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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

EUCAST ha sviluppato un protocollo di test di suscettibilità antimicrobica (AST) diretto per le emocolture automatizzate. Tuttavia, la sua dipendenza dall'identificazione microbica basata sulla spettrometria di massa può essere ovviata utilizzando un protocollo di preparazione diretta dell'inoculo in un sistema automatizzato di identificazione microbica. Questo approccio può fornire rapporti AST entro 24 ore dalla raccolta del campione.

Abstract

La sepsi Gram-negativa (GN) è un'emergenza medica in cui la gestione in contesti con risorse limitate si basa su tecniche di coltura microbiologica convenzionali che forniscono risultati in 3-4 giorni. Riconoscendo questo ritardo nei tempi di risposta (TAT), sia EUCAST che CLSI hanno sviluppato protocolli per determinare i risultati dell'AST direttamente da flaconi di emocoltura automatizzati contrassegnati positivamente (+aBC). Il protocollo AST rapido EUCAST (RAST) è stato introdotto per la prima volta nel 2018, dove possono essere riportati i breakpoint del diametro della zona per quattro agenti eziologici comuni della sepsi GN, ovvero Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa e complesso Acinetobacter baumannii . Tuttavia, i laboratori clinici che hanno implementato questo metodo nel loro flusso di lavoro di routine si affidano all'identificazione microbica basata sulla spettrometria di massa, che non è facilmente disponibile, precludendone così l'implementazione in contesti con risorse limitate. Per aggirarlo, abbiamo valutato un protocollo di inoculo diretto (DIP) utilizzando un sistema di identificazione microbica automatizzato commerciale e di test di suscettibilità antimicrobica (aMIAST) per consentire l'identificazione microbica precoce entro 8 ore dalla segnalazione positiva di aBC. Abbiamo valutato questo protocollo da gennaio a ottobre 2023 per identificare i quattro GN (RR-GN) RAST segnalabili nell'aBC contrassegnato positivamente. I risultati dell'identificazione microbica nella DIP sono stati confrontati con il protocollo standard di preparazione dell'inoculo (SIP) in aMIAST. Dei 204 +aBC con GN monomorfo (+naBC), uno dei 4 RR-GN è stato identificato in 105 +naBC mediante SIP (E. coli: 50, K. pneumoniae: 20, P. aeruginosa: 9 e complesso di A. baumannii : 26). Di questi, il 94% (98/105) è stato identificato correttamente dal DIP, mentre i tassi di errore maggiore e molto grave sono stati rispettivamente del 6% (7/105) e dell'1,7% (4/240). Quando la DIP per l'identificazione microbica viene eseguita utilizzando il metodo EUCAST RAST, i rapporti clinici provvisori possono essere forniti entro 24 ore dalla ricezione del campione. Questo approccio ha il potenziale per ridurre significativamente la TAT, consentendo l'istituzione precoce di un'appropriata terapia antimicrobica.

Introduzione

La sepsi, un importante problema di salute globale, è definita come una disfunzione d'organo pericolosa per la vita a causa di una risposta disregolata dell'ospite all'infezione. Il Global Burden of Diseases Study ha stimato che nel 2017 ci sono stati 48,9 milioni di casi di sepsi e 11 milioni di decessi correlati alla sepsi in tutto il mondo, che hanno rappresentato quasi il 20% di tutti i decessiglobali1. Circa i 2/3 delle infezioni del flusso sanguigno (BSI) che causano mortalità sono dovute a patogeni batterici gram-negativi2. Le principali cause di mortalità tra i gram-negativi (GN) sono Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa e Acinetobacter baumannii, che rappresentano circa il 40% dei casi tra 33 patogeni batterici2.

Le emocolture rimangono il gold standard per la diagnosi di BSI e l'identificazione microbica rapida insieme ai risultati dei test di suscettibilità antimicrobica (AST) è la chiave per la gestione. È stato stimato che vi è un aumento del 9% delle probabilità di mortalità con ogni ora di ritardo nell'istituzione di antimicrobici appropriati nella sepsi3. Il tempo di consegna (TAT) dei referti di emocoltura microbiologicamente positivi con risultati AST è di circa 48-72 ore con gli strumenti microbiologici disponibili in contesti con risorse limitate, anche con sistemi automatizzati. Come risultato di questa TAT scadente, gli antimicrobici ad ampio spettro vengono utilizzati empiricamente, contribuendo al crescente problema della resistenza antimicrobica (AMR). Riconoscendo questa urgente necessità di ridurre la TAT per le tecniche di coltura microbiologica per la sepsi, EUCAST e CLSI si stanno muovendo verso l'esecuzione dell'AST direttamente da flaconi per emocoltura contrassegnati positivamente (+aBC)4,5.

Nel 2018 EUCAST ha introdotto per la prima volta il metodo AST rapido (RAST) per determinare l'AST mediante il metodo di diffusione su disco Kirby-Bauer a tempi di incubazione brevi, ovvero 4 ore, 6 ore e 8 ore, direttamente da +aBC 6,7. Il metodo è attualmente convalidato per determinare l'AST per +aBC contenenti una delle 8 cause più comuni di BSI, vale a dire E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa e A. baumannii tra i gram-negativi e Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, E. faecium e Streptococcus pneumoniae tra i gram-positivi8. I breakpoint per la determinazione dell'AST a vari intervalli di tempo sono forniti in base alle specie microbiche sopra elencate. Pertanto, prima dell'interpretazione categorica dei risultati dell'AST, è necessaria l'identificazione microbica. Tuttavia, lo standard RAST non specifica il metodo per consentire l'identificazione microbica entro questo lasso di tempo.

La maggior parte degli studi che valutano il metodo EUCAST RAST nel loro contesto hanno utilizzato l'identificazione microbica basata sulla spettrometria di massa dopo breve incubazione su terreni placcati per identificare i microrganismi 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Tuttavia, gli strumenti di spettrometria di massa non sono ampiamente disponibili, soprattutto nei paesi a basso e medio reddito (LMIC), il che limita notevolmente la potenziale utilità di questo metodo. Pochi studi hanno riportato l'implementazione di questo metodo nei loro centri senza utilizzare la spettrometria di massa 18,19,20. Tayşi et al.18 hanno riportato un'ampia categorizzazione della GN tra Enterobacterales, Pseudomonas e Acinetobacter spp. basata sulla morfologia della colorazione di Gram e sul test dell'ossidasi prima di interpretare i risultati dell'AST. In altri studi di questo centro, di Gupta et al.19 e Siddiqui et al.20, l'identificazione microbica a livello di specie è stata effettuata preparando un pellet batterico dalla miscela di brodo di sangue contrassegnata positivamente e inoculandolo con i test biochimici convenzionali. Mentre Tayşi et al.18 non hanno commentato l'accuratezza dell'identificazione microbica con il loro approccio, Gupta et al.19 hanno riferito che con il loro approccio in 165/176 (94%) casi, un RAST segnalabile gram-negativo (RR-GN), cioè E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa e A. baumannii complesso. Tuttavia, con quest'ultimo approccio, la lettura dei risultati RAST è stata effettuata retrospettivamente utilizzando punti di interruzione del diametro della zona di 8 ore solo dopo l'incubazione completa dei risultati biochimici convenzionali, cioè 18-24 ore dopo l'inoculazione, e il tempo medio per la segnalazione è stato di circa 2 giorni.

Per ridurre ulteriormente il TAT dei referti clinici, proponiamo una metodologia alternativa per consentire l'identificazione precoce della GN presente nei +aBC utilizzando aMIAST. Prima dell'introduzione dei sistemi di identificazione microbica basati sulla spettrometria di massa, questi sistemi di identificazione automatizzata erano considerati lo standard di cura per l'identificazione microbica, in cui l'identificazione era resa possibile da cambiamenti colorimetrici e/o fluorimetrici indotti dai batteri in prova quando inoculati in test biochimici miniaturizzati ospitati in una cassetta e corrispondenti ai risultati con il loro database di isolati. Il tempo medio per l'identificazione in questi sistemi è di circa 4-8 ore, tuttavia, sono limitati dal fatto che i produttori raccomandano la crescita notturna dei microbi prima che le rispettive carte di identificazione possano essere inoculate. Questo requisito limita notevolmente la loro utilità nel ridurre i tempi di segnalazione.

Pochi studi hanno valutato metodi per identificare direttamente i microbi da +aBC utilizzando questi sistemi automatizzati 21,22,23,24,25,26,27. Nel caso di +aBC contenenti GN monomorfico, la maggior parte degli studi ha mostrato un'eccellente concordanza tra l'inoculazione diretta da pellet batterico ottenuto da una miscela positiva di brodo di sangue e l'incubazione standard di colonie. Tuttavia, nel caso dei gram-positivi, i tassi di concordanza erano subottimali. Poiché il tempo medio di positività dei +aBC è compreso tra 8 e 16 ore e l'identificazione del GN richiede da ~4 a 8 ore in un sistema automatizzato di identificazione microbica, ipotizziamo che, impiegando il protocollo di inoculazione diretta nell'identificazione microbica automatizzata, possiamo completare la refertazione clinica dei +aBC con GN con un RR-GN entro 24 ore dalla ricezione del campione.

Impostazione per lo studio
Il presente studio è stato condotto nel laboratorio di batteriologia clinica di un istituto accademico di assistenza terziaria di importanza nazionale (INI) da 950 posti letto nell'India centrale da gennaio a ottobre 2023. Il laboratorio è dotato di un sistema di monitoraggio in continuo dell'emocoltura (CBCMS) e di aMIAST. Il laboratorio di batteriologia è operativo 24 ore su 24 con la disponibilità di tecnici e microbiologi per l'elaborazione e la segnalazione di qualsiasi flacone di emocoltura contrassegnato positivamente (+aBCs).

Metodi microbici utilizzati qui
Il flusso di lavoro dello studio è mostrato nella Figura 1. I +aBC che mostrano GN monomorfi (+naBC) sono stati elaborati mediante inoculazione diretta delle corrispondenti carte d'identità per consentire l'identificazione e l'AST utilizzando il protocollo EUCAST RAST. Questi risultati sono stati confrontati con il metodo standard di cura (SoC) per i +aBC, ovvero la subcoltura su terreni convenzionali placcati attraverso agar di sangue di pecora (SBA), agar cioccolato (CA) e agar MacConkey (MA), incubati aerobicamente per 16-24 ore, seguiti da schede di identificazione e AST fornite da aMIAST quando compaiono colonie isolate. Sono state escluse dallo studio le emocolture che mostravano cocchi Gram-positivi, bacilli Gram-positivi, cellule di lievito in gemmazione e ≥2 diversi microrganismi sulla colorazione iniziale di Gram o sui terreni placcati.

Protocollo

Lo studio, finanziato dalla sovvenzione per la ricerca intramurale concessa al Dr. Ayush Gupta dall'AIIMS Bhopal, è stato approvato dal Comitato Etico Umano Istituzionale (IHEC) con lettera n.: IHEC- LOP/2022/IL072.

NOTA: È stato utilizzato un volume di campione di 5 ml sulla base degli studi condotti da Quesada et al.25 e Munoz-Davila et al.27.

1. Protocollo standard di inoculo (SIP) per l'identificazione batterica mediante aMIAST

  1. Indossare guanti puliti e, all'interno di una cabina di biosicurezza (BSC) di Classe IIa, disinfettare il setto di +naBC con un tampone contenente alcol isopropilico al 70%.
  2. Prelevare circa 1 mL di miscela di brodo di sangue utilizzando una siringa sterile con un ago da 21 G.
  3. Erogare 1 grossa goccia della miscela di brodo di sangue dall'ago sulla superficie del terreno di coltura placcato, ovvero SBA, CA e MA. Strisciare le piastre e incubare le piastre di coltura in un'incubatrice a 37 °C ± 2 °C in condizioni aerobiche per 18-24 ore.
  4. Dopo l'incubazione, esaminare le piastre per la comparsa di colonie isolate in un BSC e procedere ulteriormente per l'identificazione e l'AST mediante aMIAST.
  5. Per ogni isolato, posizionare una provetta di polistirene aMIAST nel supporto per provette aMIAST e aggiungere 3 ml di soluzione fisiologica sterile utilizzando un dosatore collegato al flacone di soluzione fisiologica.
  6. Toccare da tre a cinque colonie morfologicamente simili con un filo di inoculazione diritto sterile e trasferire l'inoculo batterico nella prima provetta.
  7. Regolare la torbidità utilizzando soluzione fisiologica sterile nella provetta inoculata tra 0,47-0,63 McFarland utilizzando un densitometro.
  8. Posizionare l'attacco capillare della carta d'identità gram-negativa aMIAST nella prima provetta.
  9. Posizionare le schede selezionate in una posizione appropriata sulla cassetta. L'inoculo nella cassetta è pronto e arriva alla sezione di riempimento aMIAST.
    ATTENZIONE: L'età della sospensione non deve superare i 30 minuti prima dell'inoculazione delle carte.
  10. Caricare la cassetta nella sua posizione nella camera di riempimento con il codice a barre del campione rivolto verso l'interno.
  11. Chiudere lo sportello e premere Fill nella schermata dell'interfaccia utente. Il riempimento è un ciclo di 70 secondi. Al termine del ciclo, la spia blu sul sistema lampeggerà. L'inserimento delle tessere nel sistema aMIAST distribuisce l'inoculo all'interno delle piccole camere delle tessere dalla macchina.
  12. Rimuovere la cassetta dalla camera di riempimento, chiudere lo sportello e posizionarla nella camera di carico. I codici a barre vengono scansionati automaticamente e confrontati con l'elenco di lavoro elettronico della cassetta virtuale. Le cannucce vengono sigillate automaticamente e le carte vengono caricate automaticamente nel carosello. La freccia blu lampeggiante sull'aMIAST indica che il caricamento è terminato.
  13. Al termine, rimuovere i rifiuti della cassetta. Vedere la procedura di smaltimento dei rifiuti nella documentazione del prodotto o seguire altre pratiche standard. Utilizzare il resto della sospensione nelle provette per la sottocoltura su agar CLED per il controllo della purezza degli isolati.
  14. Leggere i risultati dopo che lo strumento ha completato l'analisi.

2. Protocollo di inoculo diretto (DIP) per l'identificazione batterica mediante aMIAST

  1. Indossare guanti sterili e, all'interno di una cabina di biosicurezza, pulire il setto di +naBC con un tampone contenente alcol isopropilico al 70%.
  2. Utilizzando una siringa sterile con ago da 21 G, prelevare 5 mL di aliquota dalla miscela di sangue e brodo di +naBC e trasferirla in una provetta di separazione del siero (SST) dopo aver disinfettato il setto di gomma con alcol isopropilico al 70% (Figura 2A).
  3. Centrifugare questa aliquota per 10 minuti a 160 x g per depositare le cellule del sangue nella miscela di brodo di sangue. Dopo la prima centrifugazione, osservare il surnatante in cui si depositeranno le cellule del sangue.
  4. Aprire il tappo del flaconcino all'interno di una cappa di biosicurezza e, utilizzando un puntale sterile e una pipetta, rimuovere con cautela il surnatante e trasferirlo in un nuovo flaconcino per la raccolta del sangue semplice (parte superiore rossa) rimuovendone la parte superiore.
  5. Posizionare il tappo sul flaconcino e centrifugarlo nuovamente per 10 minuti a 2000 x g. Dopo la seconda centrifugazione, sul fondo si formerà un pellet batterico.
  6. Aspirare il surnatante ed eliminarlo utilizzando una pipetta e un puntale sterili. Il pellet batterico rimarrà sul fondo del tubo e verrà utilizzato per inoculare la carta d'identità aMIAST.
    NOTA: Nella prima centrifugazione è stata utilizzata una provetta per separatore di siero a 160 x g. Ciò si basava sugli studi condotti da Quesada et al.25 e Munoz-Davila et al.27, in cui la prima fase di centrifugazione è stata eseguita rispettivamente a circa 30 x g e 60 x g. La miscela di sangue e brodo di un +aBC è stata prima centrifugata a bassa velocità in un SST per estrarre le cellule del sangue.
  7. Posizionare una provetta di polistirene aMIAST nel supporto per provette aMIAST e aggiungere 3 ml di soluzione fisiologica sterile utilizzando un dosatore collegato al flacone di soluzione fisiologica.
  8. Utilizzando un ansa di inoculazione sterile, prelevare il pellet batterico dal fondo della fiala e inocularelo nella provetta aMIAST
  9. Ripetere i passaggi 1.7-1.14.

3. AST mediante EUCAST protocollo RAST4

  1. Tenere pronte le piastre circolari per agar Mueller-Hinton (MHA) da 90 mm non inoculate nella cabina di biosicurezza.
  2. Indossare guanti sterili e, all'interno di una cabina di biosicurezza, pulire il setto di +naBC con un tampone contenente alcol isopropilico al 70%.
  3. Utilizzando una siringa sterile, aspirare 125 μl ± 25 μl di miscela di brodo di sangue non diluito di +naBC e aggiungere a ciascuna piastra MHA al centro.
  4. Distribuire delicatamente il brodo sui piatti utilizzando un batuffolo di cotone sterile in tre direzioni e applicare ≤ 6 dischi antimicrobici su ciascun piatto.
  5. Incubare le piastre in un incubatore aerobico a 35 °C± 1 °C per 8 ore. Al termine dell'incubazione, osservare la purezza dell'isolato.
  6. Leggere le zone di inibizione a 8 ore ± 5 minuti. Interpretare i risultati utilizzando la tabella dei breakpoint RAST per un'incubazione breve dopo aver verificato i risultati dell'identificazione batterica nell'aMIAST.
  7. Riportare i risultati dell'AST solo se l'isolato è identificato come uno degli RR-GN e le placche MHA e CLED stanno sviluppando un singolo morfotipo.

4. Controllo di qualità

  1. Eseguire il controllo di qualità interno per il protocollo SIP di aMIAST secondo le istruzioni del produttore utilizzando i ceppi di riferimento raccomandati.
  2. Eseguire settimanalmente il controllo di qualità interno del metodo RAST utilizzando il ceppo di riferimento raccomandato di E. coli, come descritto di seguito.
    1. Disporre 4 provette di vetro sterili in un supporto per tubi. Erogare 3 mL di soluzione fisiologica sterile nella prima provetta e 990 μL di soluzione fisiologica sterile in ciascuna delle seconde, terze e quarte provette.
    2. Effettuare una sospensione di 0,5 McFarland del ceppo QC dalle colonie isolate di una coltura notturna su terreno placcato.
    3. Utilizzando una pipetta e un puntale sterili, trasferire 10 μl di sospensione dalla prima provetta alla seconda provetta.
    4. Dopo la miscelazione, trasferire 10 μl di sospensione dalla seconda alla terza provetta e successivamente all'ultima provetta.
    5. Dall'ultima provetta, prelevare 1 mL di inoculo utilizzando una siringa sterile con ago e aggiungerlo a un aBC non inoculato.
    6. Aggiungere contemporaneamente 5 mL di sangue di pecora sterile nell'aBC utilizzando una siringa sterile con ago e incubarlo nel CBCMS fino a quando non risulta positivo a causa del cambiamento di colore del sensore di emulsione liquida alla base dell'aBC.
    7. Ripetere i passaggi come spiegato nei passaggi 1-3 per l'identificazione rispettivamente tramite SIP, DIP e RAST. I risultati attesi sono che la deformazione QC dovrebbe essere identificata correttamente da entrambi i protocolli di identificazione dell'aMIAST e che i diametri delle zone nelle piastre RAST dovrebbero essere compresi nell'intervallospecificato 28.

5. Analisi statistica

  1. Considerare l'identificazione microbica utilizzando SIP come gold standard e se la stessa identificazione è ottenuta da DIP, considerarla concordante.
  2. Se un complesso RR-GN, cioè uno tra E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa e A. baumannii , identificato utilizzando SIP, è discordante nel DIP, considerare questo come errore maggiore (ME) mentre considerare il contrario come errore molto grave (VME) in quanto ha il potenziale di emettere un rapporto con un'identificazione errata.
  3. Calcolare il tasso di concordanza per RR-GN come il rapporto tra il numero totale di RR-GN concordanti e il numero totale di RR-GN identificati da SIP moltiplicato per 100.
  4. Calcolare il tasso ME come il rapporto tra il numero di +naBC identificati come aventi un non-RR-GN e il numero totale di +naBC con RR-GN identificati da SIP moltiplicato per 100.
  5. Calcolare il tasso di VME come il rapporto tra il numero di +naBC erroneamente identificati come aventi un RR-GN in DIP e il totale n. di +naBC testati da DIP moltiplicato per 100.
  6. Calcolare il tempo di identificazione dell'isolamento (TTI) come il tempo impiegato per identificare l'isolato da entrambi i protocolli dal momento della segnalazione dell'emocoltura da parte del CBCMS.
  7. Calcolare le differenze tra DIP e SIP come riduzione del TTI. Calcola questo solo per i +naBC concordanti che hanno un RR-GN. Prendere nota dei rispettivi punti temporali dagli orologi di CBCMS e aMIAST.
  8. Gestisci i dati e analizzali utilizzando un foglio di calcolo. Utilizzare il test U di Mann-Whitney per variabili continue, considerando un valore p a due facce di ≤ 0,05 come statisticamente significativo.

Risultati

Risultati generali
Durante il periodo di studio, 240 +naBC sono stati identificati da aMIAST utilizzando sia DIP che SIP. Di questi, il 15% (36/240) dei +naBC è risultato polimicrobico dopo l'incubazione notturna sul terreno piastrato. Dei 204 +naBC, la percentuale di RR-GN identificata dal SIP è stata del 51,5% (105/204). Tra questi, il 47,6% (50/105) era costituito da E. coli, il 19% (20/105) da K. pneumoniae, l'8,6% (9/105) da P. aeruginosa e il 24,8% (26/105) da A....

Discussione

Utilizzando la DIP, siamo riusciti a identificare gli RR-GN con una notevole accuratezza diagnostica. Il TTI medio dopo la segnalazione positiva di aBC è stato di soli 507 minuti (~ 8,5 ore). Pertanto, se eseguito in combinazione con il metodo EUCAST RAST per la determinazione dell'AST, può fornire l'identificazione dell'isolato a 8 ore di lettura AST. Questo approccio ha il potenziale per implementare il metodo EUCAST RAST ovviando alla necessità di un'identificazione basata sulla spettrometria di massa. Questo è un...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Lo studio è stato finanziato dalla borsa di ricerca intramurale concessa al Dr. Ayush Gupta dall'AIIMS Bhopal. Riconosciamo il contributo dei tecnici di laboratorio e dei medici specializzandi che hanno eseguito e letto diligentemente i test durante le ore di routine e di emergenza.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
ANTIMICROBIAL DISKS
Amikacin disk 30 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD035-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Amoxyclav disk (20/10 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD063-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Cefotaxime disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD295E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ceftazidime disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD062A-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Ciprofloxacin disk (5 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD060-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Co-Trimoxazole disk (23.75/1.25 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD010-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Gentamicin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD016-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Imipenem disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD073-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Levofloxacin disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD216-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Meropenem disk 10 µg Himedia, Mumbai, IndiaSD727-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Piperacillin-tazobactam disk (30/6 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD292E-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
Tobramycin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD044-1VLAntimicrobial susceptibility testing 
ATCC Escherichia coli 25922Microbiologics, Minnesota USA0335ARecommended Gram negative bacterial strain for quality control in RAST
BacT-Alert 3D 480bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France412CM8423Continuous automated blood culture system
Biosafety cabinet II Type A2Dyna Filters Pvt. Limited, Pune, IndiaDFP-2/21-22/149For protection against hazardous  and infectious agents and to maintain quality control
Blood agar base no. 2Himedia, Mumbai, IndiaM834-500GPreparation of blood agar and chocolate agar
Clinical Centrifuge Model SP-8BLLaby Instruments, Ambala, IndiaHLL/2021-22/021Centrifugation at low and high speed for separation of supernatant
Dispensette S Analog-adjustable bottle-top dispenser BrandTech, Essex CT, EnglandV1200Dispensing accurate amount of saline
MacConkey agar Himedia, Mumbai, IndiaM008-500GDifferential media for Lactose fermenters/ non-fermenters Gram negative bacilli
Micropipette (100-1000 µL)Axiflow Biotech Private Limited, Delhi, IndiaNJ478162Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Micropipette tips (200-1000 µL)‎Tarsons Products Pvt. Ltd., Kolkata, India521020Transferring supernatant after first centrifugation, discarding supernatant after second centrifugation
Mueller-Hinton agar Himedia, Mumbai, IndiaM173-500GAntimicrobial susceptibility testing by Kirby-Bauer method of disk diffusion
Nichrome loop D-4Himedia, Mumbai, IndiaLA019For streaking onto culture media
Nichrome straight wireHimedia, Mumbai, IndiaLA022For stab inoculation
Nulife sterile GlovesMRK healthcare Pvt Limited, Mumbai, IndiaFor safety precautions
Plain vial (Vial with red top), Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367815Obtaining pellet after second centrifugation
Sheep bloodLabline Trading Co., Hyderabad, India70014Preparation of blood agar and chocolate agar
SST II tube, Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, USA367954Supernatant separation in first centrifugation
Sterile cotton swab (w/Wooden stick)Himedia, Mumbai, IndiaPW005-1X500NOLawn culture of blood culture broth for antimicrobial susceptibility testing
Sterile single use hypodermic syringe 5ml/ccNihal Healthcare, Solan, India2213805NB2Preparing aliquots from +aBC
VITEK DensiCHEK McFarland reference kitbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France422219Densitometer to check the turbidity of suspension
VITEK saline solution (0.45% NaCl)bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceV1204Adjustment of McFarland Standard turbidity
VITEK tube stand bioMerieux, Marcy d’ Etoille, France533306-4 REVStand for proper placement of tubes before ID card inoculation
VITEK tubesbioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceTubes for inoculum preparation
VITEK-2 Compact 60bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FranceVKC15144Automated identification and AST system
VITEK-2 GN cardbioMerieux, Marcy d’ Etoille, France21341Identification of Gram negative bacilli

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