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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour déterminer quantitativement le contenu de phycobiliprotein dans la cyanobactérie Synechocystis en utilisant une méthode spectrophotométrique. La procédure d’extraction a été appliquée avec succès à d’autres souches de cyanobactéries et les algues ; Toutefois, en raison des variations dans les spectres d’absorption de pigment, il est nécessaire de tester les équations spectrophotométriques pour chaque souche individuellement.

Résumé

Il s’agit d’un protocole simple pour la détermination quantitative de la teneur en phycobiliprotein dans la cyanobactérie modèle Synechocystis. Phycobiliprotéines sont les éléments les plus importants des phycobilisomes, les antennes de lumière majeurs chez les cyanobactéries et plusieurs taxons d’algues. Les phycobilisomes de Synechocystis contiennent deux phycobiliprotéines : phycocyanine et allophycocyanin. Ce protocole décrit une simple, efficace et une méthode fiable pour la détermination quantitative de phycocyanine et allophycocyanin dans cette cyanobactérie modèle. Nous avons comparé plusieurs méthodes d’extraction de phycobiliprotein et de dosage spectrophotométrique. La procédure d’extraction tel que décrit dans le présent protocole a été appliquée avec succès à d’autres souches de cyanobactéries comme sp de Spirulina SP., Synechococcuselongatus, Cyanothece ., Arthrospira sp., et Nostoc SP., aussi bien quant à l’algue rouge Porphyridium cruentum. Cependant, les coefficients d’extinction des phycobiliprotéines spécifiques des différents taxons peuvent différer et il est donc recommandé de valider la méthode de dosage spectrophotométrique pour chaque souche unique individuellement. Le protocole exige peu de temps et peut être effectué dans un laboratoire de sciences de la vie standard car il nécessite des équipements standard uniquement.

Introduction

fPhycobiliproteins sont des complexes de pigment-protéine soluble dans l’eau qui représentent les principaux éléments des antennes chez les procaryotes cyanobactéries (cyanophytes) lumière et plusieurs taxons eucaryotes (Glaucophyta, Rhodophyta et Cryptophyta)1. Ils se produisent principalement sous forme de complexes supramoléculaires appelés phycobilisomes et ils sont généralement attachés à la surface des membranes photosynthétiques côté stromal, à l’exception de Cryptophyta, où les phycobiliprotéines sont localisées dans le thylakoïde lumen2. Quatre types de phycobiliprotéines ont été identifiées jusqu'à date : l’allophycocyanin de base et le périphérique de phycocyanine, phycoérythrine et phycoerythrocyanin1. Les principaux complexes de lumière, phycobilisomes représentent un des facteurs essentiels de la productivité des cultures masse algues et cyanobactéries. Il a été démontré que cette troncature phycobilisomes peut améliorer l’accumulation de la biomasse sous forte lumière3. En revanche, éclairement faible ou modeste, la troncature de l’antenne a conduit à des taux de croissance et d’accumulation de biomasse réduction3,4. Phycobiliprotéines sont commercialement utilisées comme colorants alimentaires, produits pharmaceutiques et les additifs alimentaires, dans l’industrie cosmétique et comme la fluorescence des sondes avec des applications en cytométrie en flux, fluorescents immuno-essais et microscopie de fluorescence5.

Ce protocole met l’accent sur la détermination quantitative des phycobiliprotéines dans la cyanobactérie modèle Synechocystis. Les cyanobactéries sont les premiers autotrophes photosynthétiques oxygénique ; ils ont été formant la biosphère de la terre depuis plus de 2,4 milliards d’années6. Ils jouent un rôle crucial dans les cycles biogéochimiques mondiaux d’azote, carbone, d’oxygène et d’autres éléments. Chez les cyanobactéries, une souche unicellulaire Synechocystis acquis une position unique puisqu’il s’agissait de la première cyanobactérie avec tout le génome séquencé7,8, il est naturellement transformable par l’ADN exogène9, et Il réalise une croissance stable et relativement rapide,10,11. Synechocystis, la composante de base antenne, allophycocyanin, est associée à des protéines membranaires intrinsèques, en la phycocyanine ci-joint est situé à la périphérie de membrane des thylakoïdes.

Plusieurs méthodes d’extraction de phycobiliprotein et de quantification sont comparées dans ce protocole. La procédure d’extraction finale a été appliquée avec succès aux Synechocystis, ainsi qu’à d’autres souches de cyanobactéries, y compris les sp de Spirulina SP., Synechococcuselongatus, Cyanothece ., Arthrospira SP.et Nostoc SP. et il a été également avec succès appliqués aux algues rouges Porphyridium cruentum. Donc, la méthode développée dans le présent protocole peut être considérée comme une méthode universelle pour l’extraction de phycobiliprotein. Même si certaines des méthodes éprouvées d’extraction a entraîné des rendements plus élevés de protéines totales, l’ici visées procédure d’extraction pourvu le phycobiliprotein plus haut rendements ainsi que la plus faible teneur d’un résidu de la chlorophylle dans la extrait de phycobiliprotein. Réduire la teneur en chlorophylle a a été essentielle à la phycocyanine correcte et allophycocyanin dosage spectrophotométrique.

Les spectres d’absorption de phycobiliprotein peut varier considérablement entre les différentes algues et cyanobactéries espèces12,13,14,15,16,17 et même parmi plusieurs souches d’un genre de cyanobactéries unique18. Par conséquent, les longueurs d’onde spécifiques et les coefficients d’absorption tel qu’utilisé pour la détermination de la phycocyanine et allophycocyanin dans Synechocystis ne sont pas généralement applicables à d’autres souches. En outre, Synechocystis ne contient pas de phycoérythrine et phycoerythrocyanin que l'on retrouve dans d’autres algues et cyanobactéries. Aux fins de la détermination des phycobiliprotéines chez les souches autres que Synechocystis, il est recommandé d’évaluer individuellement les équations spectrophotométriques pour chaque souche.

Même si le protocole contient deux étapes plus longues (du jour au lendemain la lyophilisation des granules cellulaires et extraction de protéine 1 heure), le temps de travail total pour la quantification des phycobiliprotéines n’excède pas 2 heures.

Protocole

1. culture de cyanobactéries

  1. Cultiver des cellules Synechocystis en flacons Erlenmeyer ou photobioréacteurs10,19 en tampon BG11 moyen20 pour maintenir un pH de < 10 (par exemple, à l’aide de 17 mM HEPES10).
    Remarque : Les conditions de culture Standard nécessitent une température contrôlée (généralement, 30 ° C, la température optimale est de 35 ° C)21, l’éclairage (en règle générale, une lumière blanche d’une intensité jusqu'à 800 µmol [photons] / [m2·s])21et un CO alimentation en 2 (dans le 400 mL plat photobioréacteur, la croissance saturant la concentration de CO2 est de 1 700 ppm)21.
  2. Pour déterminer la densité de la culture, mesurer la densité optique de culture par spectrophotométrie à 730 nm (OD730), en utilisant une cuvette avec un trajet optique de 1 cm. par ailleurs, compter les cellules au microscope à l’aide d’un hémocytomètre ou une cellule automatisée compteur.

2. préparation des échantillons

  1. Travailler sous faible éclairement à prévenir la dégradation de le phycobiliprotein.
  2. Récolte 3 x 1 mL de suspension de la culture aux tubes de coffre-fort-serrure. Utilisez réanalysés pour l’estimation des erreurs techniques dans la mesure. Pour effectuer l’échantillonnage de la culture dans des conditions stériles, récolter les cellules dans une hotte laminaire et suivre les bonnes pratiques de travail et de sécurité.
  3. Centrifuger les cellules à 15 000 x g à la température du laboratoire pendant 5 min. faites attention au rotor de la centrifugeuse correctement équilibré. Après centrifugation, jeter le surnageant. Veillez à ne pas déranger le culot.
  4. Placer les échantillons dans un congélateur. Pour le stockage à long terme, conserver les échantillons à-80 ° C. Cela est nécessaire pour prévenir la dégradation de le phycobiliprotein. Pour le stockage à court terme,-20 ° C est suffisante.
  5. Lyophiliser les échantillons du jour au lendemain. Pour un bon processus de lyophilisation, maintenir la température du condenseur lyophilisateur au-dessous de-60 ° C et la pression dans la chambre de lyophilisateur autour de 1 hPa.
  6. Après avoir terminé le cycle de lyophilisation, fermer le tube dès que possible pour empêcher la réabsorption de l’eau de l’air.

3. cellule d’homogénéisation et d’Extraction des Pigments

  1. Ajoutez quatre morceaux de perles de verre (avec un diamètre de 2 mm) dans chaque tube d’échantillon et fermer les tubes.
    Remarque : Lorsque le couvercle du coffre fort-serrure tube utilisé pour l’homogénéisation est trop mince, elle peut rompre pendant l’homogénéisation ; par conséquent, seulement des tubes de coffre-fort-serrure avec couvercles fortes sont recommandés pour ce protocole.
  2. Homogénéiser les échantillons avec les perles de verre pour 15 s sur un homogénéisateur à température du laboratoire.
    Remarque : Un échantillon bien homogénéisé est réparti sur la surface entière interne des tubes safe-lock.
  3. Ajouter 1 mL de tampon PBS (pH 7,4), refroidi à 4 ° C, pour les échantillons afin d’en dégager les phycobiliprotéines.
    Remarque : Cette étape sur, garder les échantillons sur la glace pour empêcher la dégradation des protéines extraites. Ceci est crucial.
  4. Mélanger les échantillons avec du PBS pendant 5 s sur l’homogénéisateur à température du laboratoire.
    Remarque : Après avoir mélangé, les échantillons sont verdâtres.
  5. Après avoir mélangé, conserver les échantillons sur la glace pour 60 min. de la couverture du bain de glace avec un couvercle à prévenir la dégradation des pigments.
  6. Après 60 min d’extraction phycobiliprotein, centrifuger les échantillons à 15 000 x g à 4 ° C pendant 5 min. faites attention à bien équilibrer le rotor de la centrifugeuse.
    Remarque : Après la centrifugation, le surnageant a une couleur bleu cyan.

4. Quantification de le Phycobiliprotein

  1. Avant la mesure spectrophotométrique, calibrer le spectrophotomètre à la ligne de base à l’aide de la mémoire tampon PBS comme blanc.
  2. Une fois calibré le spectrophotomètre, jetez les PBS d’une cuvette de spectrophotomètre et Pipeter le surnageant avec extraits phycobiliprotéines plutôt qu’avec le tampon mis au rebut.
  3. Quantifier la concentration phycobiliprotein par spectrophotométrie, en utilisant une largeur de fente de 0,5 nm.
    1. Mesurer l’absorbance de la phycocyanobilins en phycocyanine et allophycocyanin contre le tampon PBS vide à 615 nm (un615) et 652 nm (une652), respectivement, et mesurer l’absorbance des débris cellulaires à 720 nm (720).
    2. Calculer la concentration de phycocyanine et allophycocyanin selon les équations (1) et (2) de Bennett et Bogorad12:
      figure-protocol-5166
      figure-protocol-5235
      Remarque : Un615, une652et une720 doivent correspondre à la gamme linéaire absorbance du spectrophotomètre. Si nécessaire, diluer l’échantillon avec le tampon PBS.
  4. Recalculer la concentration de pigment dans les échantillons originaux. La concentration de pigment dans l’échantillon correspond directement avec les résultats des équations (1) et (2) lorsque les 1 mL de culture et 1 mL de tampon d’extraction sont utilisés pour l’analyse. En cas d’utilisation de différents volumes d’échantillons de cyanobactéries et/ou tampon PBS, la concentration de pigment final devrait être calculée selon l’équation (3) :
    figure-protocol-5975(3)
    Remarque : Dans le cas d’une teneur en phycobiliprotein normalisant par poids sec de cellule, la concentration de pigment final devrait être calculée selon l’équation (4)figure-protocol-6217 (4)

5. détermination de la masse sèche de cellulaire (facultative)

  1. Peser trois tubes vides de coffre-fort-serrure sur balances analytiques.
    ATTENTION : Il est essentiel que les tubes de coffre-fort-serrure sont secs. En cas de stockage les tubes dans un environnement humide, sécher les tubes pendant plusieurs heures dans un séchoir avant la pesée de leur gel. Manipuler les tubes doucement et uniquement avec les mains gantées poudré pour éviter tout contact entre le matériel et les doigts du chercheur. Gardez tous les détenteurs et centrifuger propre afin d’éviter le transfert de matériel aux tubes.
  2. 1 x 15 mL de suspension de la culture au tube conique de 15 mL de l’échantillon.
  3. Centrifuger la suspension bactérienne dans les tubes coniques 15 mL à 4 000 x g à la température de laboratoire pendant 10 min. équilibre le rotor de la centrifugeuse avec trois autres tubes coniques 15 mL, chaque contenant 15 mL d’eau. Après centrifugation, éliminer 12 mL du surnageant.
  4. Resuspendre le culot dans le surnageant restant et transfert 3 x 1 mL du mélange à trois tubes de coffre-fort-serrure de 1,5 mL avec une pipette. Dans le cas où certains restes de la pastille restent dans le tube conique de 15 mL, ajouter 1,5 mL d’eau désionisée au tube à fond conique, vortex ou secouer le tube pour remettre en suspension les autres pellets et transférer 3 x 0,5 mL du mélange dans les trois tubes de coffre-fort-serrure de 1,5 mL (déjà containi ng 3 x 1 mL de l’extrait concentré) avec une pipette.
    NOTE : Divisant le culot sur trois tubes de coffre-fort-serrure de 1,5 mL permettra l’estimation d’erreur technique de la mesure de poids sec.
  5. Centrifuger les cellules dans des tubes de coffre-fort-serrure de 1,5 mL à 15 000 x g à la température du laboratoire pendant 5 min. équilibre le rotor de la centrifugeuse avec un tuyau additionnel de coffre-fort-serrure de 1,5 mL contenant 1 mL d’eau. Après la centrifugation, jeter le surnageant.
  6. Placer les échantillons dans le congélateur. Pour le stockage à long terme, conserver les échantillons à-80 ° C ; pour le stockage à court terme,-20 ° C est suffisante.
  7. Lyophiliser les échantillons du jour au lendemain. Pour un bon processus de lyophilisation, maintenir la température du condenseur sèche-linge gel au-dessous de-90 ° C et la pression dans la chambre de lyophilisateur autour de 1 hPa.
  8. Après lyophilisation, fermer les tubes et peser les échantillons sur les balances analytiques.
    Remarque : La valeur de poids sec utilisable pour la normalisation de la teneur en phycobiliprotein par le poids sec de cellule.

Résultats

Pour les essais de la méthode initiale, Synechocystis a été cultivé comme cultures en batch en Erlenmeyers sur un agitateur BG11 culture moyenne20 (additionné de 17 mM HEPES) à 25 ° C, sous une lumière blanche chaude d’une intensité de 50 µmol (photons) / (m 2·s) et avec 1 % de CO2 dans l’atmosphère de culture. Au cours de la culture, les cultures ont été échantillonnés à tubes safe-lock et centrifugé (15 000 x <...

Discussion

Ce protocole décrit une méthode simple, rapide et reproductible pour la quantification de la teneur en phycobiliprotein dans la cyanobactérie modèle Synechocystis. Plusieurs méthodes d’homogénéisation de la cellule, d’extraction de protéine et quantification de phycocyanine et allophycocyanin sont comparés, et le protocole final représente une combinaison des mesures optimales de chaque procédure unique. Comme les données représentatives, le contenu des phycobiliprotéines a été quantifié dan...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Le protocole a été adopté dans une précédente publication11. T. Z., Ch. D. et J. Č. appuyés par le ministère de l’éducation, de jeunesse et de Sports de la République tchèque au sein du Programme National de développement durable j’ai (NPU j’ai), accorder le numéro LO1415. J. Č. était également soutenue par GA CR, numéro 18-24397S de la licence. Accès aux outils ou autres installations était soutenue par l’infrastructure de recherche tchèque pour la biologie des systèmes C4SYS (aucune LM2015055 du projet). M. A. S. a été financée par une subvention de la Fondation de la Science russe [n ° 14-14-00904].

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Synechocystis sp. PCC 6803Institut Pasteur, Paris, France6803Cyanobacterium strain
Roti-CELL PBSCarl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany9143.1Phosphate-Buffered Saline (PBS) solution, pH 7.4
Eppendorf safe-lock tubes Eppendorf, Hamburk, Germany30120086Safe-lock tubes 1.5 ml
VWR 80-Place Storage SystemVWR International, Radnor, Pennsylvania, USA30128-282Holder for safe-lock tubes 
RAININ 100 µl -1000 µl Mettler-Toledo, Columbus, Ohio, USA17014382Pipette
GP-LTS-A-1000µL-/F-768/8Mettler-Toledo, Columbus, Ohio, USA30389272Pipette tips
Rotina 420RHettich, Kirchlengern, Germany4701Refrigerated centrifuge for 1.5 ml safe-lock tubes and 15 ml conical centrifuge tubes
LCexv 4010Liebherr, Bulle, Switzerland9005382197172Refrigerator and freezer -20 °C
Revco ExF -86°C Upright Ultra-Low Temperature FreezerThermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAEXF24086V Freezer -80 °C
CoolSafeLaboGene, Lillerød, Denmark7.001.000.615Freeze dryer 
UV-2600Shimadzu, Kyoto, JapanUV-2600Spectrophotometer 
Hellma absorption cuvettes, semi MicroSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USAZ600288 VIS/UV-VIS semi-micro cuvettes 0.75-1.5 ml, spectral range 200-2500 nm 
Silamat S6Ivoclar Vivadent, Schaan, Liechtenstein602286WUHomogenizer 
Solid-glass beadsSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USAZ273627Glass bead of the diameter 2 mm
CPA225D-0CESartorius AG, Göttingen, GermanySECURA225D-1OBRAnalytical balances
C-Phycocyanin from Spirulina sp. Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USAP2172Phycocyanin standard
AllophycocyaninSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USAA7472Allophycocyanin standard
Bicinchoninic Acid Kit Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USABCA1, B9643Complete kit for total proteins determination
AlgaeTron Photon System Instruments Ltd., Drásov, Czech RepublicAG 130-ECO Cultivation chamber for E. flasks, with controllable light and atmosphere
PhotobioreactorPhoton System Instruments Ltd., Drásov, Czech RepublicFMT-150Cultivation equipment for cyanobacteria and algae with completely controllable environment
Cellometer Nexcelom Bioscience, Lawrence, Massachusetts, USAAuto M10Cell counter
Corning 15 mL centrifuge tubesSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USACLS430791 15 ml Centrifuge tube for dry weigth sampling
Herasafe KSThermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA51024579Laminar flow hood

Références

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