while rolling in the direction of flow. Unlike other adhesion processes occurring in relatively static environments, rolling adhesion is highly dynamic as the rolling cells travel over thousands of microns at tens of microns per second. Consequently, conventional mechanobiology methods such as traction force microscopy are unsuitable for measuring the individual adhesion events and the associated molecular forces due to the short timescale and high sensitivity required. Here, we describe our latest implementation of the adhesion footprint assay to image the P-selectin: PSGL-1 interactions in rolling adhesion at the molecular level. This method utilizes irreversible DNA-based tension gauge tethers to produce a permanent history of molecular adhesion events in the form of fluorescence tracks. These tracks can be imaged in two ways: (1) stitching together thousands of diffraction-limited images to produce a large field of view, enabling the extraction of adhesion footprint of each rolling cell over thousands of microns in length, (2) performing DNA-PAINT to reconstruct super-resolution images of the fluorescence tracks within a small field of view. In this study, the adhesion footprint assay was used to study HL-60 cells rolling at different shear stresses. In doing so, we were able to image the spatial distribution of the P-selectin: PSGL-1 interaction and gain insight into their molecular forces through fluorescence intensity. Thus, this method provides the groundwork for the quantitative investigation of the various cell-surface interactions involved in rolling adhesion at the molecular level.

This protocol presents the experimental procedures to perform the adhesion footprint assay to image the adhesion events during fast cell rolling adhesion.