מימון חלקי של הפרויקט USDA רב למדינה מחקר W-2171 &quot;תא הנבט ופיתוח העובר מניפולציה לשיפור משק חי&quot; היא הודתה בהכרת תודה. הכישרון האמנותי של ריאן קלהאן, שהכין את האיורים טכני עבור חלק הווידאו של מאמר זה, הם גם הכירו בהכרת תודה.

1. הערכת התאמתם של עוברים cryopreservation 1 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דוגמאות שנקטפו מן באיברי הרבייה של נקבות אדם התורם צריך להיות ממוקם בתוך המדיום עובר איזוטוני מחזיק במשך 10 דקות לפני הערכה באמצעות stereomicroscope. כדי להיות בטוח לשמור עוברים מן הנקבה כל התורם נפרדים אחד מהשני כדי לאפשר זיהוי של הורות של צאצאים החזרת העוברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בהגדלה נמוכה (≤ 10X), דגימות מן הנקבה תורם יחיד צריך להיות הפרדה לקבוצות נפרדות בהיקף של ביצית מופרית, מנוונת עוברים, או עוברים באיכות להעברה. רק בכיתה איכות 1 או 2 עוברים ב morula קומפקטית שלבים הבלסטוציסט מורחבת של התפתחות מתאימים cryopreservation, וכל השאר אמור להיות מושלך (אלא אם כן הנקבות הנמען סינכרוני זמינים עבור כיתה איכות 3 עוברים ושיעור שלאחר העברת ההריון של כ 25 % -30 נחשב מקובל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק כיתה איכות 1 ו -2 morula קומפקטי עוברים דרך שלב הבלסטוציסט מורחבת בהגדלה 50X ≥ להבטיח כי pellucida zona של העובר תקין וכי יש חומר לא (למשל, תאים, ריר) דבקות pellucida zona. כל העובר עם סדוק או חסר zona pellucida או עם pellucida zona שיש חומר חסיד צריך להיות הפרדה מעוברים אחרים, או להיות מושלך או מעובד בנפרד. </li></ol> 2. עוברים כביסה להפחתת הסבירות של העברת מחלות 2 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר zona pellucida-שלמים עוברים בהיקף מינימלי של המדיום העובר איזוטוני מחזיק לתוך הבאר הראשונה של המדיום עובר כביסה (למשל, פוספט שנאגרו מלוחים מוגבר עם אנטיביוטיקה שור סרום סרום אלבומין, עגל בן יומו, או פוליוויניל אלכוהול). שמור עוברים מן הנקבה כל התורם נפרד, אל תנסה לשטוף יותר מ -10 עוברים בבת אחת. העברת עוברים בהיקף מינימלי של המדיום לתוך לשטוף כל רצופים כדי להשיג דילול סדרתי ≥ 1:100, ולהיות בטוח לשימוש סטרילי טיפול העובר טיפים משתנים בין לשטוף כל רצופים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת עוברים דרך 4 שוטף יותר כמתואר 2.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם העברת מחלות ויראליות היא דאגה, לשטוף עוברים פעמיים בתמיסה טריפסין 0.25%, בפעם חשיפה סך בשילוב טריפסין של לא יותר מ 90 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי שתי שוטף טריפסין, לשטוף עוברים פי 5 יותר במדיום העובר כביסה כמתואר 2.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר לשטוף העובר הסופי, עוברים מקום לעובר איזוטוני מחזיק בינוני. </li></ol> 3. Dehydrating עוברים לפני cryopreservation 3 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעוברים יש להעביר בהיקף מינימלי של המדיום העובר איזוטוני מחזיק בפתרון hypertonic (1.4-1.5 ריכוז שן טוחנת) של סוכן cryoprotective (CPA), כגון אתילן גליקול או גליצרול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר עוברים לשבת בינוני הקפאה (hypertonic פתרון רו&quot;ח) עד שהם מגיעים לשיווי משקל אוסמוטי. מכיוון אתילן גליקול מחלחלת תאים עובריים במהירות רבה יותר מאשר עושה גליצרול, פעמים איזון הם בדרך כלל פחות עוברים אתילן גליקול (5 דקות) מאשר גליצרול (10 דקות). חלק מהזמן הזה ניתן להשיג איזון במהלך ואחרי עוברים נטענים לתוך קשיות (מתואר השלב הבא). </li></ol> 4. טוען עוברים לתוך קש פלסטיק 0.25 מ&quot;ל עבור cryopreservation <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את התקע כותנה סוף קש 0.25 מ&quot;ל פלסטיק (11.5 ס&quot;מ אורך העבודה) להתקן טעינה העובר, וכן לשאוב כ 1.3 ס&quot;מ של פתרון רו&quot;ח hypertonic לתוך קשית שכותרתו כהלכה. מגוון פרוצדורות תיוג קיים, כולל השימוש בתוויות מודפסות המצורפת או תקע איטום קש או קש אחר מחובר עם מתאם קש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קש מפתרון רו&quot;ח, ואת לשאוב כ 0.15 ס&quot;מ של אוויר כדי ליצור בועות אוויר זעירות בתוך הקש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב עובר יחיד כ 0.8 ס&quot;מ של פתרון רו&quot;ח hypertonic לתוך הקש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קש מפתרון רו&quot;ח לשאוב כ 0.15 ס&quot;מ של אוויר כדי ליצור בועות אוויר זעירות second בתוך הקש (בועות אוויר לשרת פיזית לבודד את העובר בתוך הקשית). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב כ 9.1 ס&quot;מ של פתרון רו&quot;ח למלא לגמרי את הקשית, להיות בטוח כדי למשוך בנפח מספיק של פתרון רו&quot;ח כדי ללחלח את polyvinylchloride (PVC) אבקת שקיים בתוך סוף כותנה התקע של הקש. הפתרון רו&quot;ח גורם אבקת PVC להגליד ואת החותם כי בסופו של הקש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הקצה השני של הקשית עם אבקת PVC, פלסטיק איטום תקעים קש, או אוטם חום. </li></ol> 5. הצבת עוברים לתוך מכונת דרג מבוקרת העובר הקפאת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אמבטיה או מתנול או חנקן נוזלי אדי מכונות הקפאת יכול להיות מתוכנת עבור cryopreservation של עוברים preimplantation. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את קשיות המכילות את embry<html> os למכונת הקפאה שהטמפרטורה שלה כבר מקורר מ טמפרטורת הסביבה כדי -6 ° C. טען בקש תקע כותנה בסופו של דבר (אלא אם כן פלסטיק איטום קש תקעים או מתאמי קש נמצאים בשימוש, בהם כותנה מקרה בסוף תקע ממוקם מטה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר עוברים לשבת בטמפרטורת זה לפחות 2 דקות לפני שתמשיך. </li></ol> 6. זרוע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר עוברים יש מקורר -6 ° C, להשתמש זוג מלקחיים בקירור בחנקן נוזלי (או מקל כותנה שקצהו שקוע חנקן נוזלי) כדי לגרום להיווצרות גבישי קרח בפתרון רו&quot;ח בתוך הקש ידי נגיעה מלקחיים (או כותנה מקל שקצהו) לעמודה של פתרון מעל או מתחת העובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המים הפתרון רו&quot;ח יהיה להתגבש באזור חשוף חנקן נוזלי, וגבישי קרח יתפשט הטור של פתרון רו&quot;ח מיד סביב העובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק עוברים על זריעת הטמפרטורה במשך 10 דקות לפני קירור נוסף. </li></ol> 7. התייבשות המשך של עוברים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוברים מגניב בשיעור של 0.5 ° C / min עד לטמפרטורה של -34 ° C. זה קצב הקירור חשוב לוודא התייבשות המשיכה של העובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק עוברים ב -34 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות לפני הזינוק עוברים לתוך חנקן נוזלי (-196 ° C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום cryopreserved עוברים לתוך הגביע שכותרתו כראוי (מלא חנקן נוזלי) מצורף מקל שכותרתו כראוי, ומקום את המקל לתוך מיכל של חנקן נוזלי דיואר לאחסון קצר או ארוך טווח. </li></ol> 8. הפשרת עוברים Cryopreserved <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את המכל לתוך הצוואר של חנקן נוזלי דיואר, להבטיח כי מיכל נשארת מתחת לקו הכפור של דיואר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את מקל המכיל את העובר להיות מופשר, במהירות ובזהירות להסיר את קש מן הגביע, להיות בטוח שלא חם בקש אחרים הגביע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את מקש באוויר למשך 3-5 שניות (כדי להפחית את שכיחות סדוק zona pellucida 4), ​​ואז לצלול לתוך אמבטיה 37 מעלות צלזיוס מים 25-30 שניות נוספות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קש מן האמבט במים, לנגב את קש (נזהרים שלא למרוח את הזיהוי העובר על הקש), להשתמש בהתקן קש חיתוך לחתוך את הקצה הלא כותנה תקע קש (אם באמצעות חום אטום או אבקת PVC ), או להסיר בזהירות את התקע איטום פלסטיק, או: <ol type="a" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטעון את קש לתוך המכשיר עובר העברה ולהעביר מהר ככל האפשר לנמען העובר סינכרוני (אבל רק אם העובר היה cryopreserved באמצעות אתילן גליקול כמו רו&quot;ח), או </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחזיק את הקצה הפתוח של הקשית מעל צלחת המכילה ריכוז 1.0 שן טוחנת של סוכרוז (תרכובת בלתי המחלחל), ולהשתמש זוג מספריים כדי לחתוך את התקע כותנה סוף הקש. תוכן קש צריך לזרום בחופשיות הפתרון סוכרוז, אבל דוחף עמודה קטנה של אויר דרך הקש עשוי להיות נחוץ אם בכלל בינוני שיורית קיימת בתוך הקש. אפשר עוברי להישאר פתרון סוכרוז למשך 10 דקות, ולאחר מכן להעביר עוברים לעובר איזוטוני מחזיק בינוני למשך 10 דקות. הערכת עוברים שלאחר ההפשרה, לטעון לתוך קש חדש, להעביר לנמען נקבות מתאים. </li></ol></li></ol> 9. נציג תוצאות: מגוון של גורמים עשויים להשפיע על ההריון לחיות שיעורי הילודה הנובע העברת קפוא מופשר עוברים preimplantation לנקבות הנמען סינכרוני 5. עוברים בשלבים התפתחותיים מתקדמים פחות morula קומפקטי או מתקדם יותר הבלסטוציסט מורחבת לעיתים קרובות אינם שורדים את תהליך cryopreservation כמו גם העוברים על morula קומפקטית, הבלסטוציסט מוקדם, הבלסטוציסט, ובשלבים הבלסטוציסט מורחבת של ההתפתחות העוברית. עוברים כיתה איכות 1 ו -2 תשואה גבוהה יותר לאחר ההפשרה שיעורי ההריון מאשר ציון איכות 3 עוברים (אשר בדרך כלל אינם cryopreserved בגלל שלאחר ההפשרה נמוכים ההריון). עוברים כשלה במהלך הקפאת העובר או העובר הפשרת ההליכים צפויים להפגין שיעורי ההריון מופחת. העוברים הועברו הנקבות הנמען אשר מחזורי הייחום אינם מסונכרנים עם זה של הנקבה תורם בדרך כלל לייצר שיעור ההריונות נמוך יותר. עוברים מיוצרים במבחנה או להשפיע בצורה כלשהי (למשל, ביופסיה או חצוי) בדרך כלל תשואה שיעור ההריונות נמוך יותר. בתנאים אופטימליים, שיעור ההריונות שהושגו לאחר העברת קפוא מופשר בעוברים נגזר vivo הוא בדרך כלל 60-70% בבקר 6,7, 65-75% בכבשים 8,9,10,11, ו - 60-70% ב עיזים 12,13,14,15. באופן דומה, שיעור ההריונות שהושגו לאחר העברת קפוא מופשר עוברי מבחנה מיוצר בדרך כלל 40-50% בבקר 6,16, 25-35% ב 17 כבשים, ו -% 30-40 ב 18 עזים. ble 1 &quot;/&gt; טבלה 1. שיעורי ההריון הצפוי בעקבות העברת עוברים מוקפאים, מופשרים של מינים מקומיים בעלי חיים מעלה גירה נקבות הנמען סינכרוני.

<ol>
	<li>Lindner, G. M., Wright, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bovine+embryo+morphology+and+evaluation.">Bovine embryo morphology and evaluation.</a> Theriogenology. 20, 407-416 (1983).</li><li>Stringfellow, D. A., Stringfellow, D. A., Givens, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+the+sanitary+handling+of+in+vivo+derived+embryos.">Recommendations for the sanitary handling of in vivo derived embryos.</a> Manual of the International Embryo Transfer Society. , 65-68 (2010).</li><li>Youngs, C. R., Leibo, S. P., Godke, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryo+cryopreservation+in+domestic+mammalian+livestock+species.">Embryo cryopreservation in domestic mammalian livestock species.</a> CAB Reviews: Perspectives in Agriculture, Veterinary Science, Nutrition and Natural Resources. , (2010).</li><li>Rall, W. F., Meyer, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zona+fracture+damage+and+its+avoidance+during+the+cryopreservation+of+mammalian+embryos.">Zona fracture damage and its avoidance during the cryopreservation of mammalian embryos.</a> Theriogenology. 31, 683-692 (1989).</li><li>Spell, A. R., Beal, W. E., Corah, L. R., Lamb, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+recipient+and+embryo+factors+that+affect+pregnancy+rates+of+embryo+transfer+in+beef+cattle.">Evaluating recipient and embryo factors that affect pregnancy rates of embryo transfer in beef cattle.</a> Theriogenology. 56, 287-297 (2001).</li><li>Hasler, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+status+of+oocyte+recovery,+in+vitro+embryo+production,+and+embryo+transfer+in+domestic+animals,+with+an+emphasis+on+the+bovine.">The current status of oocyte recovery, in vitro embryo production, and embryo transfer in domestic animals, with an emphasis on the bovine.</a> J. Anim. Sci. 76, 52-74 (1998).</li><li>Hasler, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+frozen+and+fresh+embryo+transfer+pregnancy+rates+in+cattle.">Factors affecting frozen and fresh embryo transfer pregnancy rates in cattle.</a> Theriogenology. 56, 1401-1415 (2001).</li><li>Heyman, Y., Vincent, C., Garnier, V., Cognie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+frozen-thawed+embryos+in+sheep.">Transfer of frozen-thawed embryos in sheep.</a> Veterinary Record. 120, 83-85 (1987).</li><li>McGinnis, L. K., Duplantis, S. C., Youngs, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+sheep+embryos+using+ethylene+glycol.">Cryopreservation of sheep embryos using ethylene glycol.</a> Anim. Reprod. Sci. 30, 273-280 (1993).</li><li>Shelton, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+viability+of+fresh+and+frozen-thawed+sheep+demi-embryos.">Factors affecting viability of fresh and frozen-thawed sheep demi-embryos.</a> Theriogenology. 37, 713-721 (1992).</li><li>Bettencourt, E. M., Bettencourt, C. M., Silva, J. C. E., Ferreira, P., Matos, C. P., Ram&#227;o, R. J., Rocha, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertility+rates+following+the+transfer+of+ovine+embryos+cryopreserved+using+three+protocols.">Fertility rates following the transfer of ovine embryos cryopreserved using three protocols.</a> Small Ruminant Research. 82, 112-116 (2009).</li><li>Chemineau, P., Procureur, R., Cogni&#233;, Y., Lef&#232;vre, P. C., Locatelli, A., Chupin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production,+freezing+and+transfer+of+embryos+from+a+bluetongue-infected+goat+herd+without+bluetongue+transmission.+Theriogenology.">Production, freezing and transfer of embryos from a bluetongue-infected goat herd without bluetongue transmission. Theriogenology.</a> 26, 279-290 (1986).</li><li>Baril, B., Casamitjana, P., Perrin, J., Vallet, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryo+production+freezing+and+transfer+in+Angora,+Alpine+and+Saanen+goats.">Embryo production freezing and transfer in Angora, Alpine and Saanen goats.</a> Zuchthyg. 24, 101-115 (1989).</li><li>Guignot, F., Bouttier, A., Baril, G., Salvetti, P., Pignon, P., Beckers, J. F., Touz&#233;, J. L., Cogni&#233;, J., Traldi, A. S., Cogni&#233;, Y., Mermillod, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+vitrification+method+allowing+direct+transfer+of+goat+embryos.">Improved vitrification method allowing direct transfer of goat embryos.</a> Theriogenology. 66, 1004-1011 (2006).</li><li>Nowshari, M. A., Holtz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+culture+of+goat+morulae+to+blastocysts+before+freezing.">In vitro culture of goat morulae to blastocysts before freezing.</a> Theriogenology. 44, 983-988 (1995).</li><li>Machatkova, M., Hulinska, P., Reckova, Z., Hanzalova, K., Spanihelova, J., Pospisil, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+production+of+embryos+from+high+performance+cows+and+the+development+of+frozen-thawed+embryos+after+transfer:+a+field+study.">In vitro production of embryos from high performance cows and the development of frozen-thawed embryos after transfer: a field study.</a> Veterinarni Medicina. 53, 358-364 (2008).</li><li>Mart&#237;nez, A. G., Valc&#225;rcel, A., Furnus, C. C., de Matos, D. G., Iorio, G., de las Heras, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+in+vitro-produced+ovine+embryos.">Cryopreservation of in vitro-produced ovine embryos.</a> Small Ruminant Research. 63, 288-296 (2006).</li><li>Han, Y., Meintjes, M., Graff, K., Denniston, R., Zhang, L., Ziomek, C., Godke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caprine+offspring+born+from+fresh+and+frozen-thawed+in+vitro-produced+embryos.">Caprine offspring born from fresh and frozen-thawed in vitro-produced embryos.</a> Veterinary Record. 149, 714-716 (2001).</li><li>Leibo, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+one-step+method+for+direct+nonsurgical+transfer+of+frozen-thawed+bovine+embryos.">A one-step method for direct nonsurgical transfer of frozen-thawed bovine embryos.</a> Theriogenology. 21, 767-790 (1984).</li><li>Voelkel, S. A., Hu, Y. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+ethylene+glycol+as+a+cryoprotectant+for+bovine+embryos+allowing+direct+transfer+of+frozen-thawed+embryos+to+recipient+females.">Use of ethylene glycol as a cryoprotectant for bovine embryos allowing direct transfer of frozen-thawed embryos to recipient females.</a> Theriogenology. 37, 687-697 (1992).</li><li>Rall, W. F., Fahy, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice-free+cryopreservation+of+mouse+embryos+at+-196&#176;C+by+vitrification.">Ice-free cryopreservation of mouse embryos at -196&#176;C by vitrification.</a> Nature. 313, 573-575 (1985).</li><li>Notter, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+genetic+diversity+in+livestock+populations+of+the+future.">The importance of genetic diversity in livestock populations of the future.</a> J. Anim. Sci. 77, 61-69 (1999).</li><li>Thibier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+retrieval+committee+statistics+of+embryo+transfer-+year+2008.+The+worldwide+statistics+of+embryo+transfers+in+farm+animals.">Data retrieval committee statistics of embryo transfer- year 2008. The worldwide statistics of embryo transfers in farm animals.</a> Embryo Transfer Newsletter. 27, 13-19 (2009).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

מכיוון עוברים מורכב בעיקר מים, חשוב כי עוברי preimplantation להיות מיובש כראוי ומקורר לאט בהתאם לפרוטוקול המתוארים כאן, כדי למנוע היווצרות תאיים גביש קרח. לאחר תהליך הקירור החלה, חשוב לשמור על שינוי טמפרטורה חד כיווני, כדי למנוע תנודות הטמפרטורה. ייזום של היווצרות גבישים קרח (&quot;זריעה&quot;) בטמפרטורה מתאימה לפתרון רו&quot;ח ספציפי הוא קריטי. עשיית שינויים קירור זה איטי / שיטת הפשרה מהירה עבור cryopreservation העובר preimplantation כוללים את השיטה צעד אחד (שם העמודה האחרונה של המדיום נטען לתוך קש הוא סוכרוז במקום פתרון רו&quot;ח) 19 ואת שיטת ההעברה הישירה (שם עוברים מוקפאים ב אתילן גליקול הם הפשירו והועברו ישירות אל הרחם של נקבה הנמען מבלי להסיר את אתילן גליקול מן העובר) 20. כדי להפחית את עוצמת הקול של אתילן גליקול שהופקדו אל תוך הרחם של העברה ישירה (DT) נקבה הנמען, רצוי למלא את קש 0.25 מ&quot;ל עם 6 ס&quot;מ מחזיק בינוני לפני שתמשיך כפי שתואר לעיל. יצוין כי תקן וולונטרי שקיים בתוך תעשיית העברת מסחרי העובר כי עוברי preimplantation cryopreserved עבור DT צריך להיות קפוא צהוב בצבע קש ומאוחסנים בצבע צהוב גביעים של חנקן נוזלי דיואר. ענף מסחרי יש גם דרישות סימון ספציפיות עבור כל עוברי cryopreserved בה יש ללכת. חלופה אחת לשיטה זו vitrification 21, שיטה של שיווי משקל בלתי cryopreservation שם יותר מרוכז מאוד (6-8 מ &#39;) רו&quot;ח הפתרון הוא מקורר אולטרה במהירות גורם פתרון רו&quot;ח לשנות מנוזל מדינה &quot;זגוגיות&quot; ללא קרח היווצרות גבישים. Vitrification סביר יותר מתאים cryopreservation של עוברים כי הם פחות מתקדמים יותר מבחינה התפתחותית morula קומפקטי עקב רגישות מוגברת שלהם הטמפרטורה. טכניקה זו בקשה לשימור המשאבים הייחודיים germplasm 22, כמו גם את תעשיית העברה בינלאומית מסחרית עובר שם יותר מ 55% של כ 500,000 עוברי preimplantation שור הועבר בשנה הקלנדרית 2008 היו cryopreserved. 23

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> שם מגיב </th><th> חברה </th><th> מספר קטלוגי </th><th> הערות (אופציונלי) </th></tr><tr><td> BioLife בינוני להקפיא </td><td> Agtech, Inc </td><td> C18, C18A </td><td> 1.5 מ אתילן גליקול </td></tr><tr><td> אתילן גליקול Emcare להקפיא פתרון </td><td> ICPBio רפרודוקציה </td><td> IC8, IC10 </td><td> 1.5 מ אתילן גליקול </td></tr><tr><td> אתילן גליקול ViGro להקפיא פלוס </td><td> Bioniche לבריאות בעלי חיים </td><td> EVM835 </td><td> 1.5 מ אתילן גליקול </td></tr><tr><td> Emcare 10% גליצרול להקפיא פתרון </td><td> ICPBio רפרודוקציה </td><td> IC12 </td><td> 1.34 מ &#39;גליצרול </td></tr><tr><td> Emcare 1 M להפשיר סוכרוז </td><td> ICPBio רפרודוקציה </td><td> IC16 </td><td> סוכרוז 1.0 M </td></tr><tr><td> ViGro צעד אחד ההפשרה </td><td> Bioniche לבריאות בעלי חיים </td><td> EVM247, EVM847 </td><td> סוכרוז 1.0 M </td></tr><tr><td> ViGro להפשיר 1-2-3 פלוס </td><td> Bioniche לבריאות בעלי חיים </td><td> EVM248, EVM848 </td><td> 5%, 2.5%, 0% גליצרול עם 0.5, 0.5, סוכרוז 0.6% </td></tr><tr><td> Emcare CSU מפשיר ערכת </td><td> ICPBio רפרודוקציה </td><td> IC20 </td><td> 6%, 3%, 0% גליצרול עם סוכרוז 10.3% </td></tr><tr><td> BioLife מחזיק ובינוניים להעביר </td><td> Agtech, Inc </td><td> C15, C15A </td><td> שונה PBS BSA עם 0.4% (שור אלבומין) </td></tr><tr><td> Emcare פתרון מחזיק </td><td> ICPBio רפרודוקציה </td><td> IC2, IC4, IC6 </td><td> 0.4% BSA (אלבומין בסרום שור), מאגר מגבים (zwitterions אינרטי) </td></tr><tr><td> ViGro מחזיק פלוס </td><td> Bioniche לבריאות בעלי חיים </td><td> EVM024, EVM824 </td><td></td></tr><tr><td> SYNGRO אחזקות בינוני </td><td> Bioniche לבריאות בעלי חיים </td><td> ESM024, ESM224, ESM828 </td><td> מכיל hyaluronan; אין מוצרים מן החי </td></tr><tr><td> BioLife שונה D-PBS </td><td> Agtech, Inc </td><td> C06 </td><td> פוספט שונה של Dulbecco שנאגרו מלוחים </td></tr><tr><td> BioLife BSA שבר V </td><td> Agtech, Inc </td><td> B09 </td><td> lyophilized שור סרום אלבומין, חלק V </td></tr><tr><td> BioLife לאנטיביוטיקה antimycotic </td><td> Agtech, Inc </td><td> B01 </td><td> amphotericin-B, פניצילין G, סולפט סטרפטומיצין </td></tr><tr><td> BioLife טריפסין ערכת </td><td> Agtech, Inc </td><td> C22A </td><td> 25 גרם lyophilized טריפסין, מים סטריליים, סטרילי D-PBS </td></tr></tbody></table><table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> שם הציוד </th><th> חברה </th><th> מספר קטלוגי </th><th> הערות (אופציונלי) </th></tr><tr><td> Biol-Cool בקצב מבוקר במקפיא </td><td> FTS מערכות </td><td> BC-IV -40 </td><td> אמבטיה מתנול במקפיא </td></tr><tr><td> להקפיא במקפיא מבוקר בקרת קצב </td><td> Cryologic </td><td> CL2200 </td><td> חנקן נוזלי מקפיא </td></tr></tbody></table>

cryopreservation of preimplantation embryos of cattle, sheep, and goats

עוברים Preimplantation מן בקר, כבשים, עזים עשוי להיות cryopreserved לאחסון קצר או ארוך טווח. עוברים Preimplantation מורכב בעיקר מים, הימנעות היווצרות קרח תאיים קריסטל בתהליך cryopreservation היא בעלת חשיבות עליונה לשמור על כדאיות העובר. עוברים ממוקמים בפתרון hypertonic (1.4-1.5 מ &#39;) של סוכן cryoprotective (CPA), כגון אתילן גליקול (למשל) או גליצרול (GLYC) כדי ליצור שיפוע האוסמוטי המאפשרת התייבשות הסלולר. לאחר עוברים להגיע לשיווי משקל אוסמוטי בפתרון רו&quot;ח, שהם נטענים בנפרד הפתרון רו&quot;ח hypertonic לתוך 0.25 קשיות מ&quot;ל להקפאה. עוברים הם מכניסים למקפיא שיעור מבוקר בטמפרטורה של -6 ° C. היווצרות קרח קריסטל מושרה בתמיסה רו&quot;ח המקיפים את העובר, וגיבוש גורמת לעלייה בריכוז של רו&quot;ח החיצוני של העובר, ולגרום להתייבשות סלולרית נוספת. עוברים הם מקורר בקצב של 0.5 דקות ° / C, המאפשר התייבשות נוספת, לטמפרטורה של -34 מעלות צלזיוס, בטרם צלל לתוך חנקן נוזלי (-196 ° C). עוברים Cryopreserved חייב להפשיר לפני העברת לנמען (פונדקאית) נקבה. קשיות המכילות את העוברים יוסרו דיואר החנקן הנוזלי, שנערך באוויר החדר הטמפרטורה במשך 3 עד 5 שניות, והניח בתוך אמבטיה 37 מעלות צלזיוס המים 25 עד 30 שניות. עוברים cryopreserved ב GLYC ממוקמות לתוך פתרון 1 M של סוכרוז במשך 10 דקות להסרה של רו&quot;ח לפני העברה לנמען (פונדקאית) נקבה. עוברים cryopreserved ב EG, לעומת זאת, ניתן להעביר ישירות אל הרחם של הנמען.

Watch this Scientific Journal Video about Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats at JoVE.com

Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats

עוברים Preimplantation ניתן cryopreserved לאחר מיקום בפתרון cryoprotective hypertonic לגרום להתייבשות הסלולר. לאחר איזון, היווצרות קרח קריסטל מושרה בפתרון המקיף את העובר. התייבשות נוספת מתרחשת כאשר העובר הוא מקורר לאט לטמפרטורות שמתחת לאפס לפני צולל לתוך חנקן נוזלי לאחסון.

Cryopreservation של עוברים Preimplantation של בקר, כבשים ועזים

Preimplantation embryos from cattle, sheep, and goats may be cryopreserved for short- or long-term storage.  Preimplantation embryos consist predominantly ...

cryopreservation-of-preimplantation-embryos-of-cattle-sheep-and-goats

Research

JoVE Journal

Biology

30.5K Views.  Iowa State University. עוברים Preimplantation ניתן cryopreserved לאחר מיקום בפתרון cryoprotective hypertonic לגרום להתייבשות הסלולר. לאחר איזון, היווצרות קרח קריסטל מושרה בפתרון המקיף את העובר. התייבשות נוספת מתרחשת כאשר העובר הוא מקורר לאט לטמפרטורות שמתחת לאפס לפני צולל לתוך חנקן נוזלי לאחסון.

Video: Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Dissection של 6.5 עוברים DPC עכבר

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Plastic Embedding and Sectioning of Xenopus laevis Embryos

Plastic sections maintain true tissue morphology in thin sections of tissue that can be immunostained with fluorescent secondary antibodies, making this method more useful than paraffin-embedded or frozen sections for many types of tissue. The method for staining, plastic embedding, and sectioning is demonstrated in this video.

פלסטיק הטבעת ואת חתך של עוברים Xenopus laevis

Collection and Cryopreservation of Hamster Oocytes and Mouse Embryos

Embryos and oocytes were first successfully cryopreserved more than 30 years ago, when Whittingham et al. 1 and Wilmut 2 separately described that mouse embryos could be frozen and stored at -196 &deg;C and, a few years later, Parkening et al. 3 reported the birth of live offspring resulting from in vitro fertilization (IVF) of cryopreserved oocytes. Since then, the use of cryopreservation techniques has rapidly spread to become an essential component in the practice of human and animal assisted reproduction and in the conservation of animal genetic resources. Currently, there are two main methods used to cryopreserve oocytes and embryos: slow freezing and vitrification. A wide variety of approaches have been used to try to improve both techniques and millions of animals and thousands of children have been born from cryopreserved embryos. However, important shortcomings associated to cryopreservation still have to be overcome, since ice-crystal formation, solution effects and osmotic shock seem to cause several cryoinjuries in post-thawed oocytes and embryos. Slow freezing with programmable freezers has the advantage of using low concentrations of cryoprotectants, which are usually associated with chemical toxicity and osmotic shock, but their ability to avoid ice-crystal formation at low concentrations is limited. Slow freezing also induces supercooling effects that must be avoided using manual or automatic seeding 4. In the vitrification process, high concentrations of cryoprotectants inhibit the formation of ice-crystals and lead to the formation of a glasslike vitrified state in which water is solidified, but not expanded. However, due to the toxicity of cyroprotectants at the concentrations used, oocytes/embryos can only be exposed to the cryoprotectant solution for a very short period of time and in a minimum volume solution, before submerging the samples directly in liquid nitrogen 5. In the last decade, vitrification has become more popular because it is a very quick method in which no expensive equipment (programmable freezer) is required. However, slow freezing continues to be the most widely used method for oocyte/embryo cryopreservation. In this video-article we show, step-by-step, how to collect and slowly freeze hamster oocytes with high post-thaw survival rates. The same procedure can also be applied to successfully freeze and thaw mouse embryos at different stages of preimplantation development.

In this video-article we present a step-by-step demonstration on how to collect and cryopreserve hamster oocytes with high post-thaw survival rates. The same procedure can also be applied to successfully freeze and thaw mouse embryos at different stages of preimplantation development.

איסוף cryopreservation של ביציות ועוברים אוגר עכבר

Embryos and oocytes were first successfully cryopreserved more than 30 years ago, when Whittingham et al. 1 and Wilmut 2 separately described that mouse ...

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current techniques used to view such processes are somewhat limited. The following protocol describes a new technique for mounting fixed and labeled Drosophila embryos for coronal viewing with confocal imaging. This method consists of embedding embryos between two layers of glycerin jelly mounting media, and imaging jelly strips positioned upright. The first step for sandwiching the embryos is to make a thin bedding of glycerin jelly on a slide. Next, embryos are carefully aligned on this surface and covered with a second layer of jelly. After the second layer is solidified, strips of jelly are cut and flipped upright for imaging. Alternatives are described for visualizing the embryos depending upon the type of microscope stand to be used. Since all cells along the dorsal-ventral axis are imaged within a single confocal Z-plane, our method allows precise measurement and comparison of fluorescent signals without photobleaching or light scattering common to 3D reconstructions of longitudinally mounted embryos.

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Here we present a mounting protocol for stained Drosophila embryos in an upright position that allows imaging of cross-sections using Confocal microscopy.

הדמיה של זקופה תסיסנית עוברים

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current ...

Cryopreservation of Mouse Embryos by Ethylene Glycol-Based Vitrification

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic modifications and the number is consistently increasing year by year. Its technical development started with slow freezing methods in the 1970s1, then followed by vitrification methods developed in the late 1980s2. Generally, the latter technique is advantageous in its quickness, simplicity, and high survivability of recovered embryos. However, the cryoprotectants contained are highly toxic and may affect subsequent embryo development. Therefore, the technique was not applicable to certain strains of mice, even when the solutions are cooled to 4&deg;C to mitigate the toxic effect during embryo handling. At the RIKEN BioResource Center, more than 5000 mouse strains with different genetic backgrounds and phenotypes are maintained3, and therefore we have optimized a vitrification technique with which we can cryopreserve embryos from many different strains of mice, with the benefits of high embryo survival after vitrifying and thawing (or liquefying, more precisely) at the ambient temperature4.
Here, we present a vitrification method for mouse embryos that has been successfully used at our center. The cryopreservation solution contains ethylene glycol instead of DMSO to minimize the toxicity to embryos5. It also contains Ficoll and sucrose for prevention of devitrification and osmotic adjustment, respectively. Embryos can be handled at room temperature and transferred into liquid nitrogen within 5 min. Because the original method was optimized for plastic straws as containers, we have slightly modified the protocol for cryotubes, which are more easily accessible in laboratories and more resistant to physical damages. We also describe the procedure of thawing vitrified embryos in detail because it is a critical step for efficient recovery of live mice. These methodologies would be helpful to researchers and technicians who need preservation of mouse strains for later use in a safe and cost-effective manner.

An ethylene glycol-based vitrification method for mouse embryos is described. It is advantageous to other methods in its simplicity and low embryonic toxicity, and therefore can be broadly applicable to many strains of mice, including inbred and gene-modified mice.

Cryopreservation של עוברי עכברים ידי Vitrification אתילן גליקול מבוסס

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic ...

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a variety of neurodegenerative diseases, understanding microtubule based motor transport and its regulation will likely ultimately lead to improved therapeutic approaches. Kinesin-1 is a eukaryotic motor protein which moves in an anterograde (plus-end) direction along microtubules (MTs), powered by ATP hydrolysis. Here we report a detailed purification protocol to isolate active full length kinesin from Drosophila embryos, thus allowing the combination of Drosophila genetics with single-molecule biophysical studies. Starting with approximately 50 laying cups, with approximately 1000 females per cup, we carried out overnight collections. This provided approximately 10 ml of packed embryos. The embryos were bleach dechorionated (yielding approximately 9 grams of embryos), and then homogenized. After disruption, the homogenate was clarified using a low speed spin followed by a high speed centrifugation. The clarified supernatant was treated with GTP and taxol to polymerize MTs. Kinesin was immobilized on polymerized MTs by adding the ATP analog, 5'-adenylyl imidodiphosphate at room temperature. After kinesin binding, microtubules were sedimented via high speed centrifugation through a sucrose cushion. The microtubule pellet was then re-suspended, and this process was repeated. Finally, ATP was added to release the kinesin from the MTs. High speed centrifugation then spun down the MTs, leaving the kinesin in the supernatant. This kinesin was subjected to a centrifugal filtration using a 100 KD cut off filter for further purification, aliquoted, snap frozen in liquid nitrogen, and stored at -80 &deg;C. SDS gel electrophoresis and western blotting was performed using the purified sample. The motor activity of purified samples before and after the final centrifugal filtration step was evaluated using an in vitro single molecule microtubule assay. The kinesin fractions before and after the centrifugal filtration showed processivity as previously reported in literature. Further experiments are underway to evaluate the interaction between kinesin and other transport related proteins.

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

This is a protocol to isolate active full length Kinesin from Drosophila embryos for single-molecule biophysical studies. We show how to collect embryos, make the embryo lysate, and then polymerize microtubules (MTs). Kinesin is purified by immobilizing it on the MTs, spinning down the Kinesin-MT complexes, and then releasing the kinesin from the MTs via ATP addition.

בידוד וטיהור של kinesin מ תסיסנית עוברים

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a ...

Mouse Sperm Cryopreservation and Recovery using the I&middot;Cryo Kit

Thousands of new genetically modified (GM) strains of mice have been created since the advent of transgenesis and knockout technologies. Many of these valuable animals exist only as live animals, with no backup plan in case of emergency. Cryopreservation of embryos can provide this backup, but is costly, can be a lengthy procedure, and generally requires a large number of animals for success. Since the discovery that mouse sperm can be successfully cryopreserved with a basic cryoprotective agent (CPA) consisting of 18&#37; raffinose and 3&#37; skim milk, sperm cryopreservation has become an acceptable and cost-effective procedure for archiving, distributing and recovery of these valuable strains.
 Here we demonstrate a newly developed I&bull;Cryo kit for mouse sperm cryopreservation. Sperm from five commonly-used strains of inbred mice were frozen using this kit and then recovered. Higher protection ratios of sperm motility (&gt; 60&#37;) and rapid progressive motility (&gt; 45&#37;) compared to the control (basic CPA) were seen for sperm frozen with this kit in 5 inbred mouse strains. Two cell stage embryo development after IVF with the recovered sperm was improved consistently in all 5 mouse strains examined. Over a 1.5 year period, 49 GM mouse lines were archived by sperm cryopreservation with the I&bull;Cryo kit and later recovered by IVF.

Mouse Sperm Cryopreservation and Recovery using the I&amp;middot;Cryo Kit

Here we demonstrate the newly developed I&#x2022;Cryo kit for mouse sperm cryopreservation. Two-cell stage embryo development with frozen-thawed sperm was improved consistently in 5 mouse strains with the use of this kit. Over a 1.5 year period, 49 genetically modified mouse lines were archived by sperm cryopreservation with the I&#x2022;Cryo kit and later successfully recovered by IVF.

הזרע עכבר cryopreservation ושחזור באמצעות · אני cryo Kit

Thousands of new genetically modified (GM) strains of mice have been created since the advent of transgenesis and knockout technologies.  Many of these ...

Analysis of Oxidative Stress in Zebrafish Embryos

High levels of reactive oxygen species (ROS) may cause a change of cellular redox state towards oxidative stress condition. This situation causes oxidation of molecules (lipid, DNA, protein) and leads to cell death. Oxidative stress also impacts the progression of several pathological conditions such as diabetes, retinopathies, neurodegeneration, and cancer. Thus, it is important to define tools to investigate oxidative stress conditions not only at the level of single cells but also in the context of whole organisms. Here, we consider the zebrafish embryo as a useful in vivo system to perform such studies and present a protocol to measure in vivo oxidative stress. Taking advantage of fluorescent ROS probes and zebrafish transgenic fluorescent lines, we develop two different methods to measure oxidative stress in vivo: i) a &#8220;whole embryo ROS-detection method&#8221; for qualitative measurement of oxidative stress and ii) a &#8220;single-cell&#160;ROS detection method&#8221; for quantitative measurements of oxidative stress. Herein, we demonstrate the efficacy of these procedures by increasing oxidative stress in tissues by oxidant agents and physiological or genetic methods. This protocol is amenable for forward genetic screens and it will help address cause-effect relationships of ROS in animal models of oxidative stress-related pathologies such as neurological disorders and cancer.

Here we report a protocol to measure oxidative stress in living zebrafish embryos. This procedure allows reactive oxygen species (ROS) detection in both whole embryo tissues and single-cell populations. This protocol will accomplish both qualitative and quantitative analyses.

ניתוח של סטרס חמצוני בעוברי דג הזברה

High levels of reactive oxygen species (ROS) may cause a change of cellular redox state towards oxidative stress condition. This situation causes ...

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

Ticks are important ectoparasites that can vector multiple pathogens. The salivary glands of ticks are essential for feeding as their saliva contains many effectors with pharmaceutical properties that can diminish host immune responses and enhance pathogen transmission. One group of such effectors are microRNAs (miRNAs). miRNAs are short non-coding sequences that regulate host gene expression at the tick-host interface and within the organs of the tick. These small RNAs are transported in the tick saliva via extracellular vesicles (EVs), which serve inter-and intracellular communication. Vesicles containing miRNAs have been identified in the saliva of ticks. However, little is known about the roles and profiles of the miRNAs in tick salivary vesicles and glands. Furthermore, the study of vesicles and miRNAs in tick saliva requires tedious procedures to collect tick saliva. This protocol aims to develop and validate a method for isolating miRNAs from purified extracellular vesicles produced by ex vivo organ cultures. The materials and methodology needed to extract miRNAs from extracellular vesicles and tick salivary glands are described herein.

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

The present protocol describes the isolation of microRNAs from tick salivary glands and purified extracellular vesicles. This is a universal procedure that combines commonly used reagents and supplies. The method also allows the use of a small number of ticks, resulting in quality microRNAs that can be readily sequenced.

בידוד של מיקרו-רנ"א מתרביות בלוטת הרוק של Tick Ex Vivo ושלפוחיות חוץ-תאיות

Ticks are important ectoparasites that can vector multiple pathogens. The salivary glands of ticks are essential for feeding as their saliva contains many ...

<meta charset="utf8"></head><body>אופטימיזציה של שימור זרע אלמוגים בהקפאה ממיני אלמוגים בסכנת הכחדה

A Semi-Automated Workflow for the Cryopreservation of Coral Sperm to Support Biobanking and Aquaculture

Coral reefs are facing a crisis as the frequency of bleaching events caused by ocean warming increases, resulting in the death of corals on reefs around the world. The subsequent loss of genetic diversity and biodiversity can diminish the ability of coral to adapt to the changing climate, so efforts to preserve existing diversity are essential to maximize the resources available for reef restoration now and in the future. The most effective approach to secure genetics long-term is cryopreservation and biobanking, which permits the frozen storage of living samples at cryogenic temperatures in liquid nitrogen indefinitely. Cryopreservation of coral sperm has been possible since 2012, but the seasonal nature of coral reproduction means that biobanking activities are restricted to just a few nights per year when spawning occurs. Improving the efficiency of coral sperm processing and cryopreservation workflows is therefore essential to maximizing these limited biobanking opportunities. To this end, we set out to optimize cryopreservation processing pathways for coral sperm by building on existing technologies and creating a semi-automated approach to streamline the assessment, handling, and cryopreservation of coral sperm. The process, which combines computer-assisted sperm analysis, barcoded cryovials, and a series of linked auto-datasheets for simultaneous editing by multiple users, improves the efficiency of both sample processing and metadata management in the field. Through integration with cross-cutting research programs such as the Reef Restoration and Adaptation Program in Australia, cryopreservation can play a crucial role in large-scale reef restoration programs by facilitating the genetic management of aquaculture populations, supporting research to enhance thermal tolerance, and preventing the extinction of coral species. The described procedures will be utilized for coral cryopreservation and biobanking practitioners on reefs worldwide and will provide a model for the transition of cryopreservation technologies from research laboratories to large-scale applications.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: פיתוח טכנולוגיות יעילות לשימור בהקפאה וביו-בנקאות לשיקום השונית הגלובלית

This protocol describes a semi-automated pathway to improve the efficiency and capacity of processing and cryopreservation of sperm from threatened coral species, aiming to secure genetic diversity and support reef restoration efforts.

זרימת עבודה חצי-אוטומטית לשימור בהקפאה של זרע אלמוגים לתמיכה בביו-בנקאות ובחקלאות ימית

Coral reefs are facing a crisis as the frequency of bleaching events caused by ocean warming increases, resulting in the death of corals on reefs around ...