JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Компания EUCAST разработала протокол прямого тестирования чувствительности к противомикробным препаратам (АСТ) для автоматизированного посева крови. Тем не менее, его зависимость от идентификации микроорганизмов на основе масс-спектрометрии может быть устранена путем использования протокола прямой подготовки инокулюма в автоматизированной системе идентификации микроорганизмов. Такой подход позволяет получать отчеты AST в течение 24 часов после сбора пробы.

Аннотация

Грамотрицательный сепсис (ГН) – это неотложная медицинская ситуация, при которой лечение в условиях ограниченных ресурсов основано на традиционных методах микробиологического культивирования, обеспечивающих результаты в течение 3-4 дней. Признавая эту задержку во времени обработки (TAT), EUCAST и CLSI разработали протоколы для определения результатов AST непосредственно из автоматически помеченных флаконов для посева крови (+aBCs). Протокол EUCAST rapid AST (RAST) был впервые представлен в 2018 году, в котором можно сообщить о точках разрыва диаметра зоны для четырех распространенных этиологических агентов сепсиса GN, т.е. Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa и комплекса Acinetobacter baumannii . Тем не менее, те клинические лаборатории, которые внедрили этот метод в свой повседневный рабочий процесс, полагаются на микробную идентификацию на основе масс-спектрометрии, которая не всегда доступна, что исключает ее применение в условиях ограниченных ресурсов. Чтобы обойти его, мы оценили протокол прямого инокулята (DIP) с использованием коммерческой автоматизированной системы идентификации микроорганизмов и тестирования чувствительности к противомикробным препаратам (aMIAST), чтобы обеспечить раннюю идентификацию микроорганизмов в течение 8 часов после положительной маркировки aBC. Мы оценили этот протокол с января по октябрь 2023 года, чтобы определить четыре ГН, О КОТОРЫХ МОЖНО БЫЛО БЫ СООБЩИТЬ ПО RAST (RR-GN) в положительно отмеченном aBC. Результаты микробной идентификации в DIP сравнивали со стандартным протоколом приготовления инокулюма (SIP) в aMIAST. Из 204 +aBC с мономорфным GN (+naBC) один из 4 RR-GN был идентифицирован в 105 +naBC с помощью SIP (E. coli: 50, K. pneumoniae: 20, P. aeruginosa: 9 и комплекс A. baumannii : 26). Из них 94% (98 из 105) были правильно идентифицированы с помощью DIP, в то время как частота серьезных и очень серьезных ошибок составила 6% (7 из 105) и 1,7% (4 из 240) соответственно. Если DIP для идентификации микроорганизмов проводится с использованием метода EUCAST RAST, предварительные клинические отчеты могут быть предоставлены в течение 24 часов после получения образца. Этот подход обладает потенциалом для значительного снижения ТАТ, что позволяет на ранних этапах начать соответствующую антимикробную терапию.

Введение

Сепсис, важная глобальная проблема здравоохранения, определяется как опасная для жизни дисфункция органов из-за нерегулируемой реакции организма на инфекцию. По оценкам исследования «Глобальное бремя болезней», в 2017 году во всем мире было зарегистрировано 48,9 миллиона случаев сепсиса и 11 миллионов смертей, связанных с сепсисом, что составляет почти 20% всех случаев смерти вмире1. Около 2/3 инфекций кровотока (BSI), вызывающих смертность, вызваны грамрицательными бактериальными патогенами2. Ведущими причинами смертности среди грамотрицательных организмов (ГН) являются Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa и Acinetobacter baumannii, на долю которых приходится около 40% случаев среди 33 бактериальных патогенов2.

Бактериологическое исследование крови остается золотым стандартом для диагностики BSI, а быстрая микробная идентификация наряду с результатами тестирования на чувствительность к противомикробным препаратам (AST) является ключом к лечению. Было подсчитано, что при сепсисе3 вероятность смертности увеличивается на 9% с каждым часом задержки в назначении соответствующих противомикробных препаратов. Время обработки (ТАТ) микробиологически положительных отчетов о посеве крови с результатами АСТ составляет около 48-72 ч при использовании микробиологических инструментов в условиях ограниченных ресурсов, даже при использовании автоматизированных систем. В результате такого некачественного ТАТ противомикробные препараты широкого спектра действия используются эмпирически, что способствует растущей проблеме устойчивости к противомикробным препаратам (УПП). Признавая эту острую необходимость снижения TAT для методов микробиологического культивирования сепсиса, EUCAST и CLSI переходят к проведению AST непосредственно из флаконов с положительной маркировкой для посева крови (+aBC)4,5.

В 2018 году EUCAST впервые представила метод быстрого AST (RAST) для определения AST по дисковому диффузионному методу Кирби-Бауэра при коротком времени инкубации, т.е. 4 ч, 6 ч и 8 ч, непосредственно от +aBC 6,7. В настоящее время метод валидирован для определения АСТ для +aBC, содержащих одну из 8 наиболее распространенных причин BSI, а именно E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa и комплекс A. baumannii среди грамотрицательных и Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, E. faecium и Streptococcus pneumoniae среди грамположительных8. Контрольные точки для определения AST в различные временные интервалы приведены в соответствии с перечисленными выше видами микроорганизмов. Следовательно, прежде чем категорически интерпретировать результаты АСТ, необходима микробная идентификация. Однако в стандарте RAST не указан метод, позволяющий проводить идентификацию микроорганизмов в течение этого периода времени.

В большинстве исследований, в которых оценивали метод EUCAST RAST, использовалась микробная идентификация на основе масс-спектрометрии после короткой инкубации на покрытых средах для идентификации микроорганизмов 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Тем не менее, инструменты масс-спектрометрии не являются широко доступными, особенно в странах с низким и средним уровнем дохода (СНСД), что значительно ограничивает потенциальную полезность этого метода. В немногих исследованиях сообщалось о внедрении этого метода в их центрах без использования масс-спектрометрии 18,19,20. Tayşi et al.18 сообщили о широкой категоризации GN среди Enterobacterales, Pseudomonas и Acinetobacter spp. на основе морфологии окрашивания по Граму и теста оксидазы перед интерпретацией результатов AST. В других исследованиях этого центра, проведенных Gupta et al.19 и Siddiqui et al.20, идентификация микроорганизмов на видовом уровне проводилась путем приготовления бактериальной гранулы из положительно помеченной смеси крови и бульона и ее инокуляции с помощью обычных биохимических тестов. В то время как Tayşi et al.18 не прокомментировали точность идентификации микроорганизмов с помощью своего подхода, Gupta et al.19 сообщили, что при их подходе в 165 из 176 (94%) случаев был зарегистрирован грамотрицательный грамотрицатель (RR-GN), т.е. E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii сложный. Однако, при последнем подходе, считывание результатов RAST проводилось ретроспективно с использованием пороговых точек диаметра зоны 8 ч только после полной инкубации обычных биохимических результатов, т.е. через 18-24 ч после инокуляции, а среднее время представления отчетности составляло около 2 дней.

Чтобы еще больше сократить TAT клинических отчетов, мы предлагаем альтернативную методологию, позволяющую раннюю идентификацию ГН, присутствующих в +aBC, с помощью aMIAST. До появления систем идентификации микроорганизмов, основанных на масс-спектрометрии, эти автоматизированные системы идентификации считались стандартом для идентификации микроорганизмов, где идентификация обеспечивалась по колориметрическим и/или флуориметрическим изменениям, вызванным тестовыми бактериями при инокулировании в миниатюрных биохимических тестах, помещенных в кассету, и сопоставлении результатов с их базой данных изолятов. Среднее время идентификации в этих системах составляет от 4 до 8 часов, однако они ограничены тем фактом, что производители рекомендуют выращивать микробы в течение ночи, прежде чем их соответствующие идентификационные карты могут быть привиты. Это требование сильно ограничивает их полезность в плане сокращения времени на отчетность.

В немногих исследованиях оценивались методы прямой идентификации микробов из +aBC с использованием этих автоматизированных систем 21,22,23,24,25,26,27. В случае +aBC, содержащих мономорфный GN, большинство исследований показало отличное соответствие между прямым посевом из бактериальных гранул, изготовленных из положительной смеси крови и бульона, и стандартной инкубацией колоний. Однако в случае грамположительных результатов показатели конкордантности были неоптимальными. Поскольку среднее время достижения положительного результата +aBC составляет от 8 до 16 часов, а идентификация GN занимает от ~4 до 8 часов в автоматизированной системе идентификации микроорганизмов, мы предполагаем, что, используя протокол прямой инокуляции в автоматизированной микробной идентификации, мы можем завершить клиническую отчетность +aBC с GN с RR-GN в течение 24 часов после получения образца.

Обстановка для исследования
Настоящее исследование проводилось в клинической бактериологической лаборатории академического института третичной медицинской помощи национального значения (INI) на 950 коек в Центральной Индии с января по октябрь 2023 года. Лаборатория оснащена системой непрерывного мониторинга культуры крови (CBCMS) и aMIAST. Бактериологическая лаборатория функционирует круглосуточно с наличием техников и микробиологов для обработки и составления отчетов о любых флаконах с положительным флаконом для посева крови (+aBCs).

Применяемые здесь микробные методы
Рабочий процесс исследования показан на рисунке 1. +aBC, показывающие мономорфные GN (+naBC), были обработаны путем прямой инокуляции соответствующих идентификационных карт для обеспечения идентификации и AST с использованием протокола EUCAST RAST. Эти результаты сравнивали со стандартным методом лечения (SoC) для +aBCs, т.е. субкультивированием на обычных плоских средах с помощью агара овечьей крови (SBA), шоколадного агара (CA) и агара Мак-Конки (MA), аэробной инкубацией в течение от 16 до 24 часов с последующей идентификацией и выдачей карт AST aMIAST при появлении изолированных колоний. Из исследования были исключены культуры крови, показывающие грамположительные кокки, грамположительные бациллы, почковающиеся дрожжевые клетки и ≥2 различных микроорганизма на исходном окрашивании по Граму или покрытых средах.

протокол

Исследование, финансируемое за счет очного исследовательского гранта, предоставленного доктору Аюшу Гупте AIIMS Bhopal, было одобрено Институциональным комитетом по этике человека (IHEC) в письме No: IHEC-LOP/2022/IL072.

ПРИМЕЧАНИЕ: Объем образца 5 мл был использован на основе исследований, проведенных Quesada et al.25 и Munoz-Davila et al.27.

1. Стандартный протокол инокулята (SIP) для идентификации бактерий с помощью aMIAST

  1. Наденьте чистые перчатки и внутри шкафа биобезопасности класса IIa (BSC) продезинфицируйте перегородку +naBC тампоном, содержащим 70% изопропилового спирта.
  2. Наберите примерно 1 мл кровяно-бульонной смеси с помощью стерильного шприца с иглой 21 G.
  3. Нанесите 1 большую каплю кровяно-бульонной смеси из иглы на поверхность покрытой среды, а именно SBA, CA и MA. Разрежьте планшеты и инкубируйте планшеты с культуральными культурами в инкубаторе при температуре 37 °C ± 2 °C в аэробных условиях в течение 18-24 часов.
  4. После инкубации исследуйте планшеты на предмет появления изолированных колоний в БСК и продолжайте идентификацию и АСТ с помощью aMIAST.
  5. Для каждого изолята поместите полистирольную пробирку aMIAST в подставку для пробирок aMIAST и добавьте в нее 3 мл стерильного физиологического раствора с помощью дозатора, прикрепленного к бутылке с физиологическим раствором.
  6. Прикоснитесь к трем-пяти морфологически сходным колониям стерильной прямой инокуляционной проволокой и перенесите бактериальный инокулюм в первую пробирку.
  7. Отрегулируйте помутнение с помощью стерильного физиологического раствора в инокулированной пробирке в диапазоне 0,47-0,63 Макфарланда с помощью денситометра.
  8. Поместите капиллярную насадку грамотрицательной идентификационной карты aMIAST в первую пробирку.
  9. Поместите выбранные карты в соответствующее положение на кассете. Инокулюм в кассете готов и поступает на аМИАСТ в секцию розлива.
    ВНИМАНИЕ: Срок блокировки не должен превышать 30 минут до прививки карт.
  10. Загрузите кассету на место в камере розлива так, чтобы образец был обращен внутрь со штрих-кодом.
  11. Закройте дверцу и нажмите «Заполнить » на экране пользовательского интерфейса. Наполнение осуществляется циклом 70 с. Когда цикл завершится, синий индикатор на системе начнет мигать. Помещение карт в систему aMIAST распределяет инокулят по маленьким камерам карт с помощью машины.
  12. Извлеките кассету из камеры наполнения, закройте дверцу и поместите в камеру загрузки. Штрих-коды автоматически сканируются и проверяются на соответствие электронному рабочему списку виртуальной кассеты. Соломинки автоматически запечатываются, а карты автоматически загружаются в карусель. Мигающая синяя стрелка на aMIAST указывает на то, что загрузка завершена.
  13. По окончании извлеките отходы кассеты. Ознакомьтесь с процедурой утилизации отходов в литературе по продукту или следуйте другим стандартным практикам. Используйте остаток суспензии в пробирках для субкультуры на CLED агаре для проверки чистоты изолятов.
  14. Считывание результатов после того, как прибор завершит анализ.

2. Протокол прямого посева посева (DIP) для идентификации бактерий с помощью aMIAST

  1. Наденьте стерильные перчатки, а внутри шкафа биобезопасности очистите перегородку от +naBC тампоном, содержащим 70% изопропилового спирта.
  2. С помощью стерильного шприца с иглой 21 G возьмите 5 мл аликвоты из кровяно-бульонной смеси +naBC и перенесите ее в пробирку-сепаратор сыворотки (SST) после дезинфекции резиновой перегородки 70% изопропиловым спиртом (рис. 2A).
  3. Центрифугируйте эту аликвоту в течение 10 мин при 160 x g , чтобы клетки крови осели в смеси крови и бульона. После первого центрифугирования понаблюдайте за надосадочной жидкостью, в которой будут располагаться клетки крови.
  4. Откройте крышку флакона внутри шкафа биобезопасности и с помощью стерильного наконечника и пипетки осторожно извлеките надосадочную жидкость и переложите ее в новую простую пробирку для сбора крови (красная крышка), сняв ее верхнюю часть.
  5. Наденьте крышку на флакон и снова центрифугируйте его в течение 10 минут при давлении 2000 x g. После второго центрифугирования на дне образуется бактериальная гранула.
  6. Аспирируйте надосадочную жидкость и выбросьте ее с помощью стерильной пипетки и наконечника. Бактериальная гранула останется на дне пробирки и будет использована для инокуляции идентификационной карты aMIAST.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В первом центрифугировании при давлении 160 x g использовалась трубка-сепаратор сыворотки. Это было основано на исследованиях, проведенных Quesada et al.25 и Munoz-Davila et al.27, где первая стадия центрифугирования была выполнена примерно при 30 x g и 60 x g соответственно. Смесь крови и бульона из +aBC сначала центрифугировали на низкой скорости в SST для гранулирования клеток крови.
  7. Поместите полистирольную трубку aMIAST в подставку для пробирок aMIAST и добавьте в нее 3 мл стерильного физиологического раствора с помощью дозатора, прикрепленного к бутылке с физиологическим раствором.
  8. Используя стерильную петлю инокуляции, возьмите бактериальную гранулу со дна флакона и введите ее в пробирку aMIAST
  9. Повторите шаги 1.7-1.14.

3. AST по протоколу EUCAST RAST 4

  1. Держите наготове неинокулированные 90-миллиметровые круглые пластины для агара Мюллера-Хинтона (MHA) в шкафу для биобезопасности.
  2. Наденьте стерильные перчатки, а внутри шкафа биобезопасности очистите перегородку от +naBC тампоном, содержащим 70% изопропилового спирта.
  3. С помощью стерильного шприца аспирируйте 125 мкл ± 25 мкл неразбавленной кровяно-бульонной смеси из +naBC и добавьте в каждую пластину MHA в центре.
  4. Аккуратно распределите отвар по тарелкам с помощью стерильного ватного тампона в трех направлениях и нанесите ≤ 6 антимикробных дисков на каждую пластину.
  5. Инкубировать планшеты в аэробном инкубаторе при температуре 35 °C± 1 °C в течение 8 часов. После завершения инкубации соблюдайте чистоту изолята.
  6. Считывание зон торможения через 8 ч ± 5 мин. Интерпретируйте результаты с помощью таблицы точек останова RAST для короткой инкубации после проверки результатов идентификации бактерий в aMIAST.
  7. Сообщайте о результатах AST только в том случае, если изолят идентифицирован как один из RR-GN, а на пластинах MHA и CLED растет один морфотип.

4. Контроль качества

  1. Выполняйте внутренний контроль качества протокола SIP AMIAST в соответствии с инструкциями производителя с использованием рекомендованных эталонных штаммов.
  2. Проводите внутренний контроль качества метода RAST еженедельно с использованием рекомендуемого референсного штамма E. coli , как описано ниже.
    1. Разложите 4 стерильные стеклянные пробирки в подставке для пробирок. Дозируйте по 3 мл стерильного физиологического раствора в первой пробирке и 990 мл стерильного физиологического раствора в каждой из второй, третьей и четвертой пробирок.
    2. Сделайте суспензию 0,5 Макфарланда штамма QC из изолированных колоний ночной культуры на гальванических средах.
    3. С помощью стерильной пипетки и наконечника перенесите 10 мкл суспензии из первой пробирки во вторую.
    4. После смешивания перелейте 10 мкл суспензии из второй пробирки в третью, а затем в последнюю пробирку.
    5. Из последней пробирки возьмите 1 мл инокулюма с помощью стерильного шприца с иглой и добавьте его к неинокулированному аВС.
    6. Одновременно с помощью стерильного шприца с иглой добавить 5 мл стерильной овечьей крови в аБК и инкубировать ее в СККРМ до получения положительного результата из-за изменения цвета датчика жидкой эмульсии в основании аБЦ.
    7. Повторите шаги, описанные в шагах 1-3 для идентификации с помощью SIP, DIP и RAST, соответственно. Ожидаемые результаты заключаются в том, что деформация QC должна быть правильно идентифицирована обоими протоколами идентификации aMIAST, а диаметры зон в пластинах RAST должны находиться в указанном диапазоне28.

5. Статистический анализ

  1. Рассматривайте микробную идентификацию с использованием SIP в качестве золотого стандарта, и если такая же идентификация получена с помощью DIP, рассматривайте ее как согласующуюся.
  2. Если RR-GN, т.е. один из комплексов E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii , идентифицированный с помощью SIP, дискордантирует в DIP, то считайте это серьезной ошибкой (ME), в то время как обратный вариант рассматривается как очень серьезная ошибка (VME), поскольку он может привести к выдаче отчета с неправильной идентификацией.
  3. Рассчитайте коэффициент согласованности для RR-GN как отношение общего числа согласованных RR-GN к общему числу RR-GN, идентифицированных с помощью SIP, умноженное на 100.
  4. Рассчитайте коэффициент ME как отношение числа +naBC, идентифицированных как имеющие не-RR-GN, к общему числу +naBC с RR-GN, идентифицированных с помощью SIP, умноженному на 100.
  5. Рассчитайте скорость VME как отношение числа +naBC, ошибочно идентифицированных как имеющие RR-GN в DIP, к общему no. из +naBC, протестированных методом DIP, умноженные на 100.
  6. Рассчитайте время идентификации изолята (TTI) как время, затраченное на идентификацию изолята по обоим протоколам с момента маркировки посева крови CBCMS.
  7. Рассчитайте разницу между DIP и SIP как уменьшение TTI. Вычислите это только для согласованных +naBC, имеющих RR-GN. Обратите внимание на соответствующие временные точки на часах CBCMS и aMIAST.
  8. Управляйте данными и анализируйте их с помощью электронных таблиц. Используйте U-критерий Манна-Уитни для непрерывных переменных, считая двустороннее p-значение ≤ 0,05 статистически значимым.

Результаты

Общие исходы
В течение периода исследования 240 +naBC были идентифицированы с помощью aMIAST с использованием как DIP, так и SIP. Из них 15% (36/240) +naBC были обнаружены полимикробными после ночной инкубации на покрытых средах. Из 204 +naBC доля RR-GN, идентифицированных с помощью SIP, составила 51,5% (10...

Обсуждение

С помощью DIP мы успешно идентифицировали RR-GN со значительной диагностической точностью. Среднее значение TTI после положительного определения aBC составило всего 507 мин (~ 8,5 ч). Таким образом, при использовании в сочетании с методом EUCAST RAST для определения AST, он может обеспечить идентификац?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Исследование финансировалось за счет гранта на внутренние исследования, предоставленного доктору Аюшу Гупте AIIMS Bhopal. Мы признательны за вклад лаборантов и врачей-резидентов, которые усердно выполняли и считывали анализы в обычные и экстренные часы.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
ANTIMICROBIAL DISKS
Amikacin disk 30 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD035-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Amoxyclav disk (20/10 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD063-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Cefotaxime disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD295E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ceftazidime disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD062A-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ciprofloxacin disk (5 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD060-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Co-Trimoxazole disk (23.75/1.25 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD010-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Gentamicin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD016-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Imipenem disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD073-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Levofloxacin disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD216-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Meropenem disk 10 µg Himedia, Mumbai, IndiaSD727-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Piperacillin-tazobactam disk (30/6 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD292E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Tobramycin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD044-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
ATCC Escherichia coli 25922Microbiologics, Minnesota USA0335ARecommended Gram negative bacterial strain for quality control in RAST
BacT-Alert 3D 480bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France412CM8423Continuous automated blood culture system
Biosafety cabinet II Type A2Dyna Filters Pvt. Limited, Pune, IndiaDFP-2/21-22/149For protection against hazardous  and infectious agents and to maintain quality control
Blood agar base no. 2Himedia, Mumbai, IndiaM834-500GPreparation of blood agar and chocolate agar
Clinical Centrifuge Model SP-8BLLaby Instruments, Ambala, IndiaHLL/2021-22/021Centrifugation at low and high speed for separation of supernatant
Dispensette S Analog-adjustable bottle-top dispenser BrandTech, Essex CT, EnglandV1200Dispensing accurate amount of saline
MacConkey agar Himedia, Mumbai, IndiaM008-500GDifferential media for Lactose fermenters/ non-fermenters Gram negative bacilli
Micropipette (100-1000 µL)Axiflow Biotech Private Limited, Delhi, IndiaNJ478162Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Micropipette tips (200-1000 µL)‎Tarsons Products Pvt. Ltd., Kolkata, India521020Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Mueller-Hinton agar Himedia, Mumbai, IndiaM173-500GAntimicrobial susceptibility testing by Kirby-Bauer method of disk diffusion
Nichrome loop D-4Himedia, Mumbai, IndiaLA019For streaking onto culture media
Nichrome straight wireHimedia, Mumbai, IndiaLA022For stab inoculation
Nulife sterile GlovesMRK healthcare Pvt Limited, Mumbai, IndiaFor safety precautions
Plain vial (Vial with red top), Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367815Obtaining pellet after second centrifugation
Sheep bloodLabline Trading Co., Hyderabad, India70014Preparation of blood agar and chocolate agar
SST II tube, Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367954Supernatant separation in first centrifugation
Sterile cotton swab (w/Wooden stick)Himedia, Mumbai, IndiaPW005-1X500NOLawn culture of blood culture broth for antimicrobial susceptibility testing
Sterile single use hypodermic syringe 5ml/ccNihal Healthcare, Solan, India2213805NB2Preparing aliquots from +aBC
VITEK DensiCHEK McFarland reference kitbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France422219Densitometer to check the turbidity of suspension
VITEK saline solution (0.45% NaCl)bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceV1204Adjustment of McFarland Standard turbidity
VITEK tube stand bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France533306-4 REVStand for proper placement of tubes before ID card inoculation
VITEK tubesbioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceTubes for inoculum preparation
VITEK-2 Compact 60bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceVKC15144Automated identification and AST system
VITEK-2 GN cardbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France21341Identification of Gram negative bacilli

Ссылки

  1. Rudd, K. E., et al. regional, and national sepsis incidence and mortality, 1990–2017: analysis for the Global Burden of Disease Study. Lancet. 395 (10219), 200-211 (2020).
  2. Ikuta, K. S., et al. Global mortality associated with 33 bacterial pathogens in 2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet. 400 (10369), 2221-2248 (2022).
  3. Liu, V. X., et al. The timing of early antibiotics and hospital mortality in sepsis. Am J Resp Crit Care Med. 196 (7), 856-863 (2017).
  4. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Methodology-EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 4.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , (2023).
  5. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. 33rd ed. CLSI. Clinical and Laboratory Standards Institute. , (2023).
  6. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Methodology-EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 1.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , (2018).
  7. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Zone diameter breakpoints for rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 1.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , (2018).
  8. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Zone diameter breakpoints for rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 6.1. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , (2023).
  9. Soo, Y. T., Waled, S. N. M. B., Ng, S., Peh, Y. H., Chew, K. L. Evaluation of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from blood culture bottles. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 39 (5), 993-998 (2020).
  10. Berinson, B., et al. EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST): Analytical performance and impact on patient management. J Antimicrob Chemother. 76 (5), 1332-1338 (2021).
  11. Strubbe, G., Messiaen, A. S., Vandendriessche, S., Verhasselt, B., Boelens, J. EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) compared to conventional susceptibility testing: implementation and potential added value in a tertiary hospital in Belgium. Acta Clinica Belgica: Int J Clin Lab Med. 78 (5), 385-391 (2023).
  12. Jasuja, J. K., Zimmermann, S., Burckhardt, I. Evaluation of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) for positive blood cultures in clinical practice using a total lab automation. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 39 (7), 1305-1313 (2020).
  13. Martins, A., et al. Rapid antimicrobial susceptibility of Enterobacteriaceae by disk diffusion directly from blood culture bottles using the EUCAST RAST breakpoints. J Glob Antimicrob Resist. 22, 637-642 (2020).
  14. Ekwall-Larson, A., Fröding, I., Mert, B., Åkerlund, A., Özenci, V. Analytical performance and potential clinical utility of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing in blood cultures after four hours of incubation. Microbiol Spectr. 11 (2), e500122 (2023).
  15. Cerrudo, V., et al. Usefulness of EUCAST rapid antibiotic susceptibility breakpoints and screening cut-off values directly from blood cultures for the inference of β-lactam resistance mechanisms in Enterobacterales. JAC-Antimicrob Resist. 5 (1), 017 (2023).
  16. Shan, Y., et al. Evaluation of the EUCAST rapid antimicrobial susceptibility test for enterobacterales-containing blood cultures in China. J Clin Microbiol. 60 (4), e0255921 (2022).
  17. Jonasson, E., Matuschek, E., Kahlmeter, G. The EUCAST rapid disc diffusion method for antimicrobial susceptibility testing directly from positive blood culture bottles. J Antimicrob Chemother. 75 (4), 968-978 (2020).
  18. Tayşi, M. R., et al. Implementation of the EUCAST rapid antimicrobial susceptibility test (RAST) directly from positive blood culture bottles without the advanced identification systems. J Antimicrobial Chemotherapy. 77 (4), 1020-1026 (2022).
  19. Gupta, A., et al. A prospective study evaluating the effect of a ‘Diagnostic Stewardship Care-Bundle’ for automated blood culture diagnostics. J Glob Antimicrob Resist. 34, 119-126 (2023).
  20. Siddiqui, F., Gupta, A., Purwar, S., Saigal, S., Sharma, J. P. A prospective study to reduce turnaround time of microbiologically positive blood cultures in patients with sepsis in intensive care unit. Indian J Med Microbiol. 40 (4), 541-546 (2022).
  21. Gherardi, G., et al. Comparative evaluation of the Vitek-2 Compact and Phoenix systems for rapid identification and antibiotic susceptibility testing directly from blood cultures of Gram-negative and Gram-positive isolates. Diagnostic Microbiol Infect Dis. 72 (1), 20-31 (2012).
  22. Lemos, T. C., Cogo, L. L., Maestri, A. C., Hadad, M., Nogueira, K. d. a. S. Is it possible to perform bacterial identification and antimicrobial susceptibility testing with a positive blood culture bottle for quick diagnosis of bloodstream infections. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 51 (2), 215-218 (2018).
  23. Funke, G., Funke-Kissling, P. Use of the BD PHOENIX automated microbiology system for direct identification and susceptibility testing of gram-negative rods from positive blood cultures in a three-phase trial. J Clin Microbiol. 42 (4), 1466-1470 (2004).
  24. Nimer, N. A., Al-Saa’da, R. J., Abuelaish, O. Accuracy of the VITEK 2 system for a rapid and direct identification and susceptibility testing of Gram negative rods and Gram-positive cocci in blood samples. East Mediterr Health J. 22 (3), 193-200 (2016).
  25. Quesada, M. D., et al. Performance of VITEK-2 Compact and overnight MicroScan panels for direct identification and susceptibility testing of Gram-negative bacilli from positive FAN BacT/ALERT blood culture bottles. Clin Microbiol Infect. 16 (2), 137-140 (2010).
  26. De Cueto, M., Ceballos, E., Martinez-Martinez, L., Perea, E. J., Pascual, A. Use of positive blood cultures for direct identification and susceptibility testing with the Vitek 2 system. J Clin Microbiol. 42 (8), 3734-3738 (2004).
  27. Munoz-Dávila, M. J., Yagüe, G., Albert, M., García-Lucas, T. Comparative evaluation of Vitek 2 identification and susceptibility testing of Gram-negative rods directly and isolated from BacT/ALERT-positive blood culture bottles. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 31 (5), 663-669 (2012).
  28. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Quality control criteria for the implementation of the RAST method. Version 6.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , (2023).
  29. Chen, J. R., Lee, S. Y., Yang, B. H., Lu, J. J. Rapid identification and susceptibility testing using the VITEK 2 system using culture fluids from positive BacT/ALERT blood cultures. J Microbiol, Immunol Infect. 41 (3), 259-264 (2008).
  30. Bruins, M. J., Bloembergen, P., Ruijs, G. J. H. M., Wolfhagen, M. J. H. M. Identification and susceptibility testing of Enterobacteriaceae and Pseudomonas aeruginosa by direct inoculation from positive BACTEC blood culture bottles into Vitek 2. J Clin Microbiol. 42 (1), 7-11 (2004).
  31. Lupetti, A., Barnini, S., Castagna, B., Nibbering, P. H., Campa, M. Rapid identification and antimicrobial susceptibility testing of Gram-positive cocci in blood cultures by direct inoculation into the BD Phoenix system. Clin Microbiol Infect. 16 (7), 986-991 (2010).
  32. Barreales, A., Lara, M., Hernández, I., Díez, O. Rapid identification and susceptibility testing of Gram-positive cocci in BacT/ALERT blood cultures by direct inoculation into the Vitek 2 system. Rev Esp Quimioter. 24 (3), 131-135 (2011).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

EUCAST RASTEscherichia coliKlebsiella pneumoniaepseudomonas aeruginosaAcinetobacter baumannii

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены