Esta pesquisa foi apoiada pelo Ministério Federal Alemão de Educação e Pesquisa (BMBF) financiado &quot;Rede Fígado Virtual&quot;. Eu gostaria de agradecer a Frank Schubert e Rene Gumpert do centro de mídia do Hospital Universitário de Jena por sua ajuda na produção do vídeo e criar a animação e Isabel Jank para a gravação do áudio.

Habitação e todos os procedimentos realizados estavam de acordo com o Animal Welfare alemão Legislação. 1 Sensores de Calibração (siga as instruções do fabricante para calibração dos sensores) 1.1) calibração Millar cateter. Pré-embeber a ponta do cateter em água estéril ou solução salina, durante 30 minutos, antes do equilíbrio (zero) e de calibração. <ol><li> Ligue o sensor Millar ao canal de amplificador millar1 ponte e insira a ponta do sensor Millar na coluna de água. </li><li> Defina o valor da coluna de água a 0 cmH 2 O. Na janela do software de análise de dados, escolha ponte amplificar e zerá-lo. O valor da linha de base 0 cm H 2 O pode ser configurado. </li><li> Defina o valor da coluna de água a 20 cmH 2 O. Executar análise de dados janela Progress Software, e parar. Escolha &quot;unidades&quot; na janela da ponte de ampliar, definir a linha de base de 0 a 20 cmH 2 O em conformidade. Ajuste a &quot;unidade&quot; para cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibre o millar2 para medir CAP da mesma forma (conjunto de duas linhas de base 90 e 110 cmH 2 O). </li></ol> 1.2) calibração da sonda de fluxo de sangue <ol><li> Coloque a sonda em água deionizada. Ligue a sonda com sistema sonda de fluxo transônico. </li><li> Na janela do software de análise de dados, escolha Input amplificar a zero a sonda de fluxo. Ajuste as unidades. </li><li> Pressione o botão para &quot;canal de teste&quot; para coletar o sinal: se o sinal tem de 3-4 bares, isso significa que o sinal é bom. No caso de um bom sinal é adquirido, o processo pode ser continuado. </li><li> Pressione o botão para &quot;zero canal&quot; eo canal de escala para ver se o valor foi calibrado ou não. </li><li> Pressione o botão para &quot;canal de medida&quot; para a medição mais tarde. </li></ol> 2 Prepare o mouse para o procedimento cirúrgico <ol><li> Posicione o mouse em uma câmara de indução e anestesiar o mouse com 2% de isoflurano e0,3 ml / min de oxigênio. A operação pode ser realizada se a retirada reflexo toe-pitada de o rato está ausente. </li><li> Raspar a pele das regiões cirúrgicos, que incluem o pescoço esquerdo e abdômen. </li><li> Posicione o mouse sobre a mesa de operação e corrigi-lo usando fitas. Use vet pomada nos olhos para evitar o ressecamento durante o período de operação. </li><li> Coloque uma almofada de gaze sob o pescoço para a exposição ideal do campo de operação do pescoço. </li><li> Desinfetar o campo de operação e coloque gazes esterilizadas para cobrir o mouse apenas deixando o campo cirúrgico aberto. </li></ol> 3. Parâmetros Vitais Medição <ol><li> Insira as agulhas de ECG por via subcutânea nas patas de rato. </li><li> Colocar o sensor respiratório sob a parte traseira do rato. </li><li> Coloque a sonda de temperatura no reto do mouse. </li><li> Temperatura Record, ECG e freqüência respiratória do mouse no software de análise de dados. </li></ol> 4. Neck Operação para SMonitoramento Cardiovascular ystemic 4.1) dissecção navio <ol><li> Identificar a linha média do pescoço, ponto médio da clavícula, o ângulo da mandíbula. </li><li> Fazer uma incisão longitudinal, dois centímetros a partir do ângulo de mandíbula para o ponto do meio da clavícula, que é 0,5 centímetros para o lado esquerdo da linha média. </li><li> Dissecar a glândula submandibular, vire-o e cubra-a com gaze embebida de solução salina. </li><li> Identifique a veia jugular, dissecá-lo e colocar três 6-0 fio de seda sob a veia para a ligação mais tarde e fixação. </li><li> Identificar o músculo esternocleidomastóideo, separá-lo do ventre superior do omo-hióideo e ventre posterior do músculo digástrico, e puxe-o com um afastador para facilitar a exposição da artéria carótida. </li><li> Dissecar a artéria carótida e colocar três 6-0 suturas de seda por baixo da artéria para ligação e fixação posterior. </li></ol> 4.2) a medição do fluxo sanguíneo da artéria carótida <ol><li> Coloque o transsoniquesondar em torno da artéria carótida, mantê-lo estável, e otimizar o contato usando gel de ultra-som ou soro fisiológico. </li><li> Grave velocidade do fluxo sanguíneo da artéria carótida, como indicado na tela pequena do dispositivo transsonique usando software de análise de dados </li><li> Remover a sonda depois de completar a medição </li></ol> 4.3) a medição da pressão da artéria carótida (PAC) <ol><li> Ligadura a extremidade distai da artéria carótida e fixar a sua extremidade proximal. </li><li> Coloque 2 suturas de fixação em torno da artéria carótida. Use 10-0 prolene para sutura estadia. </li><li> Fazer uma pequena incisão na parede anterior do recipiente. </li><li> Insira o cateter Millar e corrigi-lo com suturas pré-colocados. </li><li> Anote o CAP em software de análise de dados. </li></ol> 4.4) a medição do fluxo de sangue da veia jugular <ol><li> Levante a veia jugular e colocar a sonda de fluxo transônico para medir a taxa de fluxo. </li><li> Grave a vazão em software de análise de dados. </li></ol> 4.5) medida da pressão venosa central (PVC) <ol><li> Prender a extremidade proximal da veia jugular e ligar a extremidade distal. </li><li> Cortar uma pequena incisão utilizando microtesouras na parede anterior do recipiente. </li><li> Insira o cateter cheio de líquido e corrigi-lo com as linhas de sutura pré-colocados. </li><li> Registre a CVP em software de análise de dados. </li></ol> 5. Operação Abdominal para Aquisição de hepáticas Hemodinâmica 5.1) Identificação do navio <ol><li> Faça uma incisão transversal no abdômen. </li><li> Eventerate os intestinos para o lado esquerdo e cobrir com gaze molhada. </li><li> Identificar a veia cava inferior, veia portal, a artéria hepática comum e a artéria hepática adequada. </li><li> Abandonar algumas salina quente no abdômen e na superfície dos intestinos cada 5 min durante o processo de acompanhamento conjunto. </li></ol> 5.2) Quantificação do fluxo portal <ol><li> Dissecar a veia porta. </li><li> Coloque 6-0 seda sob a veia portal para facilitar a retirada da embarcação na colocação da sonda de fluxo. </li><li> Coloque a sonda de fluxo em torno transónico na veia porta e medir a taxa de fluxo de sangue. </li><li> Gravar a taxa de fluxo de sangue da veia porta. </li></ol> 5.3) A medição do fluxo da artéria hepática comum <ol><li> Dissecção da artéria hepática comum com cautela. </li><li> Inserir uma sutura de seda 6-0 à volta do vaso para facilitar o levantamento do recipiente. </li><li> Coloque a sonda de fluxo em torno da artéria. </li><li> Meça o seu fluxo sanguíneo e obter os dados. </li></ol> 5.4) A medição da pressão da veia porta (PVP) <ol><li> Escolha um ramo da veia mesentérica com poucos ramos laterais, que drena diretamente na veia portal. </li><li> Ligadura a extremidade distal da veia mesentérica seleccionado. Certifique-se de que a ligação está perto do tubo intestinal. Ligadura seus pequenos ramos </li><li> Coloque 2 fixing suturas usando 6-0 prolene ao redor da veia. O ponto-chave deste procedimento é evitar tocar a artéria mesentérica quando a ligadura da veia. </li><li> Prender a extremidade proximal da veia portal. </li><li> Coloque 2 suturas estadia utilizando 10-0 prolene. Alguns sangramento vai ocorrer uma vez que o fio de sutura permanência deve penetrar a parede vascular da veia mesentérica fina. </li><li> Fazer uma pequena incisão na veia utilizando um microtesoura obliquamente a um ângulo de 45 graus. </li><li> Insira o cateter Millar através da veia mesentérica na veia porta e corrigi-lo </li><li> Registre a pressão da veia porta. No final do procedimento, o sacrifício dos ratinhos por sangria sob anestesia. </li></ol>

<ol>
	<li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow,+oxygenation,+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock.">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li><li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant:+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development.">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li><li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portal+vein+ligation+in+mice:+portal+hypertension,+collateral+circulation,+and+blood+flow.">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li><li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine.">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li><li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock.">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li><li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice:+macroscopic,+histological+and+portal+pressure+evaluation.">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li><li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats.">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li><li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice.">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li><li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow:+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse.">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li><li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice.">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li><li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter:+evaluation+and+optimization+of+calibration.">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li><li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen.">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li><li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis.">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Monitoramento da hemodinâmica hepática é uma importante ferramenta de hepatologia e cirurgia hepatobiliar. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas ajuda a caracterizar o efeito de procedimentos hepatobiliares sobre o sistema circulatório. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas também são necessárias para estudar o efeito de drogas que afetam a pressão portal e do fluxo portal, por exemplo, conforme a necessidade de estudos que avaliem drogas vasoativas. Apesar...

O objetivo geral deste vídeo foi demonstrar um procedimento de monitoramento em tempo real para a aquisição de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. A justificativa para o desenvolvimento deste processo é a sua grande valor para intervenções experimentais em camundongos que exigem a obtenção de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. O procedimento pode ser aplicado a animais naive e, durante ou após um determinado intervenção cirúrgica experimental hepato-biliares, tais como a hepatectomia parcial, a ligadura da veia porta e o transplante de fígado. Aquisição de dados hemodinâmicos hepática em roedores requer o procedimento invasivo proposto. Perfusão hepática não podem ser obtidas de forma não invasiva. No entanto, existem alternativas para a aquisição da pressão arterial sistêmica. Técnicas de monitoramento, tais como a técnica de cauda manguito 8 foram utilizados para a aquisição da pressão arterial em ratos e camundongos. A técnica da palmada na cauda pode ser aplicado em conscianimais OUs. Ao medir a pressão arterial, o animal precisa ser colocado e fixado em uma posição desconfortável específico. No manual do aparelho tail-cuff, o fabricante afirma que os ratos podem ficar nervosos, o que pode diminuir a circulação na cauda. Sob esta circunstância, a pressão arterial periférica adquirida na cauda pode ser muito menor do que a pressão arterial central. O processo de acompanhamento completo foi realizado com um monitor de múltiplos canais integrado com uma série de sensores para aquisição de dados. A pressão sanguínea foi obtida por inserção de um cateter dentro do respectivo recipiente após a dissecação cuidadosa microcirúrgico e exposição ao microscópio. A taxa de fluxo foi medido colocando uma sonda de fluxo em torno de cada recipiente transónico. Já registramos um procedimento de controlo intra-operatória semelhante em ratos, resultando em uma ampla série de dados hemodinâmicos fisiológicos comparáveis ​​Single dados relatados de outros grupos 7. Por isso consideramos este procedimento para representar uma boa base para adaptá-lo para o mouse, uma espécie de 10 vezes menor do que o rato. A diferença fundamental para o processo de rato é o uso de cateteres de Millar para adquirir os dados da pressão arterial, em vez de um sistema de cateter à base de fluido. Dados de fluxo também foram adquiridos com sondas de fluxo transônico, apenas muito menores do que para os vasos de ratos correspondentes. Devido ao pequeno tamanho do animal, a instrumentação dos ratos é tecnicamente desafiador, mas viável. Uma vez que a instrumentação é completada, a aquisição de dados e análise de dados de vida primária é simples, uma vez que um ficheiro de configuração predefinida pode ser utilizado. O ficheiro de configuração tem de ser definida, uma vez no início de uma série de experiências e pode ser armazenada e utilizada para todas as experiências subsequentes. Até agora foi aplicado este procedimento para avaliar os efeitos hemodinâmicos hepáticas em experimentos agudos. Medimos CAP e PVP antes e imediatamente após hepatectomia parcial de 70% (PH) e de aperto / experiências de fixação de. Nós presa do ligamento hepato-duodenal do lobo direito que representa 20% da massa de fígado, seguido por breve (5min) de aperto da mediana e lobo lateral esquerdo que representa 90% do total da massa do fígado. De-aperto começou com a abertura da pinça do lobo direito seguido de libertar a mediana e lobo lateral esquerdo. Pinçamento máxima foi inferior a 10 min.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

O uso de modelos de ratos na pesquisa experimental é de enorme importância para o estudo da fisiologia hepática e distúrbios fisiopatológicos. No entanto, devido ao pequeno tamanho do rato, detalhes técnicos do processo de monitorização intra-operatória adequada para o mouse raramente foram descritas. Anteriormente nós relatamos um procedimento de controlo para obter parâmetros hemodinâmicos para ratos. Agora, nós adaptamos o procedimento para adquirir os parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepática em ratos, uma espécie dez vezes menor do que os ratos. Este filme demonstra a instrumentação dos animais, bem como o processo de aquisição de dados necessária para avaliar a hemodinâmica sistémica e hepática em ratos. Os parâmetros vitais, incluindo a temperatura corporal, freqüência respiratória e freqüência cardíaca foram registradas durante todo o procedimento. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos consistem de pressão da artéria carótida (PAC) e da pressão venosa central (PVC). Parâmetros de perfusão hepática incluem v portalein pressão (PVP), a taxa de fluxo portal, bem como a taxa de fluxo da artéria hepática comum (tabela 1). Instrumentação e aquisição de dados para registrar os valores normais foi concluída no prazo de 1,5 h. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas permaneceram dentro da normalidade durante este procedimento. Este procedimento é desafiador, mas viável. Nós já aplicou este procedimento para avaliar a hemodinâmica hepática em ratos normais, bem como durante a 70% hepatectomia parcial e no lobo hepático aperto experimentos. A média de PVP após a ressecção (n = 20), foi de 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que foi significativamente maior (P &lt;0,05) do que antes da ressecção (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Os resultados do lobo hepático aperto experimento indicou que este procedimento de fiscalização é sensível e adequado para detectar pequenas mudanças na pressão portal e taxa de fluxo portal. Em conclusão, este procedimento é confiável nas mãos de um micro-cirurgião experiente, mas deve ser limitado a experiments onde os ratos são absolutamente necessárias.

Os parâmetros vitais dos ratos, como freqüência respiratória e freqüência cardíaca são, obviamente, muito maior do que em ratos. A média da pressão arterial sistêmica e da pressão da veia jugular são semelhantes aos valores de ratos e até mesmo semelhantes aos dados humanos. Dados hemodinâmicos hepáticos são obviamente diferentes. Obtivemos os valores normais das 8 camundongos. Fluxo portal em ratos normais variou entre 1,6-2,3 ml / min. O fluxo na artéria hepática comum v...

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Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos.

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K visualizações.  Jena University Hospital.  Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos. 

Vídeo: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus SLE in C57BL/6 Mice

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

O Inducible Modelo BM12 de Lúpus Eritematoso Sistêmico (LES) em camundongos C57BL / 6

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Medicina

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Choque hemorrágico não controlado modelado via laceração hepática em ratos com monitorização hemodinâmica em tempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Caracterização hemodinâmica invasiva da síndrome hipertensiva-Portal em ratos cirrose

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

Invasive Hemodynamic Monitoring of Aortic and Pulmonary Artery Hemodynamics in a Large Animal Model of ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to pulmonary hypertension. For a better understanding and treatment of this disease, precise hemodynamic monitoring of left and right ventricular parameters is important. For this reason, it is essential to establish experimental pig models of cardiac hemodynamics and measurements for research purpose. 
This article shows the induction of ARDS by using oleic acid (OA) and consequent right ventricular dysfunction, as well as the instrumentation of the pigs and the data acquisition process that is needed to assess hemodynamic parameters. To achieve right ventricular dysfunction, we used oleic acid (OA) to cause ARDS and accompanied this with pulmonary artery hypertension (PAH). With this model of PAH and consecutive right ventricular dysfunction, many hemodynamic parameters can be measured, and right ventricular volume load can be detected. 
All vital parameters, including respiratory rate (RR), heart rate (HR) and body temperature were recorded throughout the whole experiment. Hemodynamic parameters including femoral artery pressure (FAP), aortic pressure (AP), right ventricular pressure (peak systolic, end systolic and end diastolic right ventricular pressure), central venous pressure (CVP), pulmonary artery pressure (PAP) and left arterial pressure (LAP) were measured as well as perfusion parameters including ascending aortic flow (AAF) and pulmonary artery flow (PAF). Hemodynamic measurements were performed using transcardiopulmonary thermodilution to provide cardiac output (CO). Furthermore, the PiCCO2 system (Pulse Contour Cardiac Output System 2) was used to receive parameters such as stroke volume variance (SVV), pulse pressure variance (PPV), as well as extravascular lung water (EVLW) and global end-diastolic volume (GEDV). Our monitoring procedure is suitable for detecting right ventricular dysfunction and monitoring hemodynamic findings before and after volume administration.

We present a protocol of creating right ventricular dysfunction in a pig model by inducing ARDS. We demonstrate invasive monitoring of left and right ventricular cardiac output using flow probes around the aorta and the pulmonary artery, as well as blood pressure measurements in the aorta and pulmonary artery.

Monitorização hemodinâmica invasiva da hemodinâmica da artéria aórtica e pulmonar em um grande modelo Animal de SDRA

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

Medição do Gradiente de Pressão Venosa Hepática e Biópsia hepática transjugular

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Indução de endotoxemia dependente da dose em suínos por infusão de LPS

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autor em destaque: Indução de choque endotoxêmico experimental em suínos para estudo de insuficiência hemodinâmica e respiratória

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Infusão de lipopolissacarídeo como modelo de choque endotoxêmico suíno

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

<meta charset="utf8"></head><body>Descompensação respiratória aguda induzida por ácido oleico em suínos

A Porcine Model of Acute Respiratory Failure with a Continuous Infusion of Oleic Acid

This protocol outlines an acute respiratory distress model utilizing centrally administered oleic acid infusion in Yorkshire pigs. Prior to experimentation, each pig underwent general anesthesia, endotracheal intubation, and mechanical ventilation, and was equipped with bilateral&#160;jugular vein central vascular access catheters. Oleic acid was administered through a dedicated pulmonary artery catheter at a rate of 0.2 mL/kg/h. The infusion lasted for 60-120 min, inducing respiratory distress. Throughout the experiment, various parameters including heart rate, respiratory rate, arterial blood pressure, central venous pressure, pulmonary artery pressure, pulmonary capillary wedge pressure, end-tidal carbon dioxide, peak airway pressures, and plateau pressures were monitored. Around the 60 min mark, decreases in partial arterial oxygen pressure (PaO2) and fraction of oxygen-saturated hemoglobin (SpO2) were observed. Periodic hemodynamic instability, accompanied by acute increases in pulmonary artery pressures, occurred during the infusion. Post-infusion, histological analysis of the lung parenchyma revealed changes indicative of parenchymal damage and acute disease processes, confirming the effectiveness of the model in simulating acute respiratory decompensation.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Explorando formas de onda venosas para monitoramento respiratório não invasivo em porcos

Infusing oleic acid continuously into the pulmonary artery of an anesthetized adult pig induces acute respiratory failure, enabling controlled experimentation during acute respiratory decompensation.