Intubation endotrachéale utilisant un endoscope d’intubation flexible comme modèle normalisé pour la gestion sécuritaire des voies respiratoires chez les porcs

Résumé

L’utilisation de porcs dans la recherche a augmenté ces dernières années. Néanmoins, les porcs sont caractérisés par une anatomie difficile des voies respiratoires. En démontrant comment effectuer une intubation endotrachéale guidée par endoscopie, le présent protocole vise à accroître davantage la sécurité des animaux de laboratoire afin d’éviter la souffrance animale et la mort inutile.

Résumé

L’intubation endotrachéale est souvent une exigence de base pour la recherche translationnelle dans des modèles porcins pour diverses interventions qui nécessitent une voie respiratoire sécurisée ou des pressions de ventilation élevées. L’intubation endotrachéale est une compétence difficile, nécessitant un nombre minimum d’intubations endotrachéales réussies pour atteindre un taux de réussite élevé dans des conditions optimales, ce qui est souvent irréalisable pour les chercheurs non anesthésiologistes. En raison de l’anatomie spécifique des voies respiratoires porcines, on peut généralement supposer une voie respiratoire difficile. L’impossibilité d’établir une voie aérienne sûre peut entraîner des blessures, des événements indésirables ou la mort de l’animal de laboratoire. En utilisant une approche d’évaluation prospective, randomisée et contrôlée, il a été démontré que l’intubation endotrachéale assistée par fibre optique prend plus de temps, mais a un taux de réussite de premier passage plus élevé que l’intubation conventionnelle sans provoquer de baisses cliniquement pertinentes de la saturation en oxygène. Ce modèle présente un schéma posologique normalisé pour l’intubation endotrachéale guidée par endoscopie, fournissant une voie respiratoire sécurisée, en particulier pour les chercheurs qui sont inexpérimentés dans la technique d’intubation endotrachéale par laryngoscopie directe. Cette procédure devrait réduire au minimum la souffrance animale et les pertes inutiles d’animaux.

Introduction

L’intubation endotrachéale est souvent une exigence de base pour la recherche translationnelle dans des modèles porcins pour diverses interventions qui nécessitent des voies respiratoires sécurisées ou des pressions de ventilation élevées (comme la ventilation pendant la réanimation cardiorespiratoire¹ ou le syndrome de détresse respiratoire aiguë²) ou qui exigent que le flux sanguin cérébral ne soit pas compromis par la compression interne par des dispositifs des voies respiratoires supraglottiques³ , qui sont parfois multipliés comme solutions de remplacement dans le contexte d’une difficulté anticipée des voies respiratoires chez les porcs ^4,5.

Alors que la physiologie pulmonaire des porcs présente des caractéristiques similaires à celles des humains⁶, la sécurisation des voies respiratoires est parfois beaucoup plus difficile⁷ en raison de différences spécifiques dans l’anatomie orotrachéale porcine. Le museau d’un porc a une ouverture étroite avec une très grande langue, le larynx est extrêmement mobile et l’épiglotte est relativement grande, avec une extrémité libre qui s’étend jusqu’au palais mou. Caudally, le larynx forme un angle obtus avec la trachée. Les cartilages aryténoïdes sont gros⁸. La partie la plus étroite des voies respiratoires se trouve au niveau sous-glottique⁹, comparable à l’anatomie des voies respiratoires des enfants¹⁰. Comme le larynx chez le porc est très mobile, il y a un risque que l’extrémité du tube endotrachéal passe par les cordes vocales mais que le larynx ne soit déplacé caudale que de plusieurs centimètres maximum, ce qui peut être confondu avec une intubation correcte ^8,11. De plus, l’intubation œsophagienne est un risque courant lorsqu’il s’agit de la gestion des voies respiratoires porcines¹².

Les taux d’intubations endotrachéales difficiles ou impossibles avec un impact négatif correspondant sur l’expérience ou une mortalité précoce n’ont pas été systématiquement enregistrés, mais plusieurs rapports de cas ont été publiés^13,14. Chez l’homme, il est possible d’utiliser un endoscope d’intubation flexible dans le contexte d’une intubation conventionnelle étonnamment difficile¹⁵. Diverses fausses intubations précèdent souvent cette mesure. Ces tentatives d’intubation répétées sont associées à des événements indésirables chez l’homme16,17^, en particulier des complications des voies respiratoires ¹⁸. De tels événements sont délétères chez les animaux d’essai puisque, dans le cas le plus simple, ils représentent une variable de confusion dans l’expérience; Dans le pire des cas, ils peuvent entraîner la perte inutile de l’animal.

La présente étude a développé un modèle basé sur les lignes directrices pour la gestion difficile des voies respiratoires chez les humains 15,19,20,21,22,23,24. Auparavant, une technique similaire a été décrite pour l’apprentissage de l’intubation par fibre optique dans des études humaines^25,26. Le protocole présenté dans ce rapport vise à fournir un modèle d’intubation normalisé et facile à adapter qui permet également aux non-spécialistes des voies respiratoires d’effectuer une intubation endotrachéale réussie et sûre chez les porcs.

Protocole

Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité national et institutionnel pour la protection des animaux (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblence, Allemagne; approbation n° G20-1-135). Les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE. Dans l’ensemble, 10 porcs mâles anesthésiés (Sus scrofa domestica) pesant en moyenne 30 kg ± 2 kg et âgés de 12 à 16 semaines ont été utilisés pour la présente étude.

1. Préparation des animaux

1. Maintenez un environnement normal pour les animaux afin de minimiser le stress. Retenir la nourriture 6 h avant l’expérience prévue pour réduire le risque d’aspiration, mais permettre l’accès à l’eau.
2. Sédater les porcs avec une injection combinée de midazolam (0,5 mg/kg) et d’azapérone (2-3 mg/kg) (voir le tableau des matières) dans le muscle fessier ou le cou avec une aiguille (20 g) pour injection intramusculaire. Laissez les animaux tranquilles jusqu’à ce que la sédation s’installe (15-20 min).
   NOTE: Selon les réglementations nationales, l’administration d’agents sédatifs peut faire l’objet d’un examen minutieux et peut ou non nécessiter la supervision d’un vétérinaire qualifié. Consultez les autorités locales avant de planifier les expériences.
3. Transporter les animaux sous sédation des écuries au laboratoire. Le temps de transport ne doit pas dépasser le temps de sédation adéquat (ici, 30-60 min). Assurez-vous d’une rétention suffisante de la chaleur pour que l’animal ne devienne pas hypothermique (c.-à-d. en dessous de 38 °C), par exemple en recouvrant le corps d’une couverture en fonction de la température extérieure.
4. À l’aide d’un capteur (voir le tableau des matériaux) fixé à l’oreille ou à la queue, surveillez la saturation périphérique en oxygène (SpO₂).
5. Désinfecter la peau avec un désinfectant (alcoolique) avant d’insérer une canule veineuse périphérique (22 G) dans une veine auriculaire. Vaporisez la zone, essuyez une fois, puis vaporisez à nouveau, et laissez le désinfectant sécher. Fixez la canule auriculaire avec un pansement (voir le tableau des matériaux).

2. Anesthésie et ventilation mécanique

1. Administrer l’analgésie par injection intraveineuse de 4 μg/kg de fentanyl. Induire l’anesthésie par injection intraveineuse de 3 mg/kg de propofol (voir le tableau des matières).
   REMARQUE: En raison de l’application du bolus, le médicament inonde rapidement le compartiment actif, fournissant un début rapide d’anesthésie profonde.
2. Placez le porc sur une civière en décubitus dorsal et fixez-le avec des bandages. Appliquer un relaxant musculaire par injection intraveineuse de 0,5 mg/kg d’atracurium (voir le tableau des matières).
3. Commencez instantanément une ventilation non invasive à l’aide d’un masque de ventilation pour chien (voir le tableau des matériaux) ou de modèles similaires. Pour assurer un ajustement serré du masque, placez l’éminence thénar et les pouces des deux mains sur le masque tout en effectuant une poussée de la mâchoire avec les doigts restants.
   NOTE: Paramètres de ventilation: FiO 2 (fraction inspiratoire d’oxygène) = 100%, pression inspiratoire de pointe = <20 cmH 2 0, fréquence respiratoire = 18-20 respirations / min, PEP (pression expiratoire positive) = 5 cmH₂ 0.
4. Maintenir l’anesthésie par perfusion continue de 0,1-0,2 mg/kg/h de fentanyl et de 8-12 mg/kg/h de propofol. Commencer à perfuser avec 5 mL/kg/h de solution électrolytique équilibrée (voir le tableau des matières) en continu. Maintenez constamment une profondeur d’anesthésie adéquate.
   REMARQUE: Les paramètres de substitution pour cela sont l’absence de mouvement, le manque d’efforts respiratoires propres après l’intubation et l’absence d’une augmentation soudaine de la fréquence cardiaque. Si possible, évitez la relaxation musculaire permanente pour permettre des réactions motrices comme un signe de profondeur insuffisante de l’anesthésie.

3. Intubation endotrachéale

1. Demandez à un assistant de se tenir sur le côté gauche de la tête. Demandez à la main gauche de l’assistant d’ouvrir la bouche et de pincer la langue vers l’extérieur et de la laisser avec une compresse. Demandez à l’assistant d’appuyer sur la lèvre supérieure droite avec l’index droit pour offrir une meilleure ouverture de la bouche.
2. Effectuer une laryngoscopie directe. Pour ce faire, insérez le laryngoscope (voir Tableau des matériaux) dans le côté droit de la bouche et poussez-le vers l’avant tout en poussant la langue vers la gauche. Avancez la pointe du laryngoscope jusqu’à ce qu’elle repose dans la vallecule épiglotte.
   REMARQUE: L’épiglotte obscurcit généralement la glotte en collant au palais mou.
3. Écartez délicatement l’épiglotte à l’aide d’un fil de guidage tubulaire (voir Tableau des matériaux) en effectuant un léger mouvement d’écoulement de l’évidement piriforme droit vers la gauche le long du palais mou.
4. Passez la poignée du laryngoscope à l’assistant pour le fixer dans la position actuelle.
5. Maintenant, prenez l’endoscope à intubation flexible sur lequel un tube endotrachéal a déjà été monté et qui est connecté à un moniteur vidéo. Insérez l’endoscope par voie orale et avancez-le sur la base de la langue jusqu’à ce que la glotte soit visualisée.
   REMARQUE : Pour éviter la formation de buée de la caméra, l’application préalable d’agents antibuée (voir le tableau des matériaux) est recommandée.
6. Faire avancer l’endoscope entre les ligaments vocaux dans la trachée. Confirmer l’anatomie de la trachée en identifiant visuellement les anneaux cartilagineux et la pars membranacea. Faites avancer l’endoscope jusqu’à ce qu’il repose au-dessus de la carène. Essayez de ne pas toucher la muqueuse sensible avec l’extrémité de l’endoscope pour éviter l’enflure et les saignements.
7. Tout en maintenant la position de l’endoscope, avancez le tube endotrachéal jusqu’à ce qu’il devienne visible sur l’image de la caméra.
   REMARQUE: Si le tube endotrachéal ne peut pas être avancé à travers le plan glottique, il est possible qu’il se soit pris sur le cartilage aryténoïde. Dans ce cas, le tube endotrachéal doit être retiré de 1 cm et tourné de 90° avant d’avancer doucement à nouveau. Si nécessaire, cette manœuvre peut être répétée. Des calibres similaires d’endoscope à intubation flexible et de tube endotrachéal peuvent minimiser le risque que ce problème se produise. Si le tube endotrachéal ne peut pas être avancé malgré cette manœuvre, il est probable que l’étroitesse sous-glottique - la partie la plus étroite du larynx porcin - ne puisse pas être dépassée. Dans ce cas, une taille de tube endotrachéal plus petite doit être sélectionnée. Les tubes endotrachéaux réguliers disponibles dans le commerce dans des tailles 6,5 cm ou 7,0 cm ID devraient pouvoir passer la glotte tant qu’aucune anomalie anatomique n’est présente. Les exigences en matière de taille de sonde endotrachéale varient en fonction de la taille et de la race du porcelet.
8. Retirer l’endoscope d’intubation flexible tout en maintenant la position du tube endotrachéal.
9. À l’aide d’une seringue de 10 mL, gonfler le brassard avec 10 mL d’air. Contrôlez la pression du brassard avec un gestionnaire de brassard (valeur cible : 30_cmH2O, voir tableau des matériaux).
10. Confirmer la mise en place correcte de la sonde endotrachéale et une ventilation adéquate par une expiration périodique et régulière du dioxyde de carbone par capnographie²⁴ et une ventilation double face par auscultation¹⁵.
11. Commencer la ventilation mécanique après avoir connecté le tube à un ventilateur (PEP = 5_cmH2O, fréquence respiratoire = variable pour obtenir un CO 2 en fin de marée de <6 kPa, généralement 30-50 min⁻¹, FiO 2 = 0,4, I:E (rapport inspiration/péripération) = 1:₂, volume courant = 6-8 mL/kg).
12. Élargir la surveillance (p. ex., établissement d’une mesure intra-artérielle de la pression artérielle, installation d’un cathéter artériel veineux ou pulmonaire central²⁷) ou poursuivre l’intervention.
    NOTE: En fonction de la question des expériences ultérieures, définir des valeurs limites pour les paramètres vitaux et les options d’intervention et établir la surveillance en conséquence dans le protocole d’étude.

Résultats

L’intubation endotrachéale a été réalisée sur 10 porcs mâles (âgés de 12 à 16 semaines, poids 30 kg ± 3 kg) dans le cadre d’une étude prospective, randomisée et contrôlée. Les porcs ont été randomisés en deux groupes : l’un était intubé par laryngoscopie conventionnelle (groupe IC) et l’autre groupe était intubé assisté par un endoscope à intubation flexible tel que décrit dans le protocole (groupe FIE). L’affectation de groupe a été faite en tirant des enveloppes scellées. L...

Discussion

Dans des études antérieures, notre groupe de recherche a déjà décrit des détails spécifiques concernant les avantages translationnels du modèle porcin 2,27,32,33. En règle générale, la réduction du niveau de stress de l’animal et de la douleur inutile devrait faire partie intégrante de tout protocole d’étude et est primordiale pour générer des données reproductibles de mani...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Ambu aScope Regular	Ambu GmbH, Medizinprodukte, Bad Nauheim, Germany		Disposable fiber optic outer diameter 5 mm
Ambu aView Monitor	Ambu GmbH, Medizinprodukte, Bad Nauheim, Germany		monitor
Atracurium Hikma 50 mg/5mL	Hikma Pharma GmbH, Martinsried		atracurium
Azaperone (Stresnil) 40mg/mL	Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany		azaperone
BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL	Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain		syringe
BD Luer Connecta	Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden		3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G	Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain		cannula
Curafix i.v. classics	Lohmann & Rauscher International GmbH & Co. KG, Rengsdorf, Germany		Cannula retention dressing
Engström Carestation	GE Heathcare, Madison USA		ventilator
Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL	Janssen-Cilag GmbH, Neuss		fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3	Rüsch		endotracheal tube introducer
IBM SPSS Statistics for Windows, Version 20	IBM SPSS Statistics for Windows, Version 20.0. Armonk, NY: IBM Corp.)		Statistical software
Incetomat-line 150 cm	Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH		perfusor line
Intrafix Primeline	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany		Infusion line
JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe	JOZA, München, Germany		disposable gloves
Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000	Medicon		Laryngoscope handle
Littmann Classic III Stethoscope	3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany		stethoscope
Luer Lock	B.Braun Melsungen AG, Germany
Maimed Vlieskompresse	Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany		Fleece compress to fix the tongue
Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor	Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA		saturation clip for the tail
Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor	Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA		Saturation clip for the ear
Masimo Radical 7	Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA		periphereal oxygen saturation
Midazolam 15 mg/3 mL	Hameln Pharma GmbH, Hameln, Germany		midazolam
Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005	Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA		dog ventilation mask
Octeniderm farblos	Schülke & Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany		Alcoholic disinfectant
Original Perfusor syringe 50 mL	B.Braun Melsungen AG, Germany		perfusor syringe
Perfusor FM Braun	B.Braun Melsungen AG, Germany		syringe pump
Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks)	Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH		propofol
RÜSCH Führungsstab für Endotrachealtubus (ID 5.6 mm)	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia		PVC coated tube guiding wire
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/6.5 /7.0 mm	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia		endotracheal tube
Stainless Macintosh Größe 4	Welch Allyn69604		blade for laryngoscope
Sterofundin	B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany		Balanced electrolyte solution
Ultrastop Antibeschlagmittel bottle with dropper 25 mL	Sigmapharm Arzneimittel GmbH, Wien, Austria		Antifog agent
Vasofix Safety 22 G-16 G	B.Braun Melsungen AG, Germany		venous catheter
VBM Cuff Manometer	VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany		cuff pressure gauge
Zelette	Lohmann & Rauscher International GmbH & Co. KG, Rengsdorf, Germany		Tissue swab