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Method Article
La membrane chorio-allantoïdienne (CAM) de l’embryon aviaire est un outil très utile et applicable pour divers domaines de recherche. Un modèle ex ovo spécial de CAM de caille japonaise convient à l’investigation de traitement photodynamique.
La membrane chorio-allantoïdienne (CAM) d’un embryon aviaire est une fine membrane extraembryonnaire qui fonctionne comme un organe respiratoire primaire. Ses propriétés en font un excellent modèle expérimental in vivo pour étudier l’angiogenèse, la croissance tumorale, les systèmes d’administration de médicaments ou le diagnostic photodynamique (PDD) et la thérapie photodynamique (PDT). Dans le même temps, ce modèle répond à la nécessité de remplacer les animaux de laboratoire par une alternative appropriée. L’embryon cultivé ex ovo permet une application, un accès, une surveillance et une documentation faciles de la substance. Le plus fréquemment utilisé est le poussin CAM; cependant, cet article décrit les avantages de la FAO de caille japonaise en tant que modèle à faible coût et à haut débit. Un autre avantage est le développement embryonnaire plus court, qui permet un renouvellement expérimental plus élevé. La pertinence de la MCP de caille pour le TDP et la TPD du cancer et des infections microbiennes est explorée ici. À titre d’exemple, l’utilisation de l’hypericine photosensibilisatrice en combinaison avec des lipoprotéines ou des nanoparticules comme système d’administration est décrite. Le score de dommages à partir d’images en lumière blanche et de changements dans l’intensité de fluorescence du tissu CAM sous lumière violette (405 nm) a été déterminé, ainsi que l’analyse des coupes histologiques. La CAM de caille a clairement montré l’effet de la PDT sur le système vasculaire et les tissus. De plus, des changements tels qu’une hémorragie capillaire, une thrombose, une lyse de petits vaisseaux et un saignement de vaisseaux plus gros ont pu être observés. La MCP de caille japonaise est un modèle in vivo prometteur pour le diagnostic photodynamique et la recherche thérapeutique, avec des applications dans les études de l’angiogenèse tumorale, ainsi que dans la thérapie antivasculaire et antimicrobienne.
Le modèle de membrane chorio-allantoïdienne (CAM) de poulet est bien connu et largement utilisé dans divers domaines de recherche. C’est un organe extraembryonnaire richement vascularisé qui assure les échanges gazeux et le transport des minéraux1. Grâce à la transparence et à l’accessibilité de cette membrane, les vaisseaux sanguins individuels et leurs changements structurels peuvent être observés en temps réel2. Malgré les avantages, la MCP des poussins présente également certaines limites (p. ex., des installations d’élevage plus grandes, la production d’œufs et la consommation d’aliments) qui pourraient être évitées en utilisant d’autres espèces aviaires. Dans ce protocole, un modèle alternatif ex ovo CAM utilisant un embryon de caille japonaise (Coturnix japonica) est décrit. En raison de sa petite taille, il permet l’utilisation d’un nombre beaucoup plus important d’individus expérimentaux que le poulet CAM. De plus, le développement embryonnaire plus court de 16 jours des embryons de caille est un autre avantage. Les premiers vaisseaux plus gros sur la CAM de caille apparaissent le jour embryonnaire (ED) 7. Cela peut être directement comparé au développement de l’embryon de poussin (stades 4-35); Cependant, les stades ultérieurs de développement ne sont plus comparables et nécessitent moins de temps pour l’embryon de caille3. Il est intéressant de noter l’apparition régulière de ramifications microvasculaires similaires à celles des CAM 4,5,6 chez le poulet. La maturation sexuelle rapide, la production élevée d’œufs et l’élevage à faible coût sont d’autres exemples qui favorisent l’utilisation de ce modèle expérimental7.
Un modèle de MCP aviaire est souvent utilisé dans les études de thérapie photodynamique (PDT)8. La PDT est utilisée pour traiter plusieurs formes de cancer (petites tumeurs localisées) et d’autres maladies non oncologiques. Son principe réside dans l’administration d’un médicament fluorescent, un photosensibilisant (PS), au tissu endommagé et son activation avec la lumière de la longueur d’onde appropriée. Un PS potentiel utilisé dans la recherche est l’hypéricine, isolée à l’origine de la plante médicinale millepertuis (Hypericum perforatum)9. Les forts effets photosensibilisants de ce composé sont basés sur ses propriétés photochimiques et photophysiques. Ceux-ci sont caractérisés par de multiples pics d’excitation de fluorescence dans la gamme 400-600 nm, qui induisent l’émission de fluorescence à environ 600 nm. Les maxima d’absorption de l’hypéricine dans la bande spectrale sont dans la gamme 540-590 nm, et les maxima de fluorescence sont dans la gamme 590-640 nm9. Pour obtenir ces effets photosensibilisants, l’hypéricine est excitée par la lumière laser à une longueur d’onde de 405 nm après administration locale10. En présence de lumière, l’hypéricine peut présenter des effets virucides, antiprolifératifs et cytotoxiques11, alors qu’il n’y a pas de toxicité systémique, et elle est rapidement libérée de l’organisme. L’hypéricine est une substance lipophile qui forme des agrégats insolubles dans l’eau et non fluorescents, c’est pourquoi plusieurs types de nanotransporteurs, tels que les nanoparticules polymères 12,13 ou les lipoprotéines de haute et basse densité (HDL, LDL)14,15, sont utilisés pour aider à sa livraison et à sa pénétration dans les cellules. Étant donné que la MCA est un système naturellement immunodéficient, les cellules tumorales peuvent être implantées directement sur la surface de la membrane. Le modèle est également bien adapté pour enregistrer l’étendue des lésions vasculaires induites par la PDT selon un score définide 16,17. Une lumière de plus faible intensité par rapport à la PDT peut être utilisée pour le diagnostic photodynamique (TED). La surveillance du tissu sous excitation violette La lumière LED conduit également à la photoactivation des photosensibilisateurs18,19,20 qui entraîne une émission de lumière fluorescente, mais elle ne fournit pas assez d’énergie pour démarrer une réaction PDT et endommager les cellules. Il en fait un bon outil pour la visualisation et le diagnostic des tumeurs ou la surveillance de la pharmacocinétique des PSs14,15 utilisés.
Cet article décrit la préparation du test CAM ex ovo de caille avec des taux de survie supérieurs à 80%. Cette culture ex ovo a été appliquée avec succès dans un grand nombre d’expériences.
La recherche a été réalisée conformément aux lignes directrices institutionnelles. Tout l’équipement et les réactifs doivent être autoclavés ou stérilisés avec de l’éthanol à 70 % ou de la lumière UV.
1. Incubation des œufs
2. Préparation de la culture ex ovo
NOTE: Après l’incubation initiale, les œufs conviennent au démarrage de la culture ex ovo .
Figure 1 : Préparation de la culture ex ovo. (A) Œufs de caille japonaise tels qu’ils sont entreposés et incubés. (B) Désinfection de la surface des œufs à l’éthanol. (C) La coquille d’œuf est coupée avec des ciseaux. (D) Le contenu de l’œuf est vidé dans le puits. (E) Embryon de 3 jours correctement préparé, avec un système vasculaire CAM en développement. F) Plaques de culture stockées dans un incubateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Plaque de culture à 6 puits avec des embryons et des anneaux en silicone placés sur le dessus. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Inoculation des cellules tumorales
REMARQUE: Toutes les procédures nécessitent l’utilisation d’une armoire à flux laminaire stérile.
Figure 3 : Inoculation de la MCP avec des tumeurs. (A) Aspiration de sphéroïdes avec une pipette, et (B) implantation sur la surface CAM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
4. Application de photosensibilisateur
5. PDD et PDT
Figure 4 : Traitement de la FAO à la lumière laser. Cette photo a été prise à des fins d’illustration. Pour PDD ou PDT, la pièce doit être sombre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
6. Préparation de la MCP en vue d’une évaluation plus approfondie
Figure 5 : Tissu CAM pour l’analyse fractale. Après la PDT, la FAO est fixée, montée sur une lame et séchée pour l’analyse fractale. La photo a été prise en lumière blanche à l’aide d’un transilluminateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
La localisation de la tumeur sur la surface CAM est difficile en lumière blanche. Le photosensibilisateur (ici, l’hypéricine) utilisé dans le PDD devrait être absorbé sélectivement par la tumeur et aide à visualiser la tumeur. L’ajout d’hypéricine et l’utilisation de la lumière fluorescente (par exemple, 405 nm) ont très bien montré la position de la tumeur (carcinome épidermoïde TE1) (Figure 6A). L’analyse histologique a montré que les cellules tumorales vitales enva...
Pour une culture ex ovo réussie, il est important de suivre le protocole ci-dessus. De plus, si les œufs ne sont pas ouverts assez soigneusement ou s’il n’y a pas suffisamment d’humidité pendant la culture, le sac de jaune colle à la coquille et se rompt souvent. Le début d’une culture ex ovo au moment d’environ 60 h d’incubation des œufs assure le taux de survie élevé des embryons, car ils sont déjà assez grands pour survivre à la manipulation. Aux stades ultérieurs du développ...
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.
Les travaux ont été soutenus par VEGA 2/0042/21 et APVV 20-0129. La contribution de V. Huntošová est le résultat de la mise en œuvre du projet: Communauté scientifique ouverte pour la recherche interdisciplinaire moderne en médecine (acronyme: OPENMED), ITMS2014+: 313011V455 soutenu par l’infrastructure intégrée du programme opérationnel, financé par le FEDER.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
6-Well Cell Culture Plate | Sarstedt | 83.392 | Transparent polystyrene, sterile |
CO2 Incubator ESCO CCL-0508 | ESCO, Singapore | CCL-050B-8 | CO2 cell culture incubator |
cryocut Leica CM 1800 | Reichert-Jung, USA | ||
digital camera Canon EOS 6D II | Canon, Japan | ||
diode laser 405 nm | Ocean Optics, USA | ||
DMSO | Sigma-Aldrich | 67-68-5 | dimethyl sulfoxid |
eosin | Sigma-Aldrich | 15086-94-9 | |
ethanol | Sigma-Aldrich | 64-17-5 | |
fine brush size 2 | Faber-Castell | 281802 | brush for CAM separation and manipulation |
glutaraldehyde | Sigma-Aldrich | 111-30-8 | |
hematoxylin | Sigma-Aldrich | 517-28-2 | |
hypericin | Sigma-Aldrich | 84082-80-4 | |
incubator Bios Midi | Bios Sedl![]() | Forced draught incubator for initial incubation | |
incubator Memmert IF160 | Memmert, Germany | Forced air circulation incubator for CAM incubation | |
Kaiser slimlite plano, LED light box | Kaiser, Germany | 2453 | Transilluminator |
LED light 405 nm | custom made circular LED light | ||
macro lens Canon MP- E 65 mm f/2.8 | Canon, Japan | ||
microscope Kapa 2000 | Kvant, Slovakia | optical microscope | |
microtome Auxilab 508 | Auxilab, Spain | manual rotary microtome | |
paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 30525-89-4 | |
Paraplast Plus | Sigma-Aldrich | P3683 | parafin medium for tissue embedding |
PBS | Sigma-Aldrich | P4417 | Phosphate saline buffer |
scissors Castroviejo | Orimed | OR66-108 | micro scissors for CAM separation |
software ImageJ 1.53 | public domain | image processing and analysis program | |
stock solution HDL | Sigma-Aldrich | 437641-10MG | high density lipoproteins |
stock solution LDL | Sigma-Aldrich | 437644-10MG | low density lipoproteins |
Tissue-Tek O.C.T. Compound | Sakura Finetek | 4583 | Optimal Cutting Temperature Compound 118 mL squeeze bottles |
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