Cette recherche a été financée par le Ministère fédéral allemand de l&#39;Éducation et de la Recherche (BMBF) financé &quot;Foie Virtual Network&quot;. Je tiens à remercier Frank Schubert et René Gumpert du centre des médias de l&#39;Hôpital de l&#39;Université d&#39;Iéna pour leur aide dans la production de la vidéo et la création de l&#39;animation et Isabel Jank pour l&#39;enregistrement audio.

Logement et toutes les procédures ont été réalisées en conformité avec la législation allemande bien-être animal. 1 Capteurs d&#39;étalonnage (Suivre les instructions du fabricant pour les capteurs d&#39;étalonnage) 1.1) calibrage Millar de cathéter. Faites tremper la pointe du cathéter dans l&#39;eau stérile ou une solution saline pendant 30 minutes avant et d&#39;étalonnage de l&#39;équilibre (zéro). <ol><li> Connectez le capteur millar au canal de millar1 de l&#39;amplificateur de pont et insérer l&#39;extrémité du capteur millar dans la colonne d&#39;eau. </li><li> Réglez la valeur de la colonne d&#39;eau à 0 cmH 2 O. Dans la fenêtre du logiciel d&#39;analyse de données, choisissez pont amplifier et zéro il. La valeur de référence 0 cmH 2 O peut être réglé. </li><li> Réglez la valeur de la colonne d&#39;eau à 20 cmH 2 O. Exécutez l&#39;analyse des données fenêtre du logiciel progrès, et de s&#39;arrêter. Choisissez «unités» dans la fenêtre de pont amplifier, mettre la base de 0 et 20 cmH 2 O en conséquence. Réglez le &quot;unité&quot; à cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibrer le millar2 pour mesurer la PAC de la même manière (mettre deux lignes de base 90 et 110 cmH 2 O). </li></ol> 1.2) l&#39;étalonnage de la sonde de débit sanguin <ol><li> Placez la sonde dans l&#39;eau déminéralisée. Connectez la sonde avec transsonique système de sonde de débit. </li><li> Dans la fenêtre du logiciel d&#39;analyse de données, choisissez Entrée amplifier à zéro de la sonde de débit. Réglez les unités. </li><li> Appuyez sur le bouton de «canal de test&quot; pour recueillir le signal: si le signal a 3-4 barres, cela signifie que le signal est bon. Dans le cas où un bon signal est acquis, la procédure peut être poursuivie. </li><li> Appuyez sur le bouton de &quot;zéro canal&quot; et le canal de l&#39;échelle pour voir si la valeur a été calibré ou non. </li><li> Appuyez sur le bouton de «mesurer canal&quot; pour mesurer plus tard. </li></ol> 2 Préparer la souris pour la procédure chirurgicale <ol><li> Passer la souris dans une chambre d&#39;induction et anesthésier la souris avec 2% d&#39;isoflurane et0,3 ml / min d&#39;oxygène. L&#39;opération peut être effectuée si le pincement pincée réflexe de retrait de la souris est absent. </li><li> Raser la fourrure des régions chirurgicales, qui comprennent le cou et l&#39;abdomen gauche. </li><li> Placez la souris sur la table d&#39;opération et fixer à l&#39;aide de bandes. Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la période d&#39;exploitation. </li><li> Placer un coussin de gaze sous le cou pour une exposition optimale de la zone de cou de fonctionnement. </li><li> Désinfecter le domaine de l&#39;exploitation et placer gazes stériles pour couvrir la souris ne laissant le champ opératoire ouvert. </li></ol> 3. paramètres vitaux mesure <ol><li> Insérer les aiguilles de l&#39;ECG sous-cutanée dans les pattes de souris. </li><li> Placer le capteur respiratoire sous le dos de la souris. </li><li> Placer la sonde de température dans le rectum de la souris. </li><li> température de l&#39;enregistrement, l&#39;ECG et la fréquence respiratoire de la souris dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4. cou Opération SSurveillance cardiovasculaire ystemic 4.1) dissection de navire <ol><li> Identifier la ligne médiane du cou, le point milieu de la clavicule, l&#39;angle de la mandibule. </li><li> Faire une incision longitudinale de 2 cm de l&#39;angle de la mandibule au point milieu de la clavicule qui est de 0,5 cm sur le côté gauche de la ligne médiane. </li><li> Disséquer la glande sous-maxillaire, retournez-le et couvrez-le avec une solution saline gaze imbibée. </li><li> Identifier la veine jugulaire, disséquer et placer trois 6-0 sutures de soie sous la veine pour la ligature et la fixation ultérieure. </li><li> Identifier le muscle sterno, le séparer du ventre supérieur de ventre omo-hyoïdien et postérieur du muscle digastrique, et tirez-le avec un enrouleur pour l&#39;exposition facile de l&#39;artère carotide. </li><li> On dissèque l&#39;artère carotide et placer trois sutures en soie 6-0 sous la ligature de l&#39;artère et la fixation ultérieure. </li></ol> 4.2) Mesure de débit sanguin de l&#39;artère carotide <ol><li> Placer le transsoniquesonder autour de l&#39;artère carotide, le garder stable, et d&#39;optimiser le contact en utilisant un gel ou une solution saline ultrasons. </li><li> la vitesse d&#39;écoulement du sang d&#39;enregistrement de l&#39;artère carotide, comme indiqué sur le petit écran du dispositif transsonique en utilisant un logiciel d&#39;analyse de données </li><li> Retirer la sonde après avoir terminé la mesure </li></ol> 4.3) mesure de la pression de l&#39;artère carotide (PAC) <ol><li> Ligaturer l&#39;extrémité distale de l&#39;artère carotide et serrer son extrémité proximale. </li><li> Placer deux sutures de fixation autour de l&#39;artère carotide. Utilisez 10-0 prolène pour le séjour suture. </li><li> Faire une petite incision sur la paroi antérieure de la cuve. </li><li> Insérer le cathéter Millar et le fixer avec des sutures pré-placées. </li><li> Enregistrer la PAC dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4.4) Mesure de débit sanguin dans la veine jugulaire <ol><li> Soulevez la veine jugulaire et placer la sonde d&#39;écoulement transsonique pour mesurer le débit. </li><li> Enregistrer la vitesse d&#39;écoulement dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4.5) mesure de la pression veineuse centrale (CVP) <ol><li> Fixer l&#39;extrémité proximale de la veine jugulaire et la ligature de l&#39;extrémité distale. </li><li> Couper une petite incision à l&#39;aide microciseaux sur la paroi antérieure de la cuve. </li><li> Insérer le cathéter rempli de liquide et le fixer avec les lignes de suture pré-placée. </li><li> Notez le CVP dans les logiciels d&#39;analyse de données. </li></ol> 5. opération abdominale pour l&#39;acquisition de l&#39;hémodynamique hépatique 5.1) Identification du navire <ol><li> Faire une incision transversale sur l&#39;abdomen. </li><li> Eventerate les intestins sur le côté gauche et couvrir avec de la gaze humide. </li><li> Identifier la veine cave inférieure, la veine porte, l&#39;artère hépatique commune et l&#39;artère hépatique propre. </li><li> Déposer une certaine saline chaude dans l&#39;abdomen et à la surface de l&#39;intestin toutes les 5 min pendant la procédure de suivi ensemble. </li></ol> 5.2) Mesure de débit sanguin portal <ol><li> Disséquer la veine porte. </li><li> Passer soie 6-0 sous la veine porte afin de faciliter le levage de la cuve en plaçant la sonde d&#39;écoulement. </li><li> Placez la sonde d&#39;écoulement transsonique autour de la veine porte et de mesurer son débit de sang. </li><li> Enregistrer la vitesse d&#39;écoulement du sang de la veine porte. </li></ol> 5.3) Mesure de débit commun de l&#39;artère hépatique <ol><li> Disséquer l&#39;artère hépatique commune avec prudence. </li><li> Placer une suture en soie 6-0 dans le récipient pour faciliter le levage de la cuve. </li><li> Placez la sonde d&#39;écoulement autour de l&#39;artère. </li><li> Mesurer son flux de sang et d&#39;acquérir les données. </li></ol> 5.4) Mesure de la pression de la veine porte (PVP) <ol><li> Choisissez une branche de la veine mésentérique avec peu de branches latérales, qui draine directement dans la veine porte. </li><li> Ligaturer l&#39;extrémité distale de la veine mésentérique sélectionné. Assurez-vous que la ligature est à proximité du tube intestinal. Ligaturer ses petites branches </li><li> Placez 2 fixing sutures utilisant 6-0 prolène autour de la veine. Le point clé de cette procédure est d&#39;éviter de toucher l&#39;artère mésentérique quand ligature de la veine. </li><li> Fixer l&#39;extrémité proximale de la veine porte. </li><li> Placez 2 sutures utilisant 10-0 prolène. Certains saignements se fera depuis le séjour suture doit pénétrer dans la paroi vasculaire de la veine mésentérique bien. </li><li> Faire une petite incision sur la veine à l&#39;aide d&#39;un microscissor obliquement à un angle de 45 degrés. </li><li> Insérer le cathéter Millar à travers la veine mésentérique dans la veine porte et le fixer </li><li> Enregistrer la pression de la veine porte. A la fin de la procédure, de sacrifier les souris par exsanguination sous anesthésie. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Surveillance de l&#39;hémodynamique hépatique est un important outil de recherche en hépatologie et chirurgie hépatobiliaire. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques contribue à caractériser l&#39;effet des procédures hépatobiliaires sur le système circulatoire. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques est également nécessaire d&#39;étudier l&#39;effet de médicaments agissant sur ​​la pression portale et flux portail, par exemple, au besoin dans les études d&#39;évaluat...

L&#39;objectif global de cette vidéo était de démontrer une procédure de suivi en temps réel pour l&#39;acquisition de paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques. La justification de l&#39;élaboration de cette procédure est sa grande valeur pour les interventions expérimentales chez la souris qui nécessitent l&#39;obtention des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques. Le procédé peut être appliqué à des animaux naïfs et pendant ou après une intervention chirurgicale expérimentale hépato-biliaire donné, comme une hépatectomie partielle, portail ligature de la veine et de la transplantation du foie. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques chez les rongeurs nécessite une procédure invasive proposé. Perfusion hépatique ne peut pas être obtenu de manière non invasive. Cependant, il existe des alternatives pour l&#39;acquisition de la pression sanguine systémique. Les techniques de surveillance telles que la technique du manchon caudal 8 ont été utilisés pour l&#39;acquisition de la pression artérielle chez le rat et la souris. La technique du manchon caudal peut être appliquée en souci du travail bienanimaux UO. Lors de la mesure de la pression sanguine, l&#39;animal doit être placé et fixé dans une position inconfortable spécifique. Dans le manuel de l&#39;appareil queue-manchette, le fabricant déclare que les souris peuvent devenir nerveux et stressé qui peut diminuer la circulation dans la queue. Sous ces circonstances, la pression artérielle périphérique acquise dans la queue peut être beaucoup plus faible que la pression sanguine centrale. La procédure de contrôle complet a été effectué avec un moniteur intégré à canaux multiples en utilisant une série de capteurs pour l&#39;acquisition de données. La pression artérielle a été obtenue par insertion d&#39;un cathéter dans le vaisseau respectif après dissection minutieuse microchirurgical et exposition au microscope. La vitesse d&#39;écoulement a été mesurée en plaçant une sonde d&#39;écoulement transsonique autour de chaque récipient. Nous avons déjà signalé une procédure similaire de surveillance peropératoire pour les rats résultant d&#39;une série complète de données hémodynamiques physiologiques comparables à SINGLe Les données rapportées par les autres groupes 7. Par conséquent nous avons considéré cette procédure pour représenter une bonne base pour l&#39;adapter à la souris, une espèce 10 fois plus petit que le rat. La principale différence de la procédure de rat est l&#39;utilisation de cathéters Millar pour acquérir des données de pression artérielle au lieu d&#39;un système à base de cathéter de fluide. Les données de flux ont été acquis avec des sondes d&#39;écoulement transsonique, seulement beaucoup plus petits que pour les navires de rat correspondant. En raison de la petite taille de l&#39;animal, de l&#39;instrumentation de la souris est techniquement difficile, mais réalisable. Une fois que l&#39;instrumentation est terminée, l&#39;acquisition de données et l&#39;analyse de données de survie de base est simple, depuis un fichier d&#39;un paramètre prédéfini peut être utilisé. Le fichier de configuration doit être définie une fois au début d&#39;une série d&#39;expériences et peut être stocké et utilisé pour toutes les expériences ultérieures. Jusqu&#39;à présent, nous avons appliqué cette procédure pour évaluer les effets hémodynamiques hépatiques dans des expériences aiguës. Nous avons mesuré CAP et PVP avant et immédiatement après une hépatectomie partielle de 70% (PH) et dans des expériences de serrage / de-serrage. Nous serré le ligament hépato-duodénal du lobe droit représentant 20% de la masse du foie suivie par une brève (5min) serrage de la médiane et le lobe latéral gauche représente tout à fait 90% de la masse du foie. De-serrage a commencé avec la libération de la pince du lobe droit puis en libérant la médiane et le lobe latéral gauche. Temps de serrage maximale était inférieure à 10 min.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
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monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

L&#39;utilisation de modèles de souris dans la recherche expérimentale est d&#39;une énorme importance pour l&#39;étude de la physiologie hépatique et perturbations physiopathologiques. Toutefois, en raison de la petite taille de la souris, les détails techniques de la procédure de surveillance peropératoire adapté à la souris ont été rarement décrits. Auparavant, nous avons rapporté une procédure de suivi pour obtenir des paramètres hémodynamiques chez le rat. Maintenant, nous avons adapté la procédure pour acquérir des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques chez la souris, une espèce dix fois plus petit que les rats. Ce film démontre l&#39;instrumentation des animaux ainsi que le processus d&#39;acquisition de données nécessaires à l&#39;évaluation hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Paramètres vitaux, y compris la température du corps, la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque ont été enregistrées tout au long de la procédure. Paramètres hémodynamiques systémiques sont constitués de la pression de l&#39;artère carotide (PAC) et de la pression veineuse centrale (PVC). Paramètres de perfusion hépatiques comprennent portail vpression ein (PVP), le débit portail ainsi que le taux de l&#39;artère hépatique commune (tableau 1) de flux. Instrumentation et acquisition de données pour enregistrer les valeurs normales ont été accomplies dans 1,5 h. Paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques sont restés dans les limites normales au cours de cette procédure. Cette procédure est difficile mais faisable. Nous avons appliqué cette procédure pour évaluer l&#39;hémodynamique hépatique chez des souris normales et de 70% pendant une hépatectomie partielle et en lobe de foie de serrage expériences. PVP moyenne après résection (n = 20), était 11,41 ± 2,94 cm H 2 O qui était significativement plus élevée (P &lt;0,05) que avant la résection (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Les résultats de lobe de foie de serrage expérience indiquent que cette procédure de contrôle est sensible et adapté pour détecter de petits changements dans la pression portale et débit portail. En conclusion, cette procédure est fiable dans les mains d&#39;un micro-chirurgien expérimenté, mais devrait être limité à experiments où les souris sont absolument nécessaires.

Paramètres vitaux de la souris, tels que la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque sont évidemment beaucoup plus élevé que chez le rat. Moyenne pression sanguine systémique et de la pression de la veine jugulaire sont similaires aux valeurs de rat et même proche de données humaines. Données hémodynamiques hépatiques sont évidemment différentes. Nous avons obtenu les valeurs normales de 8 souris. Débit sanguin portal chez des souris normales variait de 1,6 à 2,3 ml /...

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Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Ce film montre comment acquérir hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Le tout suivi comprend l&#39;acquisition des paramètres vitaux, la pression artérielle systémique, la pression veineuse centrale, débit de l&#39;artère hépatique commune, et la pression de la veine porte ainsi que le débit de portail chez la souris.

Surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatique chez la souris

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

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Research

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Medicine

15.8K vues.  Jena University Hospital.  Ce film montre comment acquérir hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Le tout suivi comprend l'acquisition des paramètres vitaux, la pression artérielle systémique, la pression veineuse centrale, débit de l'artère hépatique commune, et la pression de la veine porte ainsi que le débit de portail chez la souris. 