Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מקטע כלי דם סטרומה מבודד מכנית (SVF) בשילוב עם הידרוג'ל פיברין מציע נשאות קלה ויעילה לתאי סטרומה ברי קיימא שמקורם בשומן עבור אינדיקציות שונות, כולל הנדסת רקמות או מטרות ריפוי פצעים. כאן, אנו מציגים את ההכנה של מבנה מכני SVF (mSVF)-פיברין הידרוג'ל למחקר תרגומי ויישום קליני.

Abstract

הפוטנציאל הרגנרטיבי של תאי סטרומה שמקורם בשומן (ASCs) זכה לתשומת לב משמעותית במחקר רגנרטיבי ותרגומי. בעבר, מיצוי תאים אלה מרקמת השומן דרש תהליך רב-שלבי מבוסס אנזימים, וכתוצאה מכך נוצר תמהיל תאים הטרוגניים המורכב מ-ACS ותאים אחרים, המכונים במשותף מקטע כלי הדם של סטרומה (SVF). פרוטוקולי בידוד מכניים SVF (mSVF) שהוצגו לאחרונה גוזלים פחות זמן ועוקפים חששות רגולטוריים. לאחרונה הצענו פרוטוקול שמייצר mSVF עשיר בתאי סטרומה המבוסס על שילוב של תחליב וצנטריפוגה. אחת הבעיות הנוכחיות ביישום mSVF לטיפול בפצעים היא היעדר פיגום המספק הגנה מפני מניפולציה מכנית והתייבשות. הידרוג'ל פיברין הוכח בעבר כנספח שימושי בהעברת תאים למטרות ריפוי פצעים. בעבודה שלהלן, אנו מתארים את שלבי ההכנה של מבנה הידרוג'ל mSVF-פיברין כגישה חדשנית למחקר תרגומי וליישום קליני.

Introduction

בשנים האחרונות, כירורגיה פלסטית רגנרטיבית התפתחה כנדבך נוסף של כירורגיה פלסטית1. ניתוח פלסטי רגנרטיבי נועד לשקם רקמות פגועות על ידי העברת גורמים, תאים ורקמות מסיסים שנקצרו מהמטופל כדי לקדם שיקום רקמות באופן זעיר פולשני2. תאי גזע שמקורם בשומן (ASC) זכו לתשומת לב בשל יכולתם להתמיין לשושלות מזנכימליות מרובות, מה שהופך אותם למועמדים מבטיחים למחקר ברפואה רגנרטיבית3. פרופיל הציטוקינים שלהם מציג השפעות אנגיוגניות, מדכאות חיסון ונוגדות חמצון4.

באופן מסורתי, ASCs בודדו מרקמת השומן באמצעות גישה אנזימטית עם collagenase, וכתוצאה מכך מקטע כלי דם סטרומה (SVF), אשר לאחר מכן תרבית כדי לקבל ASCs. טכנולוגיות מבוססות מעבדה אלה יקרות, גוזלות זמן, וחשוב מכך, כפופות למגבלות רגולטוריות מחמירות, המסבכות את התרגום הקליני 5,6,7. לעומת זאת, פרוטוקולי מקטע כלי דם סטרומה מבודדים מכנית (mSVF) מציעים את היתרונות הקליניים לא רק של עקיפת בעיות רגולטוריות, אלא גם מזעור סיכוני זיהום 8,9.

פרוטוקולים רבים לבידוד מכני של SVF תוארו10. מבין אלה, פרוטוקול השינוי שפורסם על ידי Tonnard et al. זכה לתשומת הלב הרבה ביותר בקרב מנתחים רגנרטיביים11. השומן שנאסף באמצעות הליכי שאיבת שומן סטנדרטיים, המכונים ליפואספירטים, יכול להיות מועבר בין שני מזרקים ידניים המחוברים למכשיר חיבור, וכתוצאה מכך נוצרת צורה נוזלית המכונה ננו-שומן. היתרונות הברורים של פרוטוקולי בידוד mSVF אלה כוללים זמן עיבוד קצר יותר, סיכון מינימלי לזיהום, מכיוון שההליך כולו נעשה בסביבה מבוקרת היטב, ותרגום קליני מיידי אפשרי12.

ראיות פרה-קליניות וקליניות מצביעות על כך שהתכונות של mSVF, כולל כדאיות התא ותכונות ריפוי פצעים, דומות לשיטות בידוד אנזימטיות סטנדרטיות12. הפוטנציאל של mSVF בקידום ריפוי פצעים במודלים של חולדות ומורין אומת באמצעות מחקרי in vivo על ידי Chen et al. ו- Sun et al.13,14. עם זאת, חסרים נתונים זמינים לגבי ריפוי פצעים במסגרת הקלינית. תוצאות מבטיחות דווחו כאשר קבוצת מחקר ביצעה השתלת שומן אוטולוגית במטופל בן 83 שהיה לו פצע עם שתל חשוף בשבר פתוח בגפיים התחתונות15. יתר על כן, Lu et al. ערכו השוואה בין mSVF לבין טיפול בפצעי לחץ שליליים בקבוצה של 20 חולים עם פצעים כרוניים16. ממצאיהם הראו כי טיפול ב- mSVF הביא לשיעור גבוה יותר של ריפוי פצעים בהשוואה לטיפול בפצעי לחץ שלילי16. שני המחקרים שהוזכרו הזריקו mSVF לבד או בשילוב עם ג'ל לאזור הפצע הממוקד15,16.

בתרחיש בעולם האמיתי, היישום הקליני של mSVF מוגבל עקב שיעורי ספיגה בלתי צפויים באתרי הנמענים17,18. פיגומים מבטיחים תרופה לבעיה זו, שכן הם מסייעים בשימור תאים, כלי דם, והשתלבות ברקמה שמסביב 19,20,21. הידרוג'ל פיברין הוא כלי נפוץ שאושר על ידי ה-FDA והוכח כנשא יעיל של mSVF19. ג'ל פיברין הוא חומר ביופולימרי המספק מספר יתרונות בתפקוד כנשא תאים: הוא מציג תאימות ביולוגית מצוינת, מקדם את חיבור התא, ומסוגל להתפרק באופן נשלט 22,24,25. בנוסף, הוא מדגים תגובה דלקתית וגוף זר מינימלי ונספג בקלות במהלך הטבעי של ריפוי פצעים22. אנו מאמינים כי יכולות ההתחדשות המגוונות של תאי mSVF שהוזכרו והשילוב המועיל עם הידרוג'ל פיברין יכולים לספק גישה חדשנית לשיפור תהליכי ריפוי פצעים. בסך הכל, גישה זו מאפשרת אספקה מקומית יעילה של תאי mSVF בני קיימא. אנו מציגים בזאת את הפרוטוקול המשלב mSVF עם הידרוג'ל פיברין המיועד ליישום למטרות ריפוי פצעים.

Protocol

מחקר זה בוצע בהתאם להצהרת הלסינקי. כל התורמים הבגירים נתנו הסכמה מדעת בכתב כדי לאפשר שימוש נוסף בדגימות הרקמה שנאספו. הפרוטוקול עוקב אחר הנחיות ועדת האתיקה של המחקר האנושי של המוסד שלנו.

1. קציר רקמת שומן

  1. קצרו את רקמת השומן על ידי ביצוע שאיבת שומן סטנדרטית בטכניקת קצירת שומן קונבנציונלית שתוארה בפרסומים קודמים26,27. הקפד להשתמש בתמיסת גידול המורכבת מלקטט ואפינפרין של רינגר רגיל ביחס של 1:200,000.
  2. יש לבצע את שאיבת השומן עם צינורית שאיפה 4 מ"מ, תחת לחץ ורטט שליליים, לתוך שקית סטרילית. העבירו מיד את השומן שנקטף למעבדה.

2. בידוד mSVF

  1. בצע את השלבים הבאים (סעיפים 2 ו -3) במכסה מנוע של תרבית תאים כדי לספק אזור עבודה אספטי. יש ללבוש מעיל מעבדה רגיל וכפפות כדי להבטיח רמת בטיחות ביולוגית 2.
  2. הכן את מדיום התרבית: תוספת 500 מ"ל של גלוקוז גבוה Dulbecco's Modified Eagles's Medium (DMEM) עם 50 מ"ל של סרום בקר עוברי (FBS), 5 מ"ל של פניצילין-סטרפטומיצין.
  3. מעבירים את הליפואספירט לצינור צנטריפוגה של 50 מ"ל.
  4. מעבירים את הליפואספירט למזרק סטרילי בנפח 20 מ"ל Luer-Lock ומחברים מחבר 1.4 מ"מ. ודא שאין אוויר בתוך המזרק.
  5. חבר מזרק Luer-lock שני בנפח 20 מ"ל לצד הנגדי של מחבר 1.4 מ"מ.
  6. לדחוף את רקמת השומן ממזרק אחד לשני בסך הכל 30 פעמים.
  7. מעבירים את השומן המתחלב לצינור צנטריפוגה טרי של 50 מ"ל.
  8. צנטריפוגייט את השומן המתחלב ב 500 x גרם במשך 10 דקות.
  9. לאחר הצנטריפוגה, יש להשליך את השכבה העליונה השומנית. לאחר מכן, אספו את שכבת mSV המרכזית המטוהרת. מעבירים אותו לצינור צנטריפוגה טרי של 50 מ"ל ומשליכים את הפאזה המימית.
  10. מלאו את צינור הצנטריפוגה בתווך תרבית (משלב 2.2) עד לסימן 40 מ"ל.
  11. הכניסו את צינור הצנטריפוגה לתוך הצנטריפוגה ושוב את הצנטריפוגה במהירות של 500 x גרם למשך 5 דקות.
  12. אסוף את שכבת mSVF המתקבלת והעבר אותה לצינור צנטריפוגה חדש של 50 מ"ל.

3. ייצור mSVF-פיברין הידרוג'ל

  1. ערבבו 100 μL של mSVF עם 10 μL של טרומבין (100 U/mL), 10 μL של CaCl2 (80 mM), ו-70 μL של חומצה טרנקסמית (100 מ"ג/מ"ל) בצינור סטרילי של 1.5 מ"ל.
  2. השתמש בקצה פיפטה טרי כדי להוסיף 10 μL של פיברינוגן (100 מ"ג / מ"ל) כמרכיב האחרון, זמן קצר לפני היישום. היזהר כי פילמור הידרוג'ל הוא ציין בתוך כ 10-30 s.
  3. ליישום קליני, בצע שלב אחרון זה זמן קצר לפני מתן מקומי, רצוי ליד המיטה. למטרות אנליטיות, להעביר לתוך צלחת 12 בארות על ידי pipetting.

4. בדיקת כדאיות והיסטולוגיה

  1. פיפטה 200 μL של תערובת mSVF-הידרוג'ל משלב 3.3 לתוך באר אחת של צלחת 12 בארות.
  2. פיפטה 100 μL של אוסף mSVF (שלב 2.12.) לתוך באר אחת כמו בקרה חיובית.
  3. פיפטה 200 μL של פיברין הידרוג'ל רק לתוך באר אחת כמו שליטה שלילית.
  4. הכניסו את צלחת 12 הקידוחים לאינקובטור רגיל בטמפרטורה של 37°C ו-5% CO2 למשך 30 דקות.
  5. לאחר מכן, להוסיף 1 מ"ל של resazurin (כחול alamar, ריכוז 10%, מדולל במדיום תרבית) לכל באר.
  6. לאחר התוספת, לדגור על צלחת 12 באר ב 37 ° C ו 5% CO2 במשך 24 שעות.
  7. לאחר 24 שעות, מדוד את עוצמת הפלואורסצנטיות הראשונה באמצעות קורא מיקרו-לוחות רב-מצבי להדמיית תאים באמצעות אורך גל עירור של 555 ננומטר ואורך גל פליטה של 596 ננומטר.
  8. בצעו מדידות עוצמת פלואורסצנטיות רצופות בימים 3 ו-7.
  9. אם יש צורך בהערכה היסטולוגית, הפסיקו את הניסוי בימים 1, 3 ו-7 וקבעו את הפיברין הידרוג'ל ב-4% פרפורמלדהיד ב-4°C למשך 24 שעות. לאחר הקיבוע, יש להוסיף 1% מלח חוצץ פוספט (PBS) ולאחסן אותו בטמפרטורה של 4°C.
  10. הטמע את ההידרוג'לים בתרכובת טמפרטורת חיתוך אופטימלית (OCT) וחתך בלוקים קפואים בעובי 10 מיקרומטר עם קריוסטט. לצבוע את החלקים עם hematoxylin ו eosin פתרון (H&E) על פי פרוטוקולים סטנדרטיים28.

תוצאות

בדיקת Resazurin
תחילה בחנו את יכולת הקיום של תאי mSVF במבחנה . לשם כך ערכנו בדיקת כדאיות של תאי רסזורין בימים 0, 3 ו-7. יכולת הקיום של התא בימים 0, 3 ו-7 מתוך ארבע דגימות בסך הכל מוצגת באיור 1. הערכים של יום 0 משמשים כבסיס והוגדרו כ- 100%. ביום השלישי, הבקרה ה...

Discussion

הבידוד המכני של SVF מספק חלופה אלגנטית לגישה האנזימטית המסורתית ומציע גישה רחבה ליישום קליני29. למעשה, mSVF, כפי שהוצע בכתב היד הנוכחי, כבר נמצא בשימוש קליני לטיפול בצלקות ברקמות רכות או כנספח להליכים קוסמטיים30. הפרוטוקול המוצג כאן מספק שיטה פשוטה ל...

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

בונג-סונג קים נתמך על ידי קרן המחקר הגרמנית (KI 1973/2-1) וקרן נוברטיס למחקר רפואי-ביולוגי (#22A046).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
12-WellplateSarstedt83.3921
4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-FalconFalcon352070
Absorbent Towels, Two PackHalyard89701
Alamar blue 25 mLInvitrogenDAL1025
Albumin, Bovine (BSA)VWR0332-500G
Biotek Cytation 5 AgilentCell Imaging Multimode Microplate Reader 
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
CryostatMicrotome
DMEM with 4,5 g/L glucose,with L-Glutamine, with sodium pyruvateVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinephrinSigma-AldrichE4250
Fetal Bovine SerumBiowestS181H-500
Fibrinogen Human Plasma 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinFisher ScientificSF100-4
Formalin 4%Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Hematoxylin & Eosin SolutionSigma-AldrichH3136 / HT110132
Lactated Ringer’s Solution 1000 mLB BraunR5410-01
Mercedes Cannula 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0.9%Bbraun570160
OCT Embedding Matrix 125 mLCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldehydeFisher Scientific10342243
PBS 1%Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 ReagentAbcamab176753
Sterile Syringe 20 mL LuerHENKE-JECT5200-000V0
Sterile Syringe 30 mL Luer-LockBD10521
Thrombin from Human PlasmaSigma-AldrichT6884-100UN
Tranexamic acidOrpha Swiss6837093
Tulipfilter 1.2Lencion SurgicalATLLLL
Tulipfilter 1.4Lencion SurgicalATLLLL

References

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017 (2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713 (2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780 (2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901 (2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667 (2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417 (2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507 (2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690 (2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869 (2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90 (2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

SVFMSVF

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved