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  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

EUCAST ha desarrollado un protocolo de pruebas directas de susceptibilidad a los antimicrobianos (AST) para hemocultivos automatizados. Sin embargo, su dependencia de la identificación microbiana basada en espectrometría de masas puede evitarse mediante el uso de un protocolo de preparación directa de inóculo en un sistema automatizado de identificación microbiana. Este enfoque puede proporcionar informes AST dentro de las 24 horas posteriores a la recolección de la muestra.

Resumen

La sepsis gramnegativa (GN) es una emergencia médica en la que el tratamiento en entornos de recursos limitados se basa en técnicas convencionales de cultivo microbiológico que proporcionan resultados en 3-4 días. Reconociendo este retraso en el tiempo de respuesta (TAT), tanto EUCAST como CLSI han desarrollado protocolos para determinar los resultados de AST directamente a partir de frascos de hemocultivo automatizados (+aBC) marcados positivamente. El protocolo EUCAST rapid AST (RAST) se introdujo por primera vez en 2018, donde se pueden informar puntos de corte de diámetro de zona para cuatro agentes etiológicos comunes de la sepsis GN, es decir, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aerugintosa y Acinetobacter baumannii complex. Sin embargo, los laboratorios clínicos que han implementado este método en su flujo de trabajo rutinario confían en la identificación microbiana basada en espectrometría de masas, que no está fácilmente disponible, lo que impide su implementación en entornos con recursos limitados. Para evitarlo, evaluamos un protocolo de inóculo directo (DIP) utilizando un sistema comercial automatizado de identificación microbiana y pruebas de susceptibilidad antimicrobiana (aMIAST) para permitir la identificación microbiana temprana dentro de las 8 h posteriores a la señalización positiva de aBC. Evaluamos este protocolo de enero a octubre de 2023 para identificar los cuatro GN DE NOTIFICACIÓN OBLIGATORIA DE RAST (RR-GN) en el aBC marcado positivamente. Los resultados de la identificación microbiana en DIP se compararon con el protocolo estándar de preparación de inóculo (SIP) en aMIAST. De 204 +aBCs con GN monomórfica (+naBC), una de las 4 RR-GN fue identificada en 105 +naBCs por SIP (E. coli: 50, K. pneumoniae: 20, P. aeruginosa: 9 y A. baumannii complex: 26). De estos, el 94% (98/105) fueron identificados correctamente por DIP, mientras que las tasas de error mayor y error muy grave fueron del 6% (7/105) y 1,7% (4/240), respectivamente. Cuando la DIP para la identificación microbiana se realiza utilizando el método EUCAST RAST, se pueden proporcionar informes clínicos provisionales dentro de las 24 horas posteriores a la recepción de la muestra. Este enfoque tiene el potencial de reducir significativamente el TAT, lo que permite la instauración temprana de una terapia antimicrobiana adecuada.

Introducción

La sepsis, un importante problema de salud mundial, se define como una disfunción orgánica potencialmente mortal debido a una respuesta desregulada del huésped a la infección. El Estudio sobre la Carga Mundial de Enfermedades estimó que en 2017 hubo 48,9 millones de casos de sepsis y 11 millones de muertes relacionadas con la sepsis en todo el mundo, lo que representó casi el 20% de todas las muertes mundiales1. Alrededor de 2/3 delas infecciones del torrente sanguíneo (ISB) que causan mortalidad se deben a patógenos bacterianos gramnegativos2. Las principales causas de mortalidad entre los gramnegativos (GN) son Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa y Acinetobacter baumannii, que representan alrededor del 40% de los casos entre 33 patógenos bacterianos2.

Los hemocultivos siguen siendo el estándar de oro para el diagnóstico de la BSI, y la identificación microbiana rápida junto con los resultados de las pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos (AST) es la clave para el tratamiento. Se ha estimado que hay un aumento del 9% en las probabilidades de mortalidad con un retraso de cada hora en la instauración de antimicrobianos apropiados en la sepsis3. El tiempo de respuesta (TAT) de los informes de hemocultivos microbiológicamente positivos con resultados de AST es de alrededor de 48-72 h con las herramientas microbiológicas disponibles en entornos de recursos limitados, incluso con sistemas automatizados. Como resultado de este TAT deficiente, los antimicrobianos de amplio espectro se utilizan empíricamente, lo que contribuye al creciente problema de la resistencia a los antimicrobianos (RAM). Reconociendo esta urgente necesidad de reducir el TAT para las técnicas de cultivo microbiológico para la sepsis, EUCAST y CLSI están avanzando hacia la realización de AST directamente a partir de frascos de hemocultivo con marca positiva (+aBC)4,5.

En 2018, EUCAST introdujo por primera vez el método rápido de AST (RAST) para determinar AST mediante el método de difusión en disco de Kirby-Bauer a tiempos de incubación cortos, es decir, 4 h, 6 h y 8 h, directamente desde +aBC 6,7. El método está validado actualmente para determinar AST para +aBCs que contienen una de las 8 causas más comunes de BSI, a saber, E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa y el complejo A. baumannii entre los gramnegativos y Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, E. faecium y Streptococcus pneumoniae entre los grampositivos8. Los puntos de corte para la determinación de AST en varios intervalos de tiempo se proporcionan según las especies microbianas enumeradas anteriormente. Por lo tanto, antes de la interpretación categórica de los resultados de AST, es necesaria la identificación microbiana. Sin embargo, el estándar RAST no especifica el método para permitir la identificación microbiana dentro de este período de tiempo.

La mayoría de los estudios que evalúan el método EUCAST RAST en su entorno han utilizado la identificación microbiana basada en espectrometría de masas después de una incubación corta en medios plateados para identificar microorganismos 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Sin embargo, los instrumentos de espectrometría de masas no están ampliamente disponibles, especialmente en los países de ingresos bajos y medianos, lo que limita en gran medida la utilidad potencial de este método. Pocos estudios han reportado la implementación de este método en sus centros sin utilizar espectrometría de masas 18,19,20. Tayşi et al.18 reportaron una categorización amplia de GN entre Enterobacterales, Pseudomonas y Acinetobacter spp. basada en la morfología de la tinción de Gram y la prueba de oxidasa antes de interpretar los resultados de AST. En otros estudios de este centro, realizados por Gupta et al.19 y Siddiqui et al.20, la identificación microbiana a nivel de especie se realizó mediante la preparación de un pellet bacteriano a partir de la mezcla de sangre y caldo marcado positivamente y su inoculación en las pruebas bioquímicas convencionales. Mientras que Tayşi et al.18 no comentaron sobre la precisión de la identificación microbiana con su enfoque, Gupta et al.19 informaron que con su enfoque en 165/176 (94%) casos, un RAST gramnegativo notificable (RR-GN), es decir, de E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa y A. baumannii complejo. Sin embargo, con este último enfoque, la lectura de los resultados de RAST se realizó retrospectivamente utilizando puntos de corte de 8 h de diámetro de zona solo después de la incubación completa de los resultados bioquímicos convencionales, es decir, 18-24 h después de la inoculación, y el tiempo promedio para el informe fue de alrededor de 2 días.

Para reducir aún más el TAT de los informes clínicos, proponemos una metodología alternativa que permita la identificación temprana de GN presente en +aBCs utilizando aMIAST. Antes de la introducción de los sistemas de identificación microbiana basados en espectrometría de masas, estos sistemas de identificación automatizados se consideraban el estándar de atención para la identificación microbiana, donde la identificación era posible mediante cambios colorimétricos y/o fluorométricos inducidos por bacterias de prueba cuando se inoculaban en pruebas bioquímicas miniaturizadas alojadas en un casete y comparaban los resultados con su base de datos de aislados. El tiempo promedio de identificación en estos sistemas es de alrededor de 4 h a 8 h, sin embargo, están limitados por el hecho de que los fabricantes recomiendan el crecimiento nocturno de microbios antes de que sus respectivas tarjetas de identificación puedan ser inoculadas. Este requisito limita en gran medida su utilidad para reducir el tiempo de presentación de informes.

Pocos estudios han evaluado métodos para identificar directamente microbios a partir de +aBCs utilizando estos sistemas automatizados 21,22,23,24,25,26,27. En el caso de los +aBCs que contenían GN monomórfica, la mayoría de los estudios mostraron una excelente concordancia entre la inoculación directa a partir de gránulos bacterianos hechos a partir de una mezcla positiva de sangre y caldo y la incubación estándar de la colonia. Sin embargo, en el caso de los grampositivos, las tasas de concordancia fueron subóptimas. Dado que el tiempo medio hasta la positividad de los +aBCs es de entre 8 h y 16 h y la identificación de la GN tarda ~4 h a 8 h en un sistema automatizado de identificación microbiana, planteamos la hipótesis de que al emplear el protocolo de inoculación directa en la identificación microbiana automatizada, podemos completar el informe clínico de los +aBCs con GN con un RR-GN dentro de las 24 h posteriores a la recepción de la muestra.

Entorno para el estudio
El presente estudio se llevó a cabo en el laboratorio de bacteriología clínica de un instituto académico de atención terciaria de importancia nacional (INI) de 950 camas en el centro de la India de enero a octubre de 2023. El laboratorio está equipado con un sistema de monitorización continua de hemocultivos (CBCMS) y aMIAST. El laboratorio de bacteriología está funcionando las 24 horas del día con la disponibilidad de técnicos y microbiólogos para procesar y reportar cualquier frasco de hemocultivo marcado positivamente (+aBCs).

Métodos microbianos utilizados aquí
El flujo de trabajo del estudio se muestra en la Figura 1. Los +aBCs que mostraban GNs monomórficas (+naBC) se procesaron mediante inoculación directa de las tarjetas de identificación correspondientes para permitir la identificación y AST utilizando el protocolo EUCAST RAST. Estos resultados se compararon con el método estándar de atención (SoC) para +aBCs, es decir, el subcultivo en medios convencionales sembrados a través de agar sangre de oveja (SBA), agar chocolate (CA) y agar MacConkey (MA), incubado aeróbicamente durante 16 h a 24 h seguido de tarjetas de identificación y AST dadas por aMIAST cuando aparecen colonias aisladas. Se excluyeron del estudio los hemocultivos que mostraran cocos grampositivos, bacilos grampositivos, células de levadura en ciernes y ≥2 microorganismos diferentes en la tinción inicial de Gram o en medios en placa.

Protocolo

El estudio, financiado por la beca de investigación interna otorgada al Dr. Ayush Gupta por AIIMS Bhopal, fue aprobado por el Comité Institucional de Ética Humana (IHEC) vide carta no: IHEC- LOP/2022/IL072.

NOTA: Se utilizó un volumen de muestra de 5 ml en base a los estudios realizados por Quesada et al.25 y Muñoz-Dávila et al.27.

1. Protocolo estándar de inóculo (SIP) para la identificación bacteriana mediante aMIAST

  1. Use guantes limpios y, dentro de un gabinete de bioseguridad (BSC) de clase IIa, desinfecte el tabique de +naBC con un hisopo que contenga un 70% de alcohol isopropílico.
  2. Extraiga aproximadamente 1 ml de la mezcla de caldo sanguíneo utilizando una jeringa estéril con una aguja de 21 G.
  3. Dispense 1 gota grande de la mezcla de caldo de sangre de la aguja sobre la superficie del medio plateado, es decir, SBA, CA y MA. Esmerilar las placas e incubar las placas de cultivo en una incubadora a 37 °C ± 2 °C en condiciones aeróbicas durante 18-24 h.
  4. Después de la incubación, examine las placas para detectar la aparición de colonias aisladas en un BSC y proceda a la identificación y AST por aMIAST.
  5. Para cada aislado, coloque un tubo de poliestireno aMIAST en el soporte del tubo aMIAST y añada 3 ml de solución salina estéril utilizando un dispensador adjunto al frasco de solución salina.
  6. Toque de tres a cinco colonias morfológicamente similares con un alambre de inoculación recto estéril y transfiera el inóculo bacteriano al primer tubo.
  7. Ajustar la turbidez utilizando suero fisiológico estéril en el tubo inoculado entre 0,47-0,63 McFarland utilizando un densitómetro.
  8. Coloque la fijación capilar de la tarjeta de identificación aMIAST gramnegativa en el primer tubo.
  9. Coloque las tarjetas seleccionadas en una posición adecuada en el casete. El inóculo en el casete está listo y llega a la sección de llenado de aMIAST.
    PRECAUCIÓN: La edad de suspensión no debe exceder los 30 minutos antes de inocular las tarjetas.
  10. Cargue el casete en su posición en la cámara de llenado con el código de barras de muestra hacia adentro.
  11. Cierre la puerta y presione Llenar en la pantalla de la interfaz de usuario. El llenado es un ciclo de 70 s. Cuando se complete el ciclo, la luz indicadora azul del sistema parpadeará. La colocación de las tarjetas en el sistema aMIAST distribuye el inóculo dentro de las pequeñas cámaras de las tarjetas por la máquina.
  12. Retire el casete de la cámara de llenado, cierre la puerta y colóquelo en la cámara de carga. Los códigos de barras se escanean automáticamente y se cotejan con la lista de trabajo electrónica de casete virtual. Las pajitas se sellan automáticamente y las tarjetas se cargan automáticamente en el carrusel. La flecha azul parpadeante en el aMIAST indica que la carga ha finalizado.
  13. Retire los residuos de cassette cuando termine. Consulte el procedimiento de eliminación de residuos en la documentación del producto o siga otras prácticas estándar. Utilice el resto de la suspensión en los tubos para subcultivar en agar CLED para verificar la pureza de los aislados.
  14. Lea los resultados después de que el instrumento complete el análisis.

2. Protocolo de inóculo directo (DIP) para la identificación bacteriana mediante aMIAST

  1. Use guantes estériles y, dentro de un gabinete de bioseguridad, limpie el tabique de +naBC con un hisopo que contenga alcohol isopropílico al 70%.
  2. Utilizando una jeringa estéril con aguja de 21 G, extraiga 5 mL de alícuota de la mezcla de sangre y caldo de +naBC y transfiéralo a un tubo separador de suero (SST) después de desinfectar el tabique de goma con alcohol isopropílico al 70% (Figura 2A).
  3. Centrifugar esta alícuota durante 10 minutos a 160 x g para asentar las células sanguíneas en la mezcla de sangre y caldo. Después de la primera centrifugación, observe el sobrenadante en el que se asentarán las células sanguíneas.
  4. Abra la tapa del vial dentro de un gabinete de bioseguridad y, con una punta y una pipeta estériles, retire con cuidado el sobrenadante y transfiéralo a un nuevo vial de extracción de sangre simple (tapa roja) quitando la parte superior.
  5. Coloque el tapón en el vial y vuelva a centrifugarlo durante 10 min a 2000 x g. Después de la segunda centrifugación, se formará una bolita bacteriana en la parte inferior.
  6. Aspire el sobrenadante y deséchelo con una pipeta y una punta estériles. El pellet bacteriano permanecerá en el fondo del tubo y se utilizará para inocular la tarjeta de identificación aMIAST.
    NOTA: En la primera centrifugación se utilizó un tubo separador de suero a 160 x g. Esto se basó en los estudios realizados por Quesada et al.25 y Muñoz-Dávila et al.27, donde el primer paso de centrifugación se realizó aproximadamente a 30 x g y 60 x g, respectivamente. La mezcla de caldo de sangre de un +aBC se centrifugó primero a baja velocidad en un SST para extraer las células sanguíneas.
  7. Coloque un tubo de poliestireno aMIAST en el soporte del tubo aMIAST y añada 3 ml de solución salina estéril utilizando un dispensador adjunto al frasco de solución salina.
  8. Utilizando un asa de inoculación estéril, tome el pellet bacteriano del fondo del vial e inocule en el tubo aMIAST
  9. Repita los pasos 1.7-1.14.

3. AST por el protocolo EUCAST RAST4

  1. Mantenga listas las placas circulares de agar Mueller-Hinton (MHA) de 90 mm sin inocular en el gabinete de bioseguridad.
  2. Use guantes estériles y, dentro de un gabinete de bioseguridad, limpie el tabique de +naBC con un hisopo que contenga alcohol isopropílico al 70%.
  3. Con una jeringa estéril, aspire 125 μL ± 25 μL de mezcla de caldo sanguíneo sin diluir de +naBC y agréguelo a cada placa de MHA en el centro.
  4. Extienda el caldo suavemente sobre los platos con un bastoncillo de algodón estéril en tres direcciones y aplique ≤ 6 discos antimicrobianos en cada plato.
  5. Incubar las placas en una incubadora aeróbica a 35 °C± 1 °C durante 8 h. Después de completar la incubación, observe la pureza del aislado.
  6. Leer las zonas de inhibición a las 8 h ± 5 min. Interprete los resultados utilizando la tabla de puntos de corte RAST para incubación corta después de verificar los resultados de identificación bacteriana en el aMIAST.
  7. Informe los resultados de AST solo si el aislado se identifica como uno de los RR-GN y las placas MHA y CLED están desarrollando un solo morfotipo.

4. Control de calidad

  1. Realizar un control de calidad interno para el protocolo SIP de aMIAST según las instrucciones del fabricante utilizando las cepas de referencia recomendadas.
  2. Realizar semanalmente un control de calidad interno del método RAST utilizando la cepa de referencia recomendada de E. coli como se describe a continuación.
    1. Coloque 4 tubos de vidrio estéril en un soporte para tubos. Dispensar 3 ml de solución salina estéril en el primer tubo y 990 μl de solución salina estéril en cada uno de los tubos segundo, tercero y cuarto.
    2. Realice una suspensión McFarland 0.5 de la cepa QC de las colonias aisladas de un cultivo nocturno en medios plateados.
    3. Con una pipeta y una punta estériles, transfiera 10 μL de suspensión del primer tubo al segundo tubo.
    4. Después de mezclar, transfiera 10 μL de suspensión del segundo al tercer tubo y luego al último tubo.
    5. Del último tubo, tome 1 mL del inóculo con una jeringa estéril con una aguja y agréguelo a un aBC no inoculado.
    6. Añadir simultáneamente 5 mL de sangre de oveja estéril en el aBC utilizando una jeringa estéril con una aguja e incubarla en el CBCMS hasta que marque positivo debido al cambio en el color del sensor de emulsión líquida en la base del aBC.
    7. Repita los pasos como se explica en los pasos 1 a 3 para la identificación por SIP, DIP y RAST, respectivamente. Los resultados esperados son que la deformación QC debe identificarse correctamente mediante ambos protocolos de identificación del aMIAST y que los diámetros de zona en las placas RAST deben estar dentro del rango especificado28.

5. Análisis estadístico

  1. Considere la identificación microbiana utilizando SIP como estándar de oro y si la misma identificación se obtiene mediante DIP, considérela como concordante.
  2. Si un RR-GN, es decir, uno de los complejos E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa y A. baumannii identificados mediante SIP, es discordante en el DIP, considéralo como un error mayor (EM), mientras que lo contrario lo considera como un error muy grave (VME), ya que tiene el potencial de emitir un informe con una identificación incorrecta.
  3. Calcule la tasa de concordancia para RR-GN como la relación entre el número total de RR-GN concordantes y el número total de RR-GN identificados por SIP multiplicado por 100.
  4. Calcule la tasa de EM como la relación entre el número de +naBC identificados como no RR-GN y el número total de +naBC con RR-GN identificados por SIP multiplicado por 100.
  5. Calcule la tasa VME como la relación entre el número de +naBC identificados erróneamente como que tienen un RR-GN en DIP y el número total. de +naBCs probados por DIP multiplicado por 100.
  6. Calcule el tiempo de identificación del aislado (TTI) como el tiempo que se tarda en identificar el aislado por ambos protocolos desde el momento del marcado del hemocultivo por el CBCMS.
  7. Calcular las diferencias entre el DIP y el SIP como una reducción en el TTI. Calcule esto solo para los concordantes +naBC que tienen un RR-GN. Anote los puntos de tiempo respectivos de los relojes de CBCMS y aMIAST.
  8. Administre datos y analícelos usando una hoja de cálculo. Utilice la prueba U de Mann-Whitney para variables continuas, considerando un valor p bilateral de ≤ 0,05 como estadísticamente significativo.

Resultados

Resultados generales
Durante el período de estudio, 240 +naBCs se sometieron a la identificación por aMIAST utilizando DIP y SIP. De estos, se encontró que el 15% (36/240) de +naBCs eran polimicrobianos después de la incubación durante la noche en los medios sembrados. De los 204 +naBCs, la proporción de RR-GN identificados por SIP fue del 51,5% (105/204). De ellos, el 47,6% (50/105) fueron E. coli, el 19% (20/105) K. pneumoniae, el 8,6% (9/105) P. aeruginosa y el 24,8...

Discusión

Utilizando DIP, identificamos con éxito los RR-GN con una precisión diagnóstica considerable. La media de TTI después del marcado positivo de aBC fue de solo 507 min (~ 8,5 h). Por lo tanto, cuando se realiza junto con el método EUCAST RAST para la determinación de AST, puede proporcionar una identificación aislada a las 8 h de tiempo de lectura de AST. Este enfoque tiene el potencial de implementar el método EUCAST RAST, obviando la necesidad de una identificación basada en espectrometría de masas. Esto es una...

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

El estudio fue financiado por la beca de investigación interna otorgada al Dr. Ayush Gupta por AIIMS Bhopal. Reconocemos la contribución de los técnicos de laboratorio y médicos residentes que realizaron y leyeron las pruebas diligentemente durante las horas de rutina y de emergencia.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
ANTIMICROBIAL DISKS
Amikacin disk 30 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD035-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Amoxyclav disk (20/10 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD063-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Cefotaxime disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD295E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ceftazidime disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD062A-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ciprofloxacin disk (5 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD060-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Co-Trimoxazole disk (23.75/1.25 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD010-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Gentamicin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD016-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Imipenem disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD073-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Levofloxacin disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD216-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Meropenem disk 10 µg Himedia, Mumbai, IndiaSD727-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Piperacillin-tazobactam disk (30/6 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD292E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Tobramycin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD044-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
ATCC Escherichia coli 25922Microbiologics, Minnesota USA0335ARecommended Gram negative bacterial strain for quality control in RAST
BacT-Alert 3D 480bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France412CM8423Continuous automated blood culture system
Biosafety cabinet II Type A2Dyna Filters Pvt. Limited, Pune, IndiaDFP-2/21-22/149For protection against hazardous  and infectious agents and to maintain quality control
Blood agar base no. 2Himedia, Mumbai, IndiaM834-500GPreparation of blood agar and chocolate agar
Clinical Centrifuge Model SP-8BLLaby Instruments, Ambala, IndiaHLL/2021-22/021Centrifugation at low and high speed for separation of supernatant
Dispensette S Analog-adjustable bottle-top dispenser BrandTech, Essex CT, EnglandV1200Dispensing accurate amount of saline
MacConkey agar Himedia, Mumbai, IndiaM008-500GDifferential media for Lactose fermenters/ non-fermenters Gram negative bacilli
Micropipette (100-1000 µL)Axiflow Biotech Private Limited, Delhi, IndiaNJ478162Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Micropipette tips (200-1000 µL)‎Tarsons Products Pvt. Ltd., Kolkata, India521020Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Mueller-Hinton agar Himedia, Mumbai, IndiaM173-500GAntimicrobial susceptibility testing by Kirby-Bauer method of disk diffusion
Nichrome loop D-4Himedia, Mumbai, IndiaLA019For streaking onto culture media
Nichrome straight wireHimedia, Mumbai, IndiaLA022For stab inoculation
Nulife sterile GlovesMRK healthcare Pvt Limited, Mumbai, IndiaFor safety precautions
Plain vial (Vial with red top), Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367815Obtaining pellet after second centrifugation
Sheep bloodLabline Trading Co., Hyderabad, India70014Preparation of blood agar and chocolate agar
SST II tube, Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367954Supernatant separation in first centrifugation
Sterile cotton swab (w/Wooden stick)Himedia, Mumbai, IndiaPW005-1X500NOLawn culture of blood culture broth for antimicrobial susceptibility testing
Sterile single use hypodermic syringe 5ml/ccNihal Healthcare, Solan, India2213805NB2Preparing aliquots from +aBC
VITEK DensiCHEK McFarland reference kitbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France422219Densitometer to check the turbidity of suspension
VITEK saline solution (0.45% NaCl)bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceV1204Adjustment of McFarland Standard turbidity
VITEK tube stand bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France533306-4 REVStand for proper placement of tubes before ID card inoculation
VITEK tubesbioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceTubes for inoculum preparation
VITEK-2 Compact 60bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceVKC15144Automated identification and AST system
VITEK-2 GN cardbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France21341Identification of Gram negative bacilli

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