Il s’agit d’un modèle économique et reproductible de transplantation cardiaque. Il peut être utilisé à la fois pour améliorer les compétences microchirurgicales et permettre l’utilisation de souches de souris génétiquement modifiées comme donneurs ou receveurs. La technique inclut globalement toute la gestion de la douleur et la complexité anesthésique de la chirurgie humaine normale pour limiter la morbidité après la chirurgie.
Ce modèle est essentiel pour étudier l’immunité induite chirurgicalement, l’effet de l’incompatibilité sur le rejet de greffe et la longévité de la greffe. Les approches chirurgicales générales de ce modèle peuvent être appliquées sous une forme modifiée à d’autres greffes d’organes solides de souris. L’échelle microscopique et les contraintes de temps associées laissent une petite marge d’erreur.
La clé du succès est une pratique régulière avec une supervision professionnelle, fournissant un retour spécifique sur les domaines de difficulté. La démonstration de la procédure sera assurée par Mme Liu Liu, une assistante de recherche de mon laboratoire. Les interventions chirurgicales seront assistées par le Dr Wen Hua Huang, Mme Jas Kaur et Mme Xiao Zhang.
Après avoir anesthésié et retiré la souris de la chambre d’induction, retirez les poils en rasant étroitement l’abdomen ventral à l’aide de tondeuses. Dans le cas du donneur, rasez la zone s’étendant des organes génitaux à la marge supérieure du thorax ventral. Assurez-vous que la zone rasée atteint la ligne médio-axillaire latéralement.
Surveillez la température en insérant une sonde rectale lubrifiée propre dans le rectum de l’animal, puis en la fixant à la carte chirurgicale à l’aide de ruban microporeux. Évaluer la profondeur anesthésique en observant les réponses à la stimulation de la patte ou de la queue par la pression appliquée par les forceps traumatiques, le réflexe palpébral et le tonus musculaire. Mesurer la fréquence respiratoire en observant le mouvement de la paroi thoracique tout en observant l’effort respiratoire pour évaluer le volume courant, puis calculer la fréquence respiratoire comme décrit dans le manuscrit.
Une fois le site chirurgical désinfecté à l’aide d’applicateurs stériles à embout de coton, appliquez la chlorhexidine dans un mouvement circulaire du centre du site chirurgical aux bords trois fois, suivi d’une combinaison de chlorhexidine et d’éthanol selon le même schéma. Préparez le champ chirurgical en plaçant des champs chirurgicaux stériles de chaque côté du tableau chirurgical comme site pour placer les instruments stériles. Après avoir fait une petite ouverture de forme ovale dans le champ, placez le champ fenêtré au site d’incision proposé.
Après avoir préparé l’animal comme démontré précédemment, appliquez un lubrifiant pour les yeux. À l’aide d’une seringue à insuline de calibre 29 le long du site d’incision prévu, injectez par voie sous-cutanée une dose de bupivacaïne basée sur le poids dans l’abdomen ventral et recherchez une ligne droite de blebbing visible qui couvre l’étendue de l’incision prévue. Ensuite, utilisez une lame de scalpel chirurgical stérile pour faire une incision de la peau médiane ventrale sous huit fois grossissement.
Assurez-vous que la laparotomie s’étend du bas-ventre à la marge costale. Et insérez un rétracteur pour maximiser le champ chirurgical. Humidifiez le segment de gaze stérile avec une solution de chlorure de sodium à 0,9% chauffée et positionnez-le à l’aspect supérieur du site chirurgical.
Maintenant, utilisez des cotons-tiges stériles humidifiés pour éviscérer doucement les intestins. Placez-les sur cette gaze et enroulez-la autour de l’organe. À l’aide d’une combinaison d’applicateurs à embout de coton et de pinces rondes de suture corporelle, libérer et mobiliser l’aorte abdominale et la veine cave inférieure des tissus environnants avec une technique de dissection contondante.
S’assurer que la zone de clairance se trouve entre la face infrarénale des vaisseaux et au-dessus de la bifurcation de l’aorte. Après avoir identifié les vaisseaux abdominaux postérieurs, tirez doucement l’aorte dans une direction éloignée de la colonne vertébrale à l’aide d’une pince. Faites un canal de chaque côté de ces vaisseaux céphalo-caudally en passant la pince incurvée postérieure aux vaisseaux abdominaux.
Ligate chaque vaisseau identifié et mobilisé dans la zone anastomotique prévue en utilisant des longueurs de nylon 10-O attachées avec des instruments dans les nœuds du chirurgien avec un lancer supplémentaire. Isolez le site anastomotique de la circulation en installant une pince chirurgicale à la tête et aux extrémités du cabillaud du vaisseau abdominal. Assurez-vous que les pinces traversent les deux vaisseaux à un degré suffisant pour assurer une occlusion complète.
Utilisez une pince dans la main non dominante pour stabiliser l’aorte. Effectuer une aortotomie à l’aide d’une aiguille de calibre 30 à la face antérieure de l’aorte. Étendre l’aortotomie à l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite.
Pour effectuer une adénotomie, utilisez une pince droite et appliquez une légère traction antérieure à la veine cave inférieure au point aligné avec le milieu de l’aortotomie. Utilisez des ciseaux microchirurgicaux incurvés avec le côté concave tourné vers l’avant pour enlever un segment de la veine cave inférieure de longueur égale à l’aortotomie. Laver l’intérieur des vaisseaux ouverts du sang restant avec une solution de chlorure de sodium héparinisée.
Placez le cœur du donneur dans l’abdomen et assurez-vous que l’aorte ascendante est directement à côté de l’aortotomie abdominale et que le cœur est tourné, de sorte que l’artère pulmonaire peut être aspirée pour la deuxième anastomose. À l’aide de nylon 10-O, placez une suture de séjour entre la position 12:00 de l’aortotomie et l’extrémité correspondante de la lumière de l’aorte ascendante. À l’aide d’une pince à pointe droite dans un porte-aiguille microchirurgical, attachez-le avec trois jets ultérieurs de nœud de chirurgien et coupez les extrémités pour laisser environ deux millimètres de suture.
Placez une deuxième suture de séjour entre la position 6:00 de l’aortotomie et l’aspect correspondant de l’aorte ascendante. Comme cette suture servira également de base pour les sutures de course suivantes, laissez au moins 10 millimètres de la queue pour l’attache finale. Placez une suture continue en nylon 10-O de manière ascendante pour opposer le bord droit anatomique de l’aortotomie et le bord libre correspondant de l’aorte ascendante.
Effectuez cette procédure avec précaution et utilisez environ quatre lancers pour cette ligne. Passez l’extrémité libre de la suture autour de la suture distale avant de placer une deuxième suture continue le long du côté gauche anatomique pour affecter l’apposition avec le bord libre restant de l’aortotomie. Attachez la suture à la queue à l’aide d’un nœud de chirurgien avec deux lancers supplémentaires.
Placez une suture de séjour entre la position de 12h00 de la veine cave inférieure, la veinotomie, et l’extrémité correspondante de la lumière de l’artère pulmonaire. À partir de ce point d’ancrage, placez une suture continue en cours d’exécution en discernant entre le bord anatomique gauche de l’artère pulmonaire et le bord correspondant de la veinotomie. Passez l’aiguille à travers la position 6:00 de la veinotomie et l’extrémité correspondante de la lumière artérielle pulmonaire.
De manière ascendante, passez l’aiguille à travers le bord libre restant de l’artère pulmonaire et le droit anatomique de la veinotomie. Utilisez en moyenne quatre lancers pour cette ligne, puis dessinez les bords libres finaux de l’artère pulmonaire et de la veinotomie ensemble. Attachez l’extrémité libre de la suture à l’ancre et, à l’aide d’un instrument, nouez le nœud du chirurgien avec deux lancers supplémentaires et coupez le fil supplémentaire.
Vérifiez que les vaisseaux ne se tordent pas, ce qui interférerait avec la circulation sanguine. Placez la mousse de gel sur la ligne de suture. Placez deux morceaux de mousse de gel d’environ deux millimètres autour d’eux et moulez de manière à ce que toutes les lignes de suture visibles soient recouvertes.
Relâchez les pinces vasculaires en commençant par la pince à dorloter, puis la pince céphalée. Comme on s’attend à une petite quantité d’hémorragie, placez préventivement les applicateurs à pointe de coton sur les sites anastomotiques pour fournir une pression. Après avoir réparé les fuites visibles, vérifiez la pulsation du cœur.
S’il est absent, vérifiez que les vaisseaux cardiaques ne se tordent, puis repositionnez les intestins au-dessus et autour du cœur et humidifiez la cavité péritonéale avec une solution de chlorure de sodium chauffée si vous semblez sec. En utilisant la technique continue non interrompue, fermer la cavité abdominale à l’aide d’un monofilament prolène 6-O non résorbable en suturant d’abord la couche musculaire, suivie de la peau. Une fois que le receveur est retiré de la carte chirurgicale et de l’anesthésique, administrer un millilitre de solution saline chaude par voie sous-cutanée et placer le receveur dans une cage préparée avec réchauffement pour observation conformément aux protocoles de récupération postopératoire.
Une récupération complète et une acceptation ont été observées dans le cas de transplantations cardiaques murines hétérotopiques syngéniques et congéniques pendant 100 jours après la chirurgie. Cependant, un rejet rapide a été observé dès sept jours après la chirurgie en cas de transplantation cardiaque hétérotopique majeure non compatible. Pendant les anastomoses, vous devez rester conscient de l’endroit où se trouve votre suture dans le champ chirurgical.
Ne pas le faire peut entraîner des dommages critiques aux structures ou un enchevêtrement de la suture. Ces techniques microchirurgicales de dissection et d’anastomose sont très applicables à d’autres modèles chirurgicaux de petits mammifères, y compris la transplantation rénale hétérotopique et orthotopique du foie, ce qui permet aux chercheurs d’étudier le rejet de greffe.
