Le glaucome est la principale cause de cécité irréversible, caractérisée par la mort des cellules ganglionnaires rétiniennes et l’opto-neurodégénérescence. L’élévation de la pression intraoculaire, également appelée hypertension oculaire, est le facteur de risque le plus reconnu pour le glaucome. Un modèle simple mais efficace d’hypertension oculaire chez les animaux expérimentaux tels que les souris est important pour étudier les glaucomètres dans la neurodégénérescence et tester le traitement pour la neuroprotection.
Ainsi, avec des résultats, nous développons un modèle oculaire d’hypertension de souris qui imite étroitement le glaucome secondaire observé dans les patients humains. Ce modèle reproduit fidèlement le glaucome secondaire causé par l’huile de silicone induite pour le blocage pupille. La procédure est simple l’élévation iop est stable, et si la neurodégénérescence associée à l’hypertension oculaire est grave dans les yeux de souris, plus important encore, l’hypertension oculaire est réversible parce que l’huile de silicone peut être facilement retiré des yeux de souris.
Le Dr Fang Fang, boursier post-op de mon laboratoire, démontrera la procédure. Pour commencer, faire une micropipette en verre pour l’injection intracamérale d’huile de silicone en tirant un capillaire en verre avec un puller pipette. Couper une ouverture à l’extrémité de la micropipette et aiguiser la pointe à l’aide d’une machine de biseau à micro-broyeur pour faire un biseau de 35 à 40 degrés.
Polir les bords du biseau et le laver avec de l’eau pour enlever tous les débris. Autoclave la micropipette avant utilisation. Pour préparer l’aiguille de paracentesis pour l’entrée cornéenne, fixez une aiguille de calibre 32 à une seringue de cinq millilitres sur une serrure de leurre et fixez-la davantage avec du ruban adhésif.
Pliez la pointe biseauté de l’aiguille, face vers le haut, à 30 degrés. Pour préparer l’injecteur d’huile de silicone, fixez et fixez une aiguille émoussée de calibre 18 sur une seringue de 10 millilitres. Attachez ensuite un tube en plastique avec l’aiguille de calibre 18 à une extrémité et remplissez-le d’huile de silicone au besoin à travers l’autre extrémité.
Après avoir anesthésié une souris C57 noire 6J de neuf à dix semaines, vérifiez l’absence de réponse au pincement de l’orteil avec le manque de mouvement des moustaches ou de la queue. Placez la souris en position latérale sur une plate-forme chirurgicale. Appliquer une goutte d’hydrochlorure proparacaine de 5% sur la cornée avant l’injection pour réduire sa sensibilité pendant la procédure.
Utilisez l’aiguille de paracentesis de calibre 32 pour faire une incision d’entrée au quadrant temporel super environ 5 millimètres du limbus. Tunnel à travers les couches de la cornée pendant environ 3 millimètres avant de percer dans la chambre antérieure, en prenant soin de ne pas toucher la lentille ou l’iris. Retirez lentement l’aiguille pour libérer environ un à deux microlitres d’humour aqueux de la chambre antérieure à travers le tunnel et attendre environ huit minutes pour diminuer davantage la pression intraoculaire.
Mesurez l’œil de contrôle contralatéral pour déterminer la pression. Insérez la micropipette de verre préchargée avec de l’huile de silicone à travers le tunnel cornéen dans la chambre antérieure avec le biseau orienté vers le bas dans la surface de l’iris. Poussez lentement le piston à seringues pour injecter de l’huile de silicone dans la chambre antérieure jusqu’à ce que la gouttelette d’huile couvre la majeure partie de la surface de l’iris, d’environ 2,3 à 2,4 millimètres de diamètre.
Laissez la micropipette dans la chambre antérieure pendant 10 secondes supplémentaires avant de la retirer lentement. Poussez doucement la paupière supérieure pour fermer l’incision de cornée pour réduire au minimum la fuite d’huile de silicone. Et puis appliquer de l’onguent antibiotique à la surface des yeux.
Gardez la souris sur le coussin chauffant jusqu’à ce qu’elle soit complètement remise de l’anesthésie. Pour enlever l’huile de silicone de la chambre antérieure, anesthésier la souris, puis vérifier l’absence de réponse à la pincement de l’orteil pour déterminer la force anesthésique et l’absence de mouvement des moustaches ou de la queue. Placez la souris sur une plate-forme chirurgicale et fixez-la en position latérale avec du ruban adhésif.
Appliquer une goutte d’hydrochlorure proparacaine de 5% sur la cornée pour réduire sa sensibilité. À l’aide de l’aiguille préfacée de paracentesis de calibre 32, faire deux incisions dans le quadrant temporel de la cornée entre environ deux et cinq heures au bord de la gouttelette d’huile de silicone. Insérer une aiguille d’irrigation de calibre 33 reliée à une solution d’irrigation par une incision cornéenne à vitesse maximale.
Insérez une autre aiguille de drainage de calibre 33 fixée à la seringue sans piston à travers l’autre incision cornéenne pour permettre à la gouttelette d’huile de silicone de sortir de la chambre antérieure tout en irriguant avec une solution irriguée. Retirer l’aiguille de drainage puis l’aiguille d’irrigation. Utilisez une micropipette en verre reliée à une seringue Hamilton pour injecter une bulle d’air dans la chambre antérieure afin de maintenir sa profondeur normale et presser pour fermer l’incision cornéenne.
Appliquez de l’onguent antibiotique sur les deux yeux et gardez la souris sur la garniture de récupération de chauffage jusqu’à ce qu’elle soit complètement remise de l’anesthésie. Placez la souris dans une chambre d’induction. Anesthésiez-le tel que décrit dans le manuscrit et gardez sa cornée humide en appliquant des larmes artificielles tout au long de la procédure.
Attendez environ 15 minutes pour permettre à l’élève de se dilater complètement. Mesurez l’IOP des deux yeux à l’aide d’un tonomètre selon les instructions du produit. Apportez le tonomètre près de l’œil de la souris, en gardant la distance entre la pointe de la sonde et la cornée de la souris à environ trois à quatre millimètres.
Appuyez six fois sur le bouton de mesure pour générer une lecture et obtenir trois lectures générées par la machine de chaque œil pour acquérir l’IOP moyen. Effectuez l’immunohistochimie des ganglions rétiniens entiers de la rétine comptant les sections semi-minces de nerf optique et la quantification des axones survivants sur les animaux sacrifiés à huit semaines après injection d’huile de silicone. La pression intraoculaire des yeux de souris avec des gouttelettes d’huile de silicone plus grandes que 1,6 millimètres a été mesurée une fois par semaine pendant huit semaines, après une seule injection d’huile de silicone.
La pression de l’œil recevant l’huile est restée élevée, la plupart du temps le double de la pression de l’œil de contrôle contralatéral indiquant le blocage efficace de la pupille. Dans un autre groupe de souris, l’huile de silicone a été rincée de la chambre antérieure deux semaines après l’injection. Après avoir attendu une semaine pour permettre à la cornée de récupérer, la pression intraoculaire est revenue à la normale, la même que l’œil de contrôle.
Pour déterminer les effets de l’hypotension oculaire induite par l’huile de silicone sur les cellules rétiniennes de ganglion, le somata survivant dans les régions périphériques des montures entières rétiniennes a été quantifié par la coloration de RBPMS montrant la mort dramatique de cellules de ganglion rétinien après injection d’huile de silicone. Les axones survivants dans les sections transversales semi-minces de nerf optique ont été quantifiés par la coloration de PBD huit semaines après l’injection. Il y avait une grande dégénérescence d’axon dans l’hypertension oculaire induite par l’huile de silicone.
Les animaux peuvent être photographiés avec SLOOCT pour déterminer le changement de la rétine. La fonction visuelle des animaux peut être apaisé par le modèle ERG et OKR, ainsi. Ce modèle oculaire d’hypertension facilitera l’étude de la neurodégénérescence induite par iOP élevée de glaucomètres.
Il peut également être utilisé pour tester des thérapies neuroprotectrices prometteuses preclinically.
