MA fue apoyado por una beca de Schrödinger del Fondo austríaco Ciencia (FWF, J3086-B11) y gracias al Max-Planck-Sociedad para el apoyo financiero y administrativo. GS y JH fueron apoyados por el Fondo de Ciencia y Tecnología de Viena (WWTF, LS13-030).

<ol>
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The authors declare that they have no competing financial interest.

La medición de las interacciones proteína-proteína in situ es muy deseable, especialmente cuando se trata de interacciones de baja afinidad tales como TCR-pMHC de unión 11. Esto se debe a que la tasa en, así como la estabilidad de tales interacciones se ven influidas significativamente por las circunstancias particulares en las que la unión se lleva a cabo. Enfoques de imagen basados ​​en FRET mínimamente invasivos son, pues, en principio, perfectamente adecuado para este tipo de tareas, sin embargo, implican una serie de obstáculos que primero se deben superar. El ruido generado por la autofluorescencia celular limita la sensibilidad de las mediciones y por lo tanto se debe mantener en un mínimo. Microscopía TIRF sirve esta necesidad muy bien 12, sino que requiere la funcionalización de vidrio toboganes, idealmente en forma de un plano de lípidos bicapa apoyado por el vidrio decorado con proteínas de elección 13-15. Otra ventaja de un enfoque en parte reconstituyente es que los socios de FRET-bicapa residente recombinantes pueden ser mucho mel mineral fácilmente etiquetados en un sitio específico de manera cuantitativa y racional con fluoróforos más pequeños y más brillantes de lo que sería posible con proteínas expresadas en la superficie de células. TCR etiquetados con SCF recombinante V s, que no influyen en el reconocimiento de células T, como se ha probado previamente 2. Además, la composición de proteínas de la SLB, por ejemplo la densidad de pMHCs y la elección de factores accesorios se puede ajustar a las propias necesidades específicas. Hemos realizado previamente experimentos con diferentes densidades de pMHCs estimulantes, pero no hemos detectado diferencias significativas en 2D-k off y 2D-K D 2. Hasta ahora aquí el reconocimiento de moléculas del MHC de clase II se ha tratado solamente, principalmente debido a la naturaleza de su hendidura de unión de péptidos, que está abierto en ambos extremos y por lo tanto tiene capacidad para péptidos más grandes, incluyendo un enlazador para la unión fluoróforo. En algunos casos como enfoque también podría funcionar para el etiquetado MHC class I moléculas 16, pero mucho cuidado se debe tomar para verificar su uso en experimentos. La sensibilidad de las células T hacia antígenos, que pueden ser medidas a través de ensayos de proliferación de células T, así como el cinética de unión a pMHC-TCR como se mide in vitro por resonancia de plasmón de superficie no debe ser afectada por la adición del enlazador y fluoróforo a el péptido. Alternativamente, las moléculas MHC de clase I puede marcarse a sí mismos de una manera específica de sitio con la introducción de una cisteína no apareado dentro de la secuencia de la cadena pesada (observaciones no publicadas). Con el uso de sondas moleculares apropiados cualquier interacción proteína-proteína sináptica puede en principio ser estudiado de una manera descrita en este documento. Dichas sondas, por ejemplo, SCF V s o proteínas diseñadas Ankyrin Repetir (DARPins) 17, deben ser monovalentes y deben unirse a su objetivo de forma estable sin afectar a la interacción de los intereses. Por supuesto, informatio estructuraln es altamente deseable para el diseño racional de la sonda pero no es absolutamente necesario. Al establecer un nuevo par de socios FRET, se recomienda para registrar y analizar FRET en mayor primero. Los sitios de fijación de la etiqueta se pueden variar considerablemente para maximizar la señal de FRET y también para verificar que los rendimientos medidos FRET difieren en función de la distancia entre tinte. Una vez que el sistema está optimizado, sola molécula FRET señales pueden ser grabadas mediante la limitación del etiquetado de la pareja FRET alta abundancia a 10-30% y blanqueo de la pareja FRET baja abundancia hasta que moléculas individuales se pueden resolver en el campo de la iluminación. Por último, pero no menos importante, hay que señalar que SLBS aproximar algunos, pero no todos los aspectos de una membrana plasmática fisiológica. Cualidades tales como curvatura de la membrana y la flexibilidad, la compartimentación de dominio, los reordenamientos del citoesqueleto y la motilidad celular, así como una alta variedad de proteínas de la membrana expresada en la superficie no están representados por SLBS pero podrían influir en tse procesa bajo investigación. Tendrá que ser invertido para establecer modalidades de imagen que permiten monitoreo interacciones proteína-proteína con resolución única molécula en las sinapsis fisiológicas, que son inaccesibles a las imágenes TIRF mucho esfuerzo.

Una comprensión más fundamental de cómo las células T reconocen los antígenos requiere que mira en el lugar correcto, es decir, dentro de la sinapsis inmunológica formada entre la célula T y el APC. Aquí, la cinética de unión molecular no sólo están determinadas por las propiedades bioquímicas inherentes de los compañeros de interacción involucrados, pero dependerá en gran medida de parámetros celulares, que incluyen fuerzas celulares, la arquitectura de la membrana y las interacciones laterales entre proteínas de la membrana así como las limitaciones geométricas-sinapsis específica 3. Enfoques bioquímicos están limitados en poder de resolución, ya que requieren la interrupción de al menos una de las membranas sinápticas implicadas. Por este motivo se ha desarrollado una metodología de formación de imágenes basada en FRET para monitorear la unión del TCR a pMHCs antigénicos 2. Aquí las células T están decoradas con un recombinante y el sitio específicamente etiquetados fragmento de anticuerpo de cadena simple-TCRβ reactiva (SCF V) y se enfrentaron con el plan<html> bicapas ar apoyado por el vidrio de lípidos (SLBS), que albergan MHC moléculas clase II cargadas con un péptido antigénico marcado con fluorescencia, moléculas coestimuladoras y proteínas de adhesión. Unión sináptica entre marcado tinte TCR y marcado con tinte resultados pMHC en FRET, que pueden ser monitoreados en un mayor y el nivel de moléculas individuales por Total Interna Fluorescencia de Reflexión (TIRF) microscopía. En este artículo se explica en detalle cómo utilizar SLBS para ensayar las sinapsis de células T, verificar su integridad a través de un ensayo de flujo de calcio de células T funcional, conducta FRET mediciones a granel y con sensibilidad única molécula, y analizar los datos adquiridos. Las recomendaciones se ofrecen para la producción de proteínas adecuadamente conformados necesarios para funcionalización bicapa. Para obtener información más específica acerca de la formación de bicapa y la configuración de un microscopio TIRF adecuada consulte a un acceso público JoVe publicación adicionales publicados espalda con espalda 4. tienda &quot;&gt; Naturaleza de SLBS SLBS funcionalizables se pueden generar fácilmente a partir de vesículas unilamelares (SUV) que contienen los dos lípidos-2-oleoil-sn-gylcero-3-fosfocolina 1-palmitoil (corto: POPC, 90-99%) y sn-1,2 dioleoyl- - glicero-3 - {[N (5-amino-1-carboxipentil) iminodiacético ácido] succinil} (corto: DGS NTA-Ni, 10.01%). Todo terrenos repartidos en portaobjetos de vidrio limpios para formar una bicapa plana contigua 4. DGS-NTA-Ni sirve para anclar proteínas marcada con polihistidina a través de la formación de complejo de polihistidina mediada con el NTA-Ni-que contiene grupo de cabeza (Figura 1A) sintético. Por asociación estable de un típicamente sustituye al dominio transmembrana nativa y cola citoplásmica de la proteína de adhesión ICAM-1 y la molécula coestimuladora B7-1 con una etiqueta que contiene doce histidinas (ICAM-1-12H, -12H B7-1) (Figura 1B) . La clase II molécula IE k cargado con péptido contiene dos cadena polipeptídica membrana incorporado (α y β)s. Los transmembrana / dominios citoplásmicos de ambas cadenas tienen que ser reemplazados con una etiqueta que contiene seis histidinas cada uno (IE k α β 6H 6H o IE k -2x6H). Como alternativa, la ampliación de la α-cadena con doce histidinas y dejando el dominio extracelular de la cadena β sin etiquetar (dando lugar a IE k α β 12H 0H o IE k -12H) da lugar a resultados satisfactorios (Figura 1B). Etiquetado específico del sitio de pMHCs Es importante para etiquetar el pMHC estequiométricamente y específica de sitio con el fin de ser capaz de convertir los rendimientos medidos FRET en las constantes de unión de equilibrio significativas. Esto se puede lograr por medio del etiquetado química de un péptido sintético que se carga en la hendidura de unión al péptido de histidina recombinante marcada con moléculas MHC de clase II 2,5. El péptido incluye todos los residuos del epítopo de células T como well como un corto C-terminal enlazador (GGS) seguido de cisteína (por ejemplo, en el citocromo c de polilla (MCC) péptido ANERADLIAYLKQATK- GGSC, el enlazador está marcado en negrita). Esta cisteína se utiliza para marcar el péptido estequiométricamente con el uso de derivados de maleimida en colorantes. En este punto, un cuidado especial debe ser dedicado a la verificación cuantitativa tinte acoplamiento al péptido que contiene cisteína. Se recomienda HPLC-purificación del producto de adición de péptido-colorante y tiene que ser seguido por espectroscopia de masas de ionización por electrospray. Cualquier masas grabados correspondientes al educto péptido (sin colorantes) reflejan etiquetado incompleto. Si esto es cierto, el péptido purificado por HPLC debe ser sometido a rondas consecutivas de tinte etiquetado hasta el etiquetado se considera cuantitativo. Tenga en cuenta que la espectroscopia de masas MALDI-TOF se debe evitar ya que este método implica radiación láser para la muestra de ionización. Este tratamiento se desintegra los fluoróforos sensibles conectados antes de que se dio lectura a la masa péptido y así underrepre<html> senta grados de tinte de conjugación. El marcaje indirecto aún específica de sitio de los TCR unidos a células con el uso de una sola cadena monovalente fragmentos F V Todavía es un reto para fijar los tintes a teléfonos proteínas asociadas a la superficie de las células vivas de una manera específica de sitio. Para superar este obstáculo para los TCR expuestos en la superficie, una versión monovalente de cadena sencilla (scFv V) de los genes del anticuerpo monoclonal Reactivo TCRβ H57-197 2 se ha construido. La estructura cristalina de este anticuerpo en complejo con el TCR permite diseñar racionalmente una versión, en la que un residuo de serina en estrecha proximidad a la C-terminal del péptido asociado de MHC (donde está conectado el correspondiente colorante pareja FRET) se sustituye por una residuo de cisteína. Esta cisteína mutante sirve entonces como un aceptor para la conjugación colorante (Figura 2). Metodologías para grabar FRET nt &quot;&gt; valores de FRET a granel son los más adecuados para verificar la relación entre las distancias inter-dye elegidos y FRET eficiencias medidas en este TCR-pMHC sistema 2 vinculante. Además, las mediciones de FRET a granel revelan diferencias cualitativas y cuantitativas en sinápticas afinidades TCR-pMHC ( ver abajo y sección de protocolo 3.2). Diversos enfoques para cuantificar la eficiencia de FRET se han introducido en la literatura 6. En este artículo FRET se registra a través de (a) la recuperación de los donantes después del blanqueo aceptante, y por medio de (b) sensibilizado FRET emisión aceptor. El primer método (a) requiere el uso de un aceptor de FRET que pueden ser photobleached fácilmente, y un donante, que es bastante fotoestable. Además, es importante asegurarse de que el aceptor photobleached ya no es capaz de extinguir la fluorescencia del donador. Como el mismo canal de detección (donante) se utiliza para la cuantificación, sin factores de corrección unad no hay aberraciones cromáticas tienen que ser considerados, lo que hace que esta metodología simple y fiable. Sin embargo, las mediciones cuantitativas no se pueden repetir en el mismo lugar espécimen y los cambios en la FRET no se pueden grabar en el tiempo. Para evitar los efectos causados ​​por la difusión molecular o la motilidad celular una etapa de blanqueo rápido debe estar dirigida para, lo que minimiza el tiempo que pasa entre la primera donante de FRET (antes del blanqueo aceptor) y el segundo de adquisición de imágenes donante de FRET (después de FRET aceptor de blanqueo). Es recomienda emplear una poderosa fuente de luz láser de la longitud de onda de excitación aceptor FRET con el fin de reducir al mínimo la iluminación y el blanqueo de veces. Por el contrario, en el enfoque de la medición de la emisión sensibilizada FRET (b) el donante de FRET es excitado y la emisión del aceptor de FRET se observa en el canal aceptor de FRET. Los cambios en la señal de aceptor de FRET se pueden grabar con el tiempo pero de emisión del donador FRET en el canal aceptor desplazada al rojo (termed bleedthrough) y FRET aceptora cruzada de excitación a través de la excitación de los donantes tienen que ser determinados y restado del canal aceptor FRET registrada con exactitud. Para ello, los correspondientes FRET donante y aceptor de FRET imágenes tienen que estar alineados espacialmente. La detección de una sola molécula (cm) de FRET eventos Con el uso de láseres como fuente de excitación, una cámara sensible y TIRF microscopía de ruido atenuado la fluorescencia de los fluoróforos individuales se pueden rastrear fácilmente con el tiempo. Similar es cierto para la detección de eventos smFRET intermoleculares. Sin embargo, las complicaciones pueden ser causados ​​por FRET bleedthrough donante y cross-excitación del aceptor FRET, y por lo tanto mucho cuidado tiene que ser tomado al ajustar las densidades fluoróforo en el experimento smFRET. En el protocolo se proporciona a continuación (servicio de protocolo 4) el TCR fue elegido como FRET donantes en alta abundancia y pMHC como FRET aceptora con poca abundancia. Para atenuar FRET donante bleedthrough suficientemente, decorar el 10-30% de los TCR con fluorescente scFv V y 90 a 70% de los TCR con no fluorescente scFv V. Aquí el canal aceptor de FRET fue elegido como único canal molécula porque es confocal con la molécula de FRET solo canal. Esto ayuda a alinear eventos smFRET con aceptores de FRET sola molécula, que es la base de la validación smFRET. La extracción fuera de las tasas a través de mediciones sinápticas smFRET Photobleaching tanto FRET donante y aceptor FRET tiene que ser contabilizadas al extraer la vida media de las interacciones de una sola molécula FRET rastros. El número de FRET señales observables en el comienzo de su aparición como único par donador-aceptor N (0) se reduce con el tiempo por tanto unbinding del photobleaching complejo y receptor-ligando. El número de complejos de sobrevivir en un momento dado N (t) se puede expresar matemáticamente como sigue: En el término exp photobleaching (-t / τ lejía) el tiempo t es descrito por el producto del número de observaciones n y el tiempo de iluminación t enferma a causa del modo de observación no continua, discreta (es decir, solamente se produce la decoloración durante la iluminación ). Dentro de la exp- cinética plazo (t / τ off) el tiempo t es el producto del número de observaciones n y t el tiempo de retardo para una única observación FRET (es decir, unbinding cinética ocurre continuamente). Ecuación 1 se puede expresar como: <img alt="Ecuación 2" src="/files/ftp_upload/53157/53157eq2.jpg" /> La τ término lejía / τ mal describes el número de observaciones hasta que se produzca el blanqueo y se define como el valor esperado &lt;n blanquear&gt; de su función exponencial. Ecuación 2 se puede simplificar como sigue: <img alt="Ecuación 3" src="/files/ftp_upload/53157/53157eq3.jpg" /> El valor esperado &lt;n (t lag)&gt; del número de cuadros N (t) con FRET-eventos observables después del tiempo t se determina directamente a partir del experimento. Depende del tiempo ajustable entre las observaciones (t lag) elegidos en el experimento y los valores desconocidos para τ off (el inverso de la tasa de descuento k off) y &lt;n blanquear&gt;, el valor esperado del número de observaciones antes de que ocurra el blanqueo . Por lo tanto, el cálculo del valor esperado &lt;n (t lag)&gt; durante al menos dos valores de t <sub&gt; lag permite la determinación experimental de &lt;n blanquear&gt; y T se fuera. La extracción de los valores sinápticos 2D-K D a través de mediciones basado en FRET La medición de la ocupación de un TCR, es decir, la relación entre la envolvente y las TCR TCR totales, es fundamental para determinar los valores sinápticos 2D-K D. Según la ecuación 4 este término es directamente proporcional a la medida FRET producir, siempre y cuando los TCR sirve como donantes y aceptores de FRET pMHCs como FRET. <img alt="Ecuación 4" src="/files/ftp_upload/53157/53157eq4.jpg" /> con una ocupación = TCR, C = factor de conversión C es una constante, que depende del sistema de FRET y los fluoróforos utilizados. Se puede determinar experimentalmente como se muestra a continuación. una se puede convertir en un 2D-K D según la ecuación 5 cuando elSe sabe densidad inicial de ligandos de TCR antes de la adición de las células T a la bicapa. Esto es debido a la gran movilidad de las proteínas unidas-SLB y también porque SLBS proporcionar un depósito casi inagotable de ligandos 2. <img alt="Ecuación 5" src="/files/ftp_upload/53157/53157eq5.jpg" /> con [pMHC inicial] = densidad inicial de pMHC antes de la adición de las células T Con las ecuaciones 4 y 5 ahora se puede determinar fácilmente la sináptica 2D-K D entre TCR y pMHC. Esto se hace más fiable con mediciones de FRET basado en la recuperación de los donantes después del blanqueo aceptor (ver sección 3.1 del protocolo). Sin embargo, para medir C la relación entre la intensidad I FRET FRET (corregida para el fondo, FRET bleedthrough donante y aceptor de FRET transversal de excitación) y TCR ocupación A tiene que ser determinada. Para estetiene que saber la relación R entre la intensidad media de fluorescencia de los fluoróforos individuales asociados-TCR FRET donantes (por ejemplo Cy3 o AF555) sm me traste donante y la intensidad media de una sola molécula FRET eventos sm me preocupe. R depende del sistema de FRET en cuestión, filtros de emisión y de la cámara utilizada para la detección de fluorescencia. El TCR de ocupación una continuación, se puede determinar directamente según la ecuación 6. <img alt="Ecuación 6" src="/files/ftp_upload/53157/53157eq6.jpg" /> con R = sm me traste donante / sm me traste R se determinó como 1,45 para el sistema H57 scFv Cy3 / pMHC-Cy5 conduce a: a = mayor que FRET / mayor que TCR-cy3 • 1.45 La relación entre la ocupación de TCR A y el rendimiento FRET se puede determinar mediante FRET donante recuperary después del blanqueo aceptor. Para ello ambos parámetros se representan uno contra el otro para un número microclusters TCR como se muestra en la Figura 4A .La pendiente de la ajuste lineal indica el factor de conversión C (partir de la ecuación 4). Como se ha demostrado en la Figura 4A, C asciende para (a) el scFv H57 V - Cy3 / Cy5-pMHC sistema de FRET y (b) la configuración del sistema microscopio aplicado a 1.995. El TCR de ocupación a puede fácilmente deducirse de la siguiente manera: Ocupación TCR a = FRET ceder • 1.995

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >LB-media</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >10000713</td>
			<td >bacterial expression</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sf900 II</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >10227402</td>
			<td>insect cell media for baculo virus production</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Insect-XPRESS with L-glutamine (Lonza)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >10564038</td>
			<td>insect cell media for baculo virus expression</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sf9 cells</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11496-015</td>
			<td>cells for virus production and expansion</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >High Five Cells</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>B855-02</td>
			<td>cells for potein expression</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >LB-media</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >10000713</td>
			<td>bacterial expression</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Centramate System</td>
			<td>Pall</td>
			<td></td>
			<td>protein concentartion from large volumes</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Centramate cassette 10kDa cutoff</td>
			<td>Pall</td>
			<td>OS010T12</td>
			<td>protein concentartion from large volumes</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>UFC900308</td>
			<td>protein concentartion</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Amicon Ultra-4 Centrifugal Filter Units</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>UFC800308</td>
			<td>protein concentartion</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Amicon Stirred Ultrafiltration Cell Model 200 mL</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td >5123</td>
			<td>protein concentartion</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >&#196;kta pure 25L</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td>29-0182-24</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Superdex 200 10/300 GL</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >17-5175-01</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Superdex 75 10/300 GL</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >17-5174-01</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mono Q 5/50GL</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >17-5166-01</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Ni Sepharose 6 Fast Flow</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >17-5318-01</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Tricorn 10/20 column</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >28-4064-13</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Gilson HPLC system</td>
			<td >Gilson</td>
			<td ></td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pursuit XRs C18, 5 &#181;m particle size, 21.2*250mm column size</td>
			<td >Agilent</td>
			<td >A6000250X212</td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pursuit XRs C18, 5 &#181;m particle size, 21.2*50 mm column size</td>
			<td >Agilent</td>
			<td >A6000050G212</td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Tricorn 10/20 column&#160;</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td >28-4064-13</td>
			<td>protein purification</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Gilson HPLC system</td>
			<td >Gilson</td>
			<td ></td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pursuit XRs C18, 5 &#181;m particle size, 21.2*250mm column size</td>
			<td >Agilent</td>
			<td >A6000250X212</td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pursuit XRs C18, 5 &#181;m particle size, 21.2*50 mm column size</td>
			<td >Agilent</td>
			<td >A6000050G212</td>
			<td>purificationof fluorochrome-coupled peptides</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cy3 maleimide</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td>PA23031</td>
			<td>site-specific protein labeling via mutant unpaired cysteines</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cy5 maleimide</td>
			<td >GE Healthcare</td>
			<td>PA25031</td>
			<td>site-specific protein labeling via mutant unpaired cysteines</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Alexa Fluor 555 C2 Maleimide</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td>A-20346</td>
			<td>site-specific protein labeling via mutant unpaired cysteines</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Alexa Fluor 647 C2 Maleimide</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >A-20347</td>
			<td>site-specific protein labeling via mutant unpaired cysteines</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Fura-2, AM, cell permeant</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >F-1221</td>
			<td>calcium-sensitive dye for cell labeling</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >dimethyl sulfoxide</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >151874</td>
			<td>for dissolving fura-2 am</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Hank&#39;s Balanced Salt Solution plus calcium/magnesium</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >10225362</td>
			<td>imaging buffer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PBS</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >14190-136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bovine Serum Albumin lyophilized powder</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >A2153</td>
			<td>supplement for imaging buffer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >14-4-4S antibody</td>
			<td >affimetrix eBioscience</td>
			<td >14-5980-81</td>
			<td>blocking antibody for H2-I-Ek (recognized by the 5c.c7, 2B4 and AND TCR)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >5 ml polypropylene round-bottom tube</td>
			<td >Becton Dickinson</td>
			<td >FALCON 352063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >0.22 &#956;m Ultrafree-MC centrifugal filter unit</td>
			<td >EMD Millipore</td>
			<td >UFC30GV0S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Syringe filter 0.2&#181;m</td>
			<td >Millipore</td>
			<td >GVWP04700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >TetraSpeck Microspheres, 0.1 &#181;m, fluorescent blue/green/orange/dark red</td>
			<td >Life technologies</td>
			<td >T-7279</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microscope for fura-2-based calcium measurements&#160;</td>
			<td >LEICA</td>
			<td >DMI4000B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microscope for (single molecule) FRET measurements</td>
			<td >LEICA/ZEISS/NIKON/OLYMPUS</td>
			<td >for details please refer to parallel JoVE contribution by Axmann et al.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >planar supported lipid bilayers</td>
			<td ></td>
			<td >for details please refer to parallel JoVE contribution by Axmann et al.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >RPMI 1640, with L-Glutamine</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >11554416</td>
			<td>T-cell media</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >non-essential amino acid 100X</td>
			<td >Hyclone</td>
			<td >SH30238.01</td>
			<td>T-cell media supplement</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >penicillin/streptomycin/L-glutamine 100x</td>
			<td >Life Technologies</td>
			<td >12000226</td>
			<td>T-cell media supplement</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >2-mercaptoethanol</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >M6250</td>
			<td>T-cell media supplement</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse interleukin-2 recombinant protein</td>
			<td >BPS Bioscience</td>
			<td >90185-B</td>
			<td>T-cell media supplement</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Research Grade Fetal Bovine Serum</td>
			<td >Hyclone</td>
			<td >SV30160.03</td>
			<td>T-cell media supplement</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Origin (analysis program)</td>
			<td >OrigenLab</td>
			<td >http://www.originlab.com/</td>
			<td>non-linear fitting of two parameters (tauoff, [ntlag])</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring tcr-pmhc binding in situ using a fret-based microscopy assay

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen Presenting Cells (APCs). This is despite T-cell antigen receptors (TCRs) exerting usually a moderate affinity (&#181;M range) to antigen when binding is measured in vitro1. In view of the molecular and cellular parameters contributing to T-cell antigen sensitivity, a microscopy-based methodology has been developed as a means to monitor TCR-pMHC binding in situ, as it occurs within the synapse of a live T-cell and an artificial and functionalized glass-supported planar lipid bilayer (SLB), which mimics the cell membrane of an Antigen presenting Cell (APC) 2. Measurements are based on F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) between a blue- and red-shifted fluorescent dye attached to the TCR and the pMHC. Because the efficiency of FRET is inversely proportional to the sixth power of the inter-dye distance, one can employ FRET signals to visualize synaptic TCR-pMHC binding. The sensitive of the microscopy approach supports detection of single molecule FRET events. This allows to determine the affinity and off-rate of synaptic TCR-pMHC interactions and in turn to interpolate the on-rate of binding. Analogous assays could be applied to measure other receptor-ligand interactions in their native environment.

La grabación de calcio intracelular a través del tinte de calcio fura-2, así como el análisis celular subsiguiente para verificar la potencia estimulante y por lo tanto la funcionalidad de SLBS se muestran en la Figura 4. Como se hace evidente, los niveles de calcio se elevan en las células T (expresado como la normalizada relación fura-2 340nm / 380nm con el valor inicial es 1) inmediatamente tan pronto como se instalan en los SLBS estimulantes. Los niveles de calcio regresan a los niveles basales poco después de la adición de un anticuerpo que bloquea pMHCs de compromiso TCR y que termina la activación de células T. La Figura 6 representa un experimento típico que implica la recuperación donante de FRET después del blanqueo aceptor, que se emplea para medir el rendimiento de FRET y que sirve para calcular los valores de 2D-K D (muestra en la Figura 4). Por favor, tenga en cuenta el aumento de la intensidad de los donantes de FRET, lo que representa TCR marcado a través de AF555, después de la ablación rápida y completa de la FRET unespecies cceptor (aquí: AF647 asociado con pMHCs). También es evidente la fuerte reducción en el canal de FRET, es decir, el canal de FRET aceptor de FRET en virtud de excitación del donante, aceptor de FRET después del blanqueo. La señal restante apenas visible corresponde a FRET bleedthrough donante. Rendimientos FRET dentro microclusters TCR individuales o sinapsis enteras se calculan en base a los valores de intensidad medidos indicados (Figura 6B). La figura 7 representa una trayectoria y el tiempo transcurrido de una molécula solo evento FRET visible en dos plazos. Como se ha señalado anteriormente en la introducción tal comportamiento se debe tanto a la decadencia de sináptica TCR-pMHC vinculante y fotoblanqueo. Para discriminar entre estas dos contribuciones, los marcos experimentales tiempo de adquisición tienen que ser variado en duración: mientras photobleaching sigue siendo una constante, los cambios en FRET longitud evento trayectoria solamente son causados ​​por la cinética de unión. Una cuantificación de tracelengths, w<html> hich constituye la base para el cálculo de tarifas y fuera de blanqueo que se muestran en la Figura 7, se proporcionan en las Tablas 1 a 3. Determinación de 2D-K D s requiere la grabación de mayor FRET rendimientos de FRET de donante TCR etiquetados. Con el uso de la constante C experimentalmente deducida (Figura 4), ​​un rendimiento FRET medida para un microcluster TCR o toda una sinapsis se puede convertir en el TCR de ocupación a, es decir, la relación de los TCR pMHC-comprometidos y totales (Figura 4C) . Con densidades pMHC conocidos presentes en el SLB antes de la adición de la célula T, a valores se pueden aplicar para determinar los valores K 2D-D sinápticas (Figura 4D). En-las tasas pueden ser calculadas con la ley de acción de masas (2D-k on = 2D-k off / 2D-K D) del sináptica determinado fuera de ritmo y los valores 2D-KD. 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 53157 / 53157fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. Esquema Esquema de la bicapa lipídica sistema compatible de vidrio plano (SLB). SLBS (A) están compuestos de POPC (de 90-99%) y el lípido sintético DGS Ni-NTA (1-10%) y se forman espontáneamente cuando las superficies de vidrio limpias se cargan con pequeñas vesículas unilaminares (SUVs) que consiste en los lípidos correspondientes. (B) Una vez formado, tales SLBS se pueden funcionalizar con porciones solubles marcada con polihistidina extracelulares derivados de pMHCs, coestimuladoras B7-1 proteínas y ICAM-1, proteínas de adhesión para servir como APCs para las células T. Para obtener más información sobre cómo preparar SLBS consulte Axmann et al., 4. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig2.jpg" /> Figu<html> re 2. Förster de energía de resonancia a base de Transferencia de ensayo para cuantificar la unión TCR-pMHC in situ. (A) Una estructura compuesta de un TCR complejado con un fragmento de una sola cadena H57 acoplar un pMHC ilustra el enfoque basado en FRET descrito en este documento. Tenga en cuenta la corta distancia de unos 41 bis que separa los dos fluoróforos correspondientes sometidos FRET. Sitios aceptores para fluoróforo-maleimidas se indican en verde y rojo. (B) El principio de la detección de interacciones TCR-pMHC in situ se ilustra. Sólo scFv V -decorated TCR y pMHCs (aquí IE k), que forman complejos específicos, dar lugar a una señal FRET medible. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> &quot;/&gt; Figura 3. Los cromatogramas de la última etapa de filtración en gel dando lugar a monoméricas scFv V s y cargadas con péptido IE k -2x6H moléculas. X-ejes representan volumen de retención en ml, ejes Y indican la absorbancia a 280 nm en unidades arbitrarias (AU) . (A) sitio-específica H57 scFv V marcada con Alexa Fluor 555 maleimida se sometió a cromatografía S75 para separar colorante sin reaccionar de la proteína (paso 1.2.5). Las fracciones correspondientes al intervalo de retención 14 to15 ml (líneas de trazos) representan etiquetados monomérica H57 scFv V. (B), es decir k moléculas -2x6H complejados con el ANP-péptido espacio titular de UV-escindible había sido irradiada con UV, se incubaron con forma específica de sitio Alex 647 péptido marcado con maleimida y finalmente se sometió a cromatografía S200 para separar la proteína de péptido libre (etapa 1.1.2.4). El intervalo entre las líneas de trazos contiene correctamente plegada y pMHCs monoméricas. (A, B) </strong&gt; 0,7 ml de la muestra se aplicó a la columna en el inicio de la ron (0 ml punto). Las fracciones recogidas se concentraron. La proporción de proteínas de colorante se determina por photospectrometry antes de la diálisis contra PBS / glicerol al 50% (para el almacenamiento a -20 °). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig3large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig4.jpg" /> Figura 4. Determinación de 2D-K D s y 2D-k en s. (A) La correlación entre el rendimiento FRET según lo determinado por la recuperación de donante después se midió la decoloración aceptor y la ocupación TCR experimentalmente. Ocupación TCR se puede determinar para microclusters individuales TCR como se explica en la sección 4.2. Un ajuste lineal de los datos se muestran por la línea, la pendiente de la cual es igual a la relación entre C TCRocupación y el rendimiento FRET. C es una constante específica para el sistema de FRET y los fluoróforos (aquí Cy3 y Cy5) empleados. En este ejemplo se produjo 1,988. (B) FRET datos de rendimiento se determinaron para microclusters TCR individuales (N = 187, temperatura = 24 ° C) a través de la recuperación de los donantes de la decoloración de aceptor. Números debajo de las barras de histograma indican el límite superior dentro del intervalo. (C) La conversión de los datos mostrados en (B) multiplicando medido FRET rendimientos con la constante C determina en (A). Números siguientes barras indican el límite superior dentro del intervalo. (D) Histograma (semi-logarítmica, base = 4) que representa la distribución de 2D-K D s medido para microclusters TCR individuales. La mediana de 2D-K D se indica en azul. Números siguientes barras indican el límite superior dentro del intervalo. (E) El histograma se muestra en (D) se convierten intoa 2D-k en -histogram (semi-logarítmica, base = 4) que utiliza el k sináptica fuera de 24 ° C (0.41 s -1). La mediana de 2D-k determinado en el valor se indica en azul. Los datos fueron publicados originalmente en Huppa et al. 2 y se visualizan aquí en un nuevo formato. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig4large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig5.jpg" /> Figura 5. validación funcional de SLBS emplea para la estimulación de células T y formación de imágenes. (A) TCR transgénicos blastos de células T cargadas con fura-2 se enfrentaron con estimuladora SLB albergar pMHCs antigénicos, ICAM-1 y B-7. Celular fura-2 emisiones entusiasmado a 340 nm y 380 nm, así como imágenes DIC se registraron. Como se ha indicado, valores de la relación de las intensidades de emisión emocionada en el 340 y 380 nm se muestran en el panel derecho. La adición de pMHC anticuerpos de bloqueo 14 min en el plazo experimental resultó en una disminución en los niveles de calcio intracelulares comparables a la de T en reposo células. (B) Un perfil temporal típico de relaciones medias Fura-2 en las células T en contacto SLBS estimuladoras se caracteriza por un aumento inicial de un calcio intracelular que es de 2 a 4 veces mayor en comparación a la de las células T no activadas o células T privadas de antígeno después del bloqueo mediado por anticuerpos. Círculos verdes indican los puntos de tiempo se ilustra en (A). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig5large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig6.jpg" /> Figura 6. granel FRET rendimientos, medida a través de la recuperación del donante FRET después del blanqueo FRET aceptora. <strong&gt; (A) mostrado es un ejemplo de un típico FRET-sináptica de medición. Como se indica en la izquierda y en la parte superior una serie de imágenes fue adquirida con el uso de un divisor de haz de emisión que da lugar a un donante de FRET y un canal aceptor FRET (para información más detallada sobre los divisores de haz se refieren a Axmann et al 4). La línea se muestra en la imagen DIC izquierda indica el límite de la sinapsis de células T. Tenga en cuenta la pérdida de intensidad dentro del canal aceptor de FRET, así es el aumento de la intensidad en el canal de donante de FRET después de FRET aceptor de blanqueo (paso 4). (B) FRET eficiencias pueden ser cuantificados como se indica para las regiones sinápticas individuales o para sinapsis enteras. Para la inspección, las imágenes antes y después de FRET aceptora blanqueo se muestran con el uso de dos tablas de búsqueda (LUT, verde y física). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig6large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </p&gt; <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig7.jpg" /> Figura 7. molécula individual FRET eventos aparecen y desaparecen pasos insingle y están perfectamente alineados con un solo fluoróforo aceptor FRET. Se muestra el lapso de tiempo de la molécula solo evento FRET. Las imágenes fueron adquiridas mediante una cámara EMCCD retroiluminado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig7large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/53157/53157fig8.jpg" /> Figura 8. La determinación de τ off = 1 / k fuera de trayectorias smFRET medidos. (A) Los normalizados sumas acumuladas de las señales FRET observables (derivados de H57 scFv V -AF555 decoradas 5c.c7 TCR transgénico de blastos de células T que reconoce IE &lt;sup&gt; k / K3-AF647 a 24 ° C) durante cuatro retardos diferentes de tiempo (42 ms, 490 ms, 1007 ms, 1.989 mseg) se representa como una función del número total de observaciones. Funciones de ajuste mono-exponencial dan lugar a que corresponde el inverso negativo de los valores esperados &lt;n (t lag)&gt;. (B) Expectativa valores se representaron frente retrasos t lag y equipados con la ecuación &lt;n (t lag)&gt; = τ off / {(t off / &lt;n blanquear&gt;) + t lag} para dar τ y fuera &lt;n blanquear&gt;. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53157/53157fig8large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

This manuscript describes how to conduct (single molecule) F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)- based assays to measure the binding dynamics between T-cell antigen receptor (TCR) and antigenic peptide-loaded MHC molecules as they occur within the immunological synapse of a T-cell in contact with a functionalized planar supported lipid bilayer.

Medición de TCR-pMHC Encuadernación<em&gt; In Situ</em&gt; Usando un ensayo de microscopía basada en FRET

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen ...

measuring-tcr-pmhc-binding-in-situ-using-a-fret-based-microscopy-assay

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

12.2K vistas.  Vienna University of Technology. This manuscript describes how to conduct (single molecule) Förster Resonance Energy Transfer (FRET)- based assays to measure the binding dynamics between T-cell antigen receptor (TCR) and antigenic peptide-loaded MHC molecules as they occur within the immunological synapse of a T-cell in contact with a functionalized planar supported lipid bilayer. 

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Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as oceanography, ecology, biology, and fluid mechanics. Field measurements introduce practical challenges such as environmental conditions, animal availability, and the need for field-compatible measurement techniques. To avoid these challenges, scientists typically use controlled laboratory environments to study animal-fluid interactions. However, it is reasonable to question whether one can extrapolate natural behavior (i.e., that which occurs in the field) from laboratory measurements. Therefore, in situ quantitative flow measurements are needed to accurately describe animal swimming in their natural environment.
We designed a self-contained, portable device that operates independent of any connection to the surface, and can provide quantitative measurements of the flow field surrounding an animal. This apparatus, a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), can be operated by a single scuba diver in depths up to 40 m. Due to the added complexity inherent of field conditions, additional considerations and preparation are required when compared to laboratory measurements. These considerations include, but are not limited to, operator motion, predicting position of swimming targets, available natural suspended particulate, and orientation of SCUVA relative to the flow of interest. The following protocol is intended to address these common field challenges and to maximize measurement success.

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

This protocol provides instructions on how to use a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), which is designed for quantification of in situ animal-generated flows. In addition, this protocol addresses challenges posed by field conditions, and includes operator motion, predicting position of animals, and orientation of SCUVA.

La medición cuantitativa de In situ Flujos de utilizar un aparato autónomo Velocimetry Subacuático (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

Investigación

Bioingeniería

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Tridimensional óptico resolución microscopía fotoacústica

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

Medición de las propiedades mecánicas de las células vivas mediante microscopía de fuerza atómica

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

Real Time Monitoring of Intracellular Bile Acid Dynamics Using a Genetically Encoded FRET-based Bile Acid Sensor

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. Biosensors relying on the principle of FRET have enabled real-time visualization of subcellular signaling events in live cells with high temporal and spatial resolution. Here, we describe the application of a genetically encoded Bile Acid Sensor (BAS) that consists of two fluorophores fused to the farnesoid X receptor ligand binding domain (FXR-LBD), thereby forming a bile acid sensor that can be activated by a large number of bile acids species and other (synthetic) FXR ligands. This sensor can be targeted to different cellular compartments including the nucleus (NucleoBAS) and cytosol (CytoBAS) to measure bile acid concentrations locally. It allows rapid and simple quantitation of cellular bile acid influx, efflux and subcellular distribution of endogenous bile acids without the need for labeling with fluorescent tags or radionuclei. Furthermore, the BAS FRET sensors can be useful for monitoring FXR ligand binding. Finally, we show that this FRET biosensor can be combined with imaging of other spectrally distinct fluorophores. This allows for combined analysis of intracellular bile acid dynamics and i) localization and/or abundance of proteins of interest, or ii) intracellular signaling in a single cell.

We provide a detailed protocol to study bile acid dynamics in living cells using a genetically encoded BAS FRET sensor. This Bile Acid Sensor represents a unique tool to study (regulation of) bile acid transport and FXR activation in a wide range of cell types.

Monitoreo en tiempo real de intracelular del ácido biliar Dinámica El uso de un sensor de ácido biliar basada FRET-codificados genéticamente

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. ...

Correlative Light- and Electron Microscopy Using Quantum Dot Nanoparticles

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using widefield fluorescence light microscopy and transmission electron microscopy (TEM). To demonstrate the protocol we have immunolabeled ultrathin epoxy sections of human somatostatinoma tumor using a primary antibody to somatostatin, followed by a biotinylated secondary antibody and visualization with streptavidin conjugated 585 nm cadmium-selenium (CdSe) quantum dots (QDs). The sections are mounted on a TEM specimen grid then placed on a glass slide for observation by widefield fluorescence light microscopy. Light microscopy reveals 585 nm QD labeling as bright orange fluorescence forming a granular pattern within the tumor cell cytoplasm. At low to mid-range magnification by light microscopy the labeling pattern can be easily recognized and the level of non-specific or background labeling assessed. This is a critical step for subsequent interpretation of the immunolabeling pattern by TEM and evaluation of the morphological context. The same section is then blotted dry and viewed by TEM. QD probes are seen to be attached to amorphous material contained in individual secretory granules. Images are acquired from the same region of interest (ROI) seen by light microscopy for correlative analysis. Corresponding images from each modality may then be blended to overlay fluorescence data on TEM ultrastructure of the corresponding region.

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of epoxy embedded human pathology tissue. We employ commercial antibody fragment conjugated QDs that are visualized by widefield fluorescence light microscopy and transmission electron microscopy.

Correlativa a la luz y microscopía electrónica de Uso de Quantum Dot nanopartículas

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using ...

Quantifying Microorganisms at Low Concentrations Using Digital Holographic Microscopy (DHM)

Accurately detecting and counting sparse bacterial samples has many applications in the food, beverage, and pharmaceutical processing industries, in medical diagnostics, and for life detection by robotic missions to other planets and moons of the solar system. Currently, sparse bacterial samples are counted by culture plating or epifluorescence microscopy. Culture plates require long incubation times (days to weeks), and epifluorescence microscopy requires extensive staining and concentration of the sample. Here, we demonstrate how to use off-axis digital holographic microscopy (DHM) to enumerate bacteria in very dilute cultures (100-104 cells/mL). First, the construction of the custom DHM is discussed, along with detailed instructions on building a low-cost instrument. The principles of holography are discussed, and a statistical model is used to estimate how long videos should be to detect cells, based on the optical performance characteristics of the instrument and the concentration of the bacterial solution (Table 2). Video detection of cells at 105, 104, 103, and 100 cells/mL is demonstrated in real time using un-reconstructed holograms. Reconstruction of amplitude and phase images is demonstrated using an open-source software package.

Quantifying Microorganisms at Low Concentrations Using Digital Holographic Microscopy DHM

Digital holographic microscopy (DHM) is a volumetric technique that allows imaging samples 50-100X thicker than brightfield microscopy at comparable resolution, with focusing performed post-processing. Here DHM is used for identifying, counting, and tracking microorganisms at very low densities and compared with optical density measurements, plate count, and direct count.

Cuantificación de microorganismos a bajas concentraciones usando microscopia holográfica Digital (DHM)

Accurately detecting and counting sparse bacterial samples has many applications in the food, beverage, and pharmaceutical processing industries, in ...

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved oxygen concentration). Nevertheless, the morphology of cells can be a suitable indicator for optimal conditions, since it changes with dependence on the growth state, product accumulation and cell stress. Furthermore, the single-cell size distribution provides not only information about the cultivation conditions, but also about the population heterogeneity. To gain such information, a photo-optical in situ microscopy device1 was developed to enable the monitoring of the single-cell size distribution directly in the cell suspension in bioreactors. An automated image analysis is coupled to the microscopy based on a neural network model, which is trained with user-annotated images. Several parameters, which are gained from the captures of the microscope, are correlated to process relevant features of the cells, like their metabolic activity. Until now, the presented in situ microscopy probe series was applied to measure the pellet size in filamentous fungi suspensions. It was used to distinguish the single-cell size in microalgae cultivation and relate it to lipid accumulation. The shape of cellular particles was related to budding in yeast cultures. The microscopy analysis can be generally split into three steps: (i) image acquisition, (ii) particle identification, and (iii) data analysis, respectively. All steps have to be adapted to the organism, and therefore specific annotated information is required in order to achieve reliable results. The ability to monitor changes in cell morphology directly in line or on line (in a by-pass) enables real-time values for monitoring and control, in process development as well as in production scale. If the off line data correlates with the real-time data, the current tedious off line measurements with unknown influences on the cell size become needless.

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

A photo-optical in situ microscopy device was developed to monitor the size of single cells directly in the cell suspension. The real-time measurement is conducted by coupling the photo-optical sterilizable probe to an automated image analysis. Morphological changes appear with dependence on the growth state and cultivation conditions.

In Situ Microscopía para la determinación en tiempo real de la morfología de una sola célula en bioprocesos

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved ...

An Automated Method to Perform The In Vitro Micronucleus Assay using Multispectral Imaging Flow Cytometry

The in vitro micronucleus (MN) assay is often used to evaluate cytotoxicity and genotoxicity but scoring the assay via manual microscopy is laborious and introduces uncertainty in results due to variability between scorers. To remedy this, automated slide-scanning microscopy as well as conventional flow cytometry methods have been introduced in an attempt to remove scorer bias and improve throughput. However, these methods have their own inherent limitations such as inability to visualize the cytoplasm of the cell and the lack of visual MN verification or image data storage with flow cytometry. Multispectral Imaging Flow Cytometry (MIFC) has the potential to overcome these limitations. MIFC combines the high resolution fluorescent imagery of microscopy with the statistical robustness and speed of conventional flow cytometry. In addition, all collected imagery can be stored in dose-specific files. This paper describes the protocol developed to perform a fully automated version of the MN assay on MIFC. Human lymphoblastoid TK6 cells were enlarged using a hypotonic solution (75 mM KCl), fixed with 4% formalin and the nuclear content was stained with Hoechst 33342. All samples were run in suspension on the MIFC, permitting acquisition of high resolution images of all key events required for the assay (e.g. binucleated cells with and without MN as well as mononucleated and polynucleated cells). Images were automatically identified, categorized and enumerated in the MIFC data analysis software, allowing for automated scoring of both cytotoxicity and genotoxicity. Results demonstrate that using MIFC to perform the in vitro MN assay allows statistically significant increases in MN frequency to be detected at several different levels of cytotoxicity when compared to solvent controls following exposure of TK6 cells to Mitomycin C and Colchicine, and that no significant increases in MN frequency are observed following exposure to Mannitol.

The in vitro micronucleus assay is a well-established method for evaluating genotoxicity and cytotoxicity but scoring the assay using manual microscopy is laborious and suffers from subjectivity and inter-scorer variability. This paper describes the protocol developed to perform a fully automated version of the assay using multispectral imaging flow cytometry.

Un método automatizado para realizar el ensayo de micronúcleos In Vitro mediante citometría de flujo de imágenes multiespectral

The in vitro micronucleus (MN) assay is often used to evaluate cytotoxicity and genotoxicity but scoring the assay via manual microscopy is laborious and ...

High-Throughput Identification of Resistance to Pseudomonas syringae pv. Tomato in Tomato using Seedling Flood Assay

Tomato is an agronomically important crop that can be infected by Pseudomonas syringae, a Gram-negative bacterium, resulting in bacterial speck disease. The tomato-P. syringae pv. tomato pathosystem is widely used to dissect the genetic basis of plant innate responses and disease resistance. While disease was successfully managed for many decades through the introduction of the Pto/Prf gene cluster from Solanum pimpinellifolium into cultivated tomato, race 1 strains of P. syringae have evolved to overcome resistance conferred by the Pto/Prf gene cluster and occur worldwide.
Wild tomato species are important reservoirs of natural diversity in pathogen recognition, because they evolved in diverse environments with different pathogen pressures. In typical screens for disease resistance in wild tomato, adult plants are used, which can limit the number of plants that can be screened due to their extended growth time and greater growth space requirements. We developed a method to screen 10-day-old tomato seedlings for resistance, which minimizes plant growth time and growth chamber space, allows a rapid turnover of plants, and allows large sample sizes to be tested. Seedling outcomes of survival or death can be treated as discrete phenotypes or on a resistance scale defined by amount of new growth in surviving seedlings after flooding. This method has been optimized to screen 10-day-old tomato seedlings for resistance to two P. syringae strains and can easily be adapted to other P. syringae strains.

High-Throughput Identification of Resistance to Pseudomonas syringae pv. Tomato in Tomato using Seedling Flood Assay

The seedling flood assay facilitates rapid screening of wild tomato accessions for the resistance to the Pseudomonas syringae bacterium. This assay, used in conjunction with the seedling bacterial growth assay, can assist in further characterizing the underlying resistance to the bacterium, and can be used to screen mapping populations to determine the genetic basis of resistance.

Identificación de alto rendimiento de la resistencia a Pseudomonas syringae pv. Tomate en tomate usando el ensayo de inundación de plántulas

Tomato is an agronomically important crop that can be infected by Pseudomonas syringae, a Gram-negative bacterium, resulting in bacterial speck disease. ...

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process starts by screening for colonies that survive on minimal media, assuming that only Escherichia coli harboring the correct plasmid will be able to thrive in the specific conditions. Since the process of building large genetic circuits, requiring the assembly of many DNA parts, is challenging, circuit components are often distributed between multiple plasmids at different copy numbers requiring the use of several antibiotics. Mutations in the plasmid can destroy transcription of the antibiotic resistance genes and interject with resources management in the cell leading to necrosis. The selected colony is set on a glass-bottom Petri dish and a few focus planes are selected for microscopy tracking in both bright field and fluorescent domains. The protocol maintains the image focus for more than 12 hours under initial conditions that cannot be regulated, creating a few difficulties. For example, dead cells start to accumulate in the lenses' field of focus after a few hours of imaging, which causes toxins to buildup and the signal to blur and decay. Depletion of nutrients introduces new metabolic processes and hinder the desired response of the circuit. The experiment's temperature lowers the effectivity of inducers and antibiotics, which can further damage the reliability of the signal. The minimal media gel shrinks and dries, and as a result the optical focus changes over time. We developed this method to overcome these challenges in Escherichia coli, similar to previous works developing analogous methods for other micro-organisms. In addition, this method offers an algorithm to quantify the total stochastic noise in unaltered and altered cells, finding that the results are consistent with flow analyzer predictions as shown by a similar coefficient of variation (CV).

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

This work presents a microscopy method that allows live imaging of a single cell of Escherichia coli for analysis and quantification of the stochastic behavior of synthetic gene circuits.

Medición continua del ruido biológico en Escherichia Coli mediante microscopía de lapso de tiempo

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process ...