Un financement partiel du projet de l&#39;USDA de recherche multi-état W-2171 &quot;de cellules germinales et le développement de l&#39;embryon et de manipulation pour l&#39;amélioration de l&#39;élevage&quot; est grandement appréciée. Les talents artistiques de Ryan Callahan, qui a préparé les illustrations techniques pour la partie vidéo de cet article, sont également appréciés.

1. Évaluer Aptitude cryoconservation d&#39;embryons pour une <ol><li> Les spécimens récoltés dans le tractus reproducteur des femelles de chaque donateur doit être placé dans un milieu isotonique embryon tenant pendant 10 minutes avant l&#39;évaluation à l&#39;aide d&#39;un stéréomicroscope. Soyez certain de garder embryons de chaque femelle donneuse séparés les uns des autres pour permettre l&#39;identification de filiation des descendants de transfert d&#39;embryons. </li><li> En utilisant un faible grossissement (10X ≤), des spécimens d&#39;une femelle de chaque donateur doivent être séparés en groupes distincts comprenant des ovules non fécondés, les embryons dégénérés, ou des embryons de qualité transférables. Niveau de qualité que de 1 ou 2 embryons au stade morula compacte par des stades de développement élargi blastocyste sont adaptés à la cryoconservation, et tous les autres doivent être écartées (à moins que des femelles receveuses synchrones sont disponibles pour la qualité de grade 3 embryons et un taux de grossesse après transfert d&#39;environ 25 -30% est jugé acceptable). </li><li> Inspectez une classe de qualité et 2 morula compact grâce élargi embryons stade blastocyste à un grossissement 50X ≥ afin de s&#39;assurer que la zone pellucide de l&#39;embryon est intact et qu&#39;il n&#39;ya pas de matériel (par exemple, les cellules, le mucus) adhérant à la zone pellucide. Tout embryon par un fissurée ou manquante zone pellucide ou avec une zone pellucide ayant matières adhérentes doivent être séparés des autres embryons et, soit être éliminés ou traités séparément. </li></ol> 2. Les embryons de lavage pour réduire la probabilité de 2 transmission des maladies <ol><li> Déplacer zone pellucide intacte embryons dans un volume minimal de milieu isotonique embryon exploitation dans le premier puits de milieu de l&#39;embryon à laver (par exemple, tampon phosphate salin augmentée avec des antibiotiques et l&#39;albumine sérique bovine, sérum de veau nouveau-né, ou de l&#39;alcool de polyvinyle). Gardez embryons de chaque femelle donneuse séparés, et ne pas essayer de laver plus de 10 embryons à la fois. Déplacer des embryons dans un volume minimal de milieu dans chaque lavage successifs pour parvenir à une dilution en série ≥ 1:100, et être certain d&#39;utiliser stériles conseils de manipulation d&#39;embryons qui sont changés entre chaque lavage successifs. </li><li> Déplacer embryons à 4 lavages comme décrit en 2.1. </li><li> Si la transmission de maladies virales est préoccupante, se laver deux fois embryons dans une solution de trypsine à 0,25%, pour un temps d&#39;exposition totale combinée à la trypsine de pas plus de 90 secondes. </li><li> Après les deux lavages trypsine, se laver les embryons 5 fois plus dans le milieu de l&#39;embryon à laver comme décrit en 2.1. </li><li> Après le lavage embryon final, placez-le dans l&#39;embryon embryons isotonique tenant moyenne. </li></ol> 3. La déshydratation des embryons Avant de Cryoconservation 3 <ol><li> Les embryons devraient être transférés dans un volume minimal de milieu d&#39;embryon tenant isotonique dans une solution hypertonique (01/04 à 01/05 concentration molaire) d&#39;un agent cryoprotecteur (CPA), tels que l&#39;éthylène glycol ou de glycérol. </li><li> Autoriser les embryons de s&#39;asseoir dans un milieu de congélation (hypertonique solution CPA) jusqu&#39;à ce qu&#39;ils atteignent l&#39;équilibre osmotique. Parce que l&#39;éthylène glycol imprègne les cellules embryonnaires plus rapidement que ne le glycérol, les temps d&#39;équilibration sont généralement moins d&#39;embryons dans l&#39;éthylène glycol (5 min) que dans le glycérol (10 min). Une partie de cette période d&#39;équilibration peut être réalisé pendant et après les embryons sont chargés dans des pailles (décrit à l&#39;étape suivante). </li></ol> 4. Chargement des embryons dans une paille en plastique de 0,25 ml pour la cryopréservation <ol><li> Fixez l&#39;extrémité du tampon de coton avec une paille en plastique de 0,25 ml (11,5 cm de longueur de travail) à un dispositif de chargement d&#39;embryon, et aspirer environ 1,3 cm du CPA solution hypertonique dans une paille correctement étiquetés. Une variété de procédures d&#39;étiquetage existe, y compris l&#39;utilisation d&#39;étiquettes imprimées soit attachée à un bouchon d&#39;étanchéité de la paille ou à un autre de paille connecté avec un adaptateur de paille. </li><li> Retirez la paille de la solution de l&#39;APC, et aspirer environ 0,15 cm d&#39;air pour créer une bulle d&#39;air minuscules dans la paille. </li><li> Aspirer un seul embryon à environ 0,8 cm du CPA solution hypertonique dans la paille. </li><li> Retirez la paille de la solution de l&#39;APC et aspirer environ 0,15 cm d&#39;air pour créer une bulle d&#39;air minuscules secondes au sein de la paille (bulles d&#39;air servent à isoler physiquement l&#39;embryon au sein de la paille). </li><li> Aspirer environ 9,1 cm d&#39;une solution de CPA pour remplir complètement la paille, être certain de tirer dans un volume suffisant de solution CPA pour humidifier le polychlorure de vinyle (PVC) de poudre qui existe au sein de la fin bouchon de coton de la paille. La solution CPA entraîne la poudre de PVC au gel et sceller cette extrémité de la paille. </li><li> Sceau l&#39;autre bout de la paille avec de la poudre de PVC, plastique bouchons de paille, ou une thermoscelleuse. </li></ol> 5. Placer embryons dans une machine de congélation d&#39;embryon Taux contrôlée <ol><li> Soit bain de méthanol liquide ou de gel des machines d&#39;azote vapeur peut être programmé pour la cryoconservation des embryons pré-implantatoire. </li><li> Chargez les pailles contenant les Embry<html> OS dans une machine de congélation dont la température a été refroidi de la température ambiante à -6 ° C. Pailles Charge fin bouchon de coton vers le haut (à moins de plastique bouchons de paille ou de paille adaptateurs sont utilisés, dans lequel extrémité de la bougie cas du coton est placée vers le bas). </li><li> Autoriser embryons pour siéger à cette température pendant au moins 2 minutes avant de procéder. </li></ol> 6. Semis <ol><li> Une fois que les embryons ont refroidi à -6 ° C, utiliser une paire de pinces en surfusion dans l&#39;azote liquide (ou un bâton de coton-tige plongé dans l&#39;azote liquide) pour induire la formation de cristaux de glace dans la solution de l&#39;ACP à l&#39;intérieur de la paille en touchant les pinces (ou de coton bâton de pointe) à la colonne de la solution soit au-dessus ou en dessous de l&#39;embryon. </li><li> L&#39;eau dans la solution de l&#39;ACP va se cristalliser dans la région exposée à l&#39;azote liquide, et des cristaux de glace se propage à la colonne de solution CPA entourant immédiatement l&#39;embryon. </li><li> Tenez embryons au moment du semis température pendant 10 minutes avant de refroidir davantage. </li></ol> 7. La déshydratation continue d&#39;embryons <ol><li> Refroidir les embryons à un taux de 0,5 ° C / min jusqu&#39;à une température de -34 ° C. Ce taux de refroidissement est important d&#39;assurer la déshydratation continue de l&#39;embryon. </li><li> Tenez embryons à -34 ° C pendant 10 minutes avant de plonger dans les embryons azote liquide (-196 ° C). </li><li> Placez cryoconservés embryons dans un gobelet convenablement étiquetés (rempli d&#39;azote liquide) attaché à une canne à correctement étiquetés, et le lieu de la canne dans un bidon d&#39;azote liquide une Dewar pour le stockage à court ou à long terme. </li></ol> 8. La décongélation des embryons cryoconservés <ol><li> Tirez la cartouche dans le col de l&#39;azote liquide Dewar, veillant à ce que la cartouche reste en dessous de la ligne de gel dans le Dewar. </li><li> Localisez la canne contenant l&#39;embryon d&#39;être décongelé, et rapidement et soigneusement enlever la paille de la coupe, étant certain de ne pas réchauffer les autres pailles dans le gobelet. </li><li> Tenez la paille dans l&#39;air pendant 3-5 secondes (pour réduire l&#39;incidence d&#39;une zone pellucide craqué 4), puis plonger dans un bain d&#39;eau à 37 ° C pour un 25-30 secondes supplémentaires. </li><li> Retirer la paille du bain d&#39;eau, essuyez-la paille (en faisant attention de ne pas maculer l&#39;identification des embryons sur la paille), utiliser un appareil de la paille de coupe pour couper le bouchon d&#39;extrémité non-coton de la paille (s&#39;ils sont scellés ou de chaleur à l&#39;aide de PVC en poudre ), ou bien enlever le bouchon d&#39;étanchéité en plastique, et soit: <ol type="a"><li> charger la paille dans un dispositif de transfert d&#39;embryons et le transfert le plus rapidement possible à un destinataire embryon synchrones (mais seulement si l&#39;embryon a été cryoconservés en utilisant l&#39;éthylène glycol comme l&#39;ACP), ou </li><li> tenir l&#39;extrémité ouverte de la paille sur un plat contenant une concentration de 1,0 molaire de saccharose (un composé non-imprégnant), et utiliser une paire de ciseaux pour couper la fin bouchon de coton de la paille. Contenu de la paille doit circuler librement dans la solution de saccharose, mais poussant une petite colonne d&#39;air à travers la paille peut être nécessaire si tout support résiduelle existe dans la paille. Autoriser les embryons de rester dans une solution de sucrose pendant 10 minutes, puis le transfert d&#39;embryons dans l&#39;embryon isotonique tenant moyen pendant 10 minutes. Évaluer embryons après décongélation, charger dans une paille nouvelle, et le transfert aux femelles receveur approprié. </li></ol></li></ol> 9. Les résultats représentatifs: Une variété de facteurs peuvent influer sur la grossesse et de vivre des taux de natalité résultant du transfert d&#39;embryons décongelés préimplantatoire aux femelles receveuses synchrones 5. Les embryons à des stades de développement moins avancée que morula compact ou plus avancé que blastocyste élargi souvent ne survivent pas au processus de cryoconservation des embryons ainsi que la morula compact, blastocyste précoce blastocyste, et élargi les stades du développement embryonnaire du blastocyste. Les embryons de grade 1 et 2 de la qualité de rendement plus élevé des taux de grossesse après décongélation que ne le font la qualité de grade 3 embryons (qui ne sont généralement pas cryoconservés en raison de la faiblesse des taux de grossesse après décongélation). Embryons malmené pendant la congélation des embryons ou à l&#39;embryon le dégel des procédures sont susceptibles de présenter des taux de grossesse réduit. Les embryons transférés à des femelles receveuses dont les œstral cycles ne sont pas synchronisé avec celui de la femelle donneuse produisent généralement des taux de grossesse plus faible. Les embryons produits in vitro ou manipulé d&#39;une certaine manière (par exemple, biopsie ou de traversée) donnent habituellement des taux de grossesse plus faible. Dans des conditions optimales, les taux de grossesses obtenues après transfert de décongelés embryons obtenus in vivo est généralement de 60-70% chez les bovins 6,7, 65-75% chez les ovins 8,9,10,11, et 60-70% chez les chèvres 12,13,14,15. De même, les taux de grossesses obtenues après transfert de décongelés dans des embryons produits in vitro est généralement de 40-50% chez les bovins 6,16, 25-35% chez les ovins 17, et 30-40% chez les chèvres 18. bles 1 &quot;/&gt; Tableau 1. Les taux de grossesse attendue après le transfert d&#39;embryons décongelés à partir des espèces domestiques ruminants aux femelles receveuses synchrones.

<ol>
	<li>Lindner, G. M., Wright, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bovine+embryo+morphology+and+evaluation.">Bovine embryo morphology and evaluation.</a> Theriogenology. 20, 407-416 (1983).</li><li>Stringfellow, D. A., Stringfellow, D. A., Givens, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+the+sanitary+handling+of+in+vivo+derived+embryos.">Recommendations for the sanitary handling of in vivo derived embryos.</a> Manual of the International Embryo Transfer Society. , 65-68 (2010).</li><li>Youngs, C. R., Leibo, S. P., Godke, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryo+cryopreservation+in+domestic+mammalian+livestock+species.">Embryo cryopreservation in domestic mammalian livestock species.</a> CAB Reviews: Perspectives in Agriculture, Veterinary Science, Nutrition and Natural Resources. , (2010).</li><li>Rall, W. F., Meyer, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zona+fracture+damage+and+its+avoidance+during+the+cryopreservation+of+mammalian+embryos.">Zona fracture damage and its avoidance during the cryopreservation of mammalian embryos.</a> Theriogenology. 31, 683-692 (1989).</li><li>Spell, A. R., Beal, W. E., Corah, L. R., Lamb, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+recipient+and+embryo+factors+that+affect+pregnancy+rates+of+embryo+transfer+in+beef+cattle.">Evaluating recipient and embryo factors that affect pregnancy rates of embryo transfer in beef cattle.</a> Theriogenology. 56, 287-297 (2001).</li><li>Hasler, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+status+of+oocyte+recovery,+in+vitro+embryo+production,+and+embryo+transfer+in+domestic+animals,+with+an+emphasis+on+the+bovine.">The current status of oocyte recovery, in vitro embryo production, and embryo transfer in domestic animals, with an emphasis on the bovine.</a> J. Anim. Sci. 76, 52-74 (1998).</li><li>Hasler, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+frozen+and+fresh+embryo+transfer+pregnancy+rates+in+cattle.">Factors affecting frozen and fresh embryo transfer pregnancy rates in cattle.</a> Theriogenology. 56, 1401-1415 (2001).</li><li>Heyman, Y., Vincent, C., Garnier, V., Cognie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+frozen-thawed+embryos+in+sheep.">Transfer of frozen-thawed embryos in sheep.</a> Veterinary Record. 120, 83-85 (1987).</li><li>McGinnis, L. K., Duplantis, S. C., Youngs, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+sheep+embryos+using+ethylene+glycol.">Cryopreservation of sheep embryos using ethylene glycol.</a> Anim. Reprod. Sci. 30, 273-280 (1993).</li><li>Shelton, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+viability+of+fresh+and+frozen-thawed+sheep+demi-embryos.">Factors affecting viability of fresh and frozen-thawed sheep demi-embryos.</a> Theriogenology. 37, 713-721 (1992).</li><li>Bettencourt, E. M., Bettencourt, C. M., Silva, J. C. E., Ferreira, P., Matos, C. P., Ram&#227;o, R. J., Rocha, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertility+rates+following+the+transfer+of+ovine+embryos+cryopreserved+using+three+protocols.">Fertility rates following the transfer of ovine embryos cryopreserved using three protocols.</a> Small Ruminant Research. 82, 112-116 (2009).</li><li>Chemineau, P., Procureur, R., Cogni&#233;, Y., Lef&#232;vre, P. C., Locatelli, A., Chupin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production,+freezing+and+transfer+of+embryos+from+a+bluetongue-infected+goat+herd+without+bluetongue+transmission.+Theriogenology.">Production, freezing and transfer of embryos from a bluetongue-infected goat herd without bluetongue transmission. Theriogenology.</a> 26, 279-290 (1986).</li><li>Baril, B., Casamitjana, P., Perrin, J., Vallet, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryo+production+freezing+and+transfer+in+Angora,+Alpine+and+Saanen+goats.">Embryo production freezing and transfer in Angora, Alpine and Saanen goats.</a> Zuchthyg. 24, 101-115 (1989).</li><li>Guignot, F., Bouttier, A., Baril, G., Salvetti, P., Pignon, P., Beckers, J. F., Touz&#233;, J. L., Cogni&#233;, J., Traldi, A. S., Cogni&#233;, Y., Mermillod, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+vitrification+method+allowing+direct+transfer+of+goat+embryos.">Improved vitrification method allowing direct transfer of goat embryos.</a> Theriogenology. 66, 1004-1011 (2006).</li><li>Nowshari, M. A., Holtz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+culture+of+goat+morulae+to+blastocysts+before+freezing.">In vitro culture of goat morulae to blastocysts before freezing.</a> Theriogenology. 44, 983-988 (1995).</li><li>Machatkova, M., Hulinska, P., Reckova, Z., Hanzalova, K., Spanihelova, J., Pospisil, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+production+of+embryos+from+high+performance+cows+and+the+development+of+frozen-thawed+embryos+after+transfer:+a+field+study.">In vitro production of embryos from high performance cows and the development of frozen-thawed embryos after transfer: a field study.</a> Veterinarni Medicina. 53, 358-364 (2008).</li><li>Mart&#237;nez, A. G., Valc&#225;rcel, A., Furnus, C. C., de Matos, D. G., Iorio, G., de las Heras, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+in+vitro-produced+ovine+embryos.">Cryopreservation of in vitro-produced ovine embryos.</a> Small Ruminant Research. 63, 288-296 (2006).</li><li>Han, Y., Meintjes, M., Graff, K., Denniston, R., Zhang, L., Ziomek, C., Godke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caprine+offspring+born+from+fresh+and+frozen-thawed+in+vitro-produced+embryos.">Caprine offspring born from fresh and frozen-thawed in vitro-produced embryos.</a> Veterinary Record. 149, 714-716 (2001).</li><li>Leibo, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+one-step+method+for+direct+nonsurgical+transfer+of+frozen-thawed+bovine+embryos.">A one-step method for direct nonsurgical transfer of frozen-thawed bovine embryos.</a> Theriogenology. 21, 767-790 (1984).</li><li>Voelkel, S. A., Hu, Y. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+ethylene+glycol+as+a+cryoprotectant+for+bovine+embryos+allowing+direct+transfer+of+frozen-thawed+embryos+to+recipient+females.">Use of ethylene glycol as a cryoprotectant for bovine embryos allowing direct transfer of frozen-thawed embryos to recipient females.</a> Theriogenology. 37, 687-697 (1992).</li><li>Rall, W. F., Fahy, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice-free+cryopreservation+of+mouse+embryos+at+-196&#176;C+by+vitrification.">Ice-free cryopreservation of mouse embryos at -196&#176;C by vitrification.</a> Nature. 313, 573-575 (1985).</li><li>Notter, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+genetic+diversity+in+livestock+populations+of+the+future.">The importance of genetic diversity in livestock populations of the future.</a> J. Anim. Sci. 77, 61-69 (1999).</li><li>Thibier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+retrieval+committee+statistics+of+embryo+transfer-+year+2008.+The+worldwide+statistics+of+embryo+transfers+in+farm+animals.">Data retrieval committee statistics of embryo transfer- year 2008. The worldwide statistics of embryo transfers in farm animals.</a> Embryo Transfer Newsletter. 27, 13-19 (2009).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Parce que les embryons sont constitués principalement de l&#39;eau, il est crucial que les embryons pré-implantatoire être adéquatement déshydratée et lentement refroidie en conformité avec le protocole décrit aux présentes afin d&#39;éviter la formation de cristaux de glace intracellulaire. Une fois le processus de refroidissement a commencé, il est important de maintenir un changement de température unidirectionnel et d&#39;éviter les fluctuations de température. Lancement de la formation de cristaux de glace («ensemencement») à une température appropriée pour la solution spécifique CPA est critique. Toute modification de ce refroidissement lent / rapide méthode de décongélation pour la cryoconservation d&#39;embryons pré-implantatoire comprennent la méthode en une étape (où la dernière colonne du milieu chargé dans la paille est le saccharose, au lieu d&#39;une solution de CPA) 19 et la méthode de transfert direct (où des embryons congelés dans l&#39;éthylène glycol sont décongelés et transférés directement à l&#39;utérus d&#39;une femelle receveuse sans d&#39;abord enlever l&#39;éthylène glycol à partir de l&#39;embryon) 20. Pour réduire le volume de l&#39;éthylène glycol déposés dans l&#39;utérus d&#39;un transfert direct (DT) femelle receveuse, il est recommandé de remplir la paille 0,25 ml avec 6 cm tenant moyenne avant de continuer comme décrit précédemment. Il convient de noter que d&#39;une norme volontaire existe au sein de l&#39;industrie du transfert de l&#39;embryon préimplantatoire commerciales que les embryons cryoconservés pour DT devrait être congelés dans de couleur jaune paille et stockés dans des gobelets de couleur jaune dans l&#39;azote liquide Dewar. L&#39;industrie commerciale a aussi des exigences spécifiques d&#39;étiquetage pour tous les embryons cryoconservés qui devraient être suivies. Une alternative à cette méthode est la vitrification 21, une méthode non-équilibre de la cryoconservation, où une plus forte concentration (6-8 M) solution de l&#39;APC est refroidi ultra-rapide provoquant la solution CPA de changer de liquide à une &quot;glassy&quot; état ​​sans glace cristal de la formation. La vitrification est probablement mieux adapté pour la cryoconservation des embryons qui sont moins avancés que développemental morula compacte en raison de leur sensibilité à la température augmente. Cette technique a des applications pour la conservation des ressources génétiques uniques 22, ainsi que pour l&#39;industrie internationale des embryons commerciaux de transfert où plus de 55% d&#39;environ 500.000 embryons bovins préimplantatoire transféré dans l&#39;année civile 2008 ont été cryopréservés. 23

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Le numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Moyennes gel BioLife </td><td> Agtech, Inc </td><td> C18, C18A </td><td> 1,5 M d&#39;éthylène glycol </td></tr><tr><td> Emcare d&#39;éthylène glycol solution de gel de </td><td> ICPBio reproduction </td><td> IC8, IC10 </td><td> 1,5 M d&#39;éthylène glycol </td></tr><tr><td> Gel des Vigro éthylène glycol ainsi </td><td> Bioniche Animal Health </td><td> EVM835 </td><td> 1,5 M d&#39;éthylène glycol </td></tr><tr><td> Emcare solution à 10% de glycérol gel </td><td> ICPBio reproduction </td><td> IC12 </td><td> 1,34 M de glycérol </td></tr><tr><td> Emcare une dégel M de saccharose </td><td> ICPBio reproduction </td><td> IC16 </td><td> 1,0 M de saccharose </td></tr><tr><td> Vigro une étape de dégel </td><td> Bioniche Animal Health </td><td> EVM247, EVM847 </td><td> 1,0 M de saccharose </td></tr><tr><td> Vigro dégel 1-2-3, plus </td><td> Bioniche Animal Health </td><td> EVM248, EVM848 </td><td> 5%, 2,5%, 0% de glycérine avec 0,5, 0,5, 0,6% de saccharose </td></tr><tr><td> Emcare CSU dégel kit </td><td> ICPBio reproduction </td><td> IC20 </td><td> 6%, 3%, 0% de glycérine avec du saccharose de 10,3% </td></tr><tr><td> BioLife holding et moyen de transfert </td><td> Agtech, Inc </td><td> C15, C15A </td><td> modifiés PBS avec 0,4% de BSA (sérum albumine bovine) </td></tr><tr><td> Emcare tenant solution </td><td> ICPBio reproduction </td><td> IC2, IC4, IC6 </td><td> 0,4% de BSA (sérum albumine bovine), tampon MOPS (zwitterions inerte) </td></tr><tr><td> Vigro détenant plus de </td><td> Bioniche Animal Health </td><td> EVM024, EVM824 </td><td></td></tr><tr><td> Tenir SYNGRO moyennes </td><td> Bioniche Animal Health </td><td> ESM024, ESM224, ESM828 </td><td> contient hyaluronane; aucun produit d&#39;origine animale </td></tr><tr><td> BioLife modifiés D-PBS </td><td> Agtech, Inc </td><td> C06 </td><td> phosphate de Dulbecco modifié saline tamponnée </td></tr><tr><td> BioLife Fraction V BSA </td><td> Agtech, Inc </td><td> B09 </td><td> lyophilisée de sérum albumine bovine fraction V </td></tr><tr><td> BioLife antibiotiques antimycosiques </td><td> Agtech, Inc </td><td> B01 </td><td> amphotéricine B, la pénicilline G, du sulfate de streptomycine </td></tr><tr><td> BioLife trypsine kit </td><td> Agtech, Inc </td><td> C22A </td><td> 25 g de trypsine lyophilisée, de l&#39;eau stérile, stérile D-PBS </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Nom de l&#39;équipement </th><th> Société </th><th> Le numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Biol-Cool congélateur vitesse contrôlée </td><td> Systèmes FTS </td><td> BC-IV -40 </td><td> Congélateur bain de méthanol </td></tr><tr><td> Gel congélateur taux de contrôle contrôlé </td><td> Cryologic </td><td> CL2200 </td><td> Congélateur à azote liquide </td></tr></tbody></table>

cryopreservation of preimplantation embryos of cattle, sheep, and goats

Embryons pré-implantatoire des bovins, ovins et caprins peuvent être cryoconservés pour le stockage à court ou à long terme. Embryons pré-implantatoire sont constitués principalement de l&#39;eau, et l&#39;évitement de la formation de cristaux de glace intracellulaire pendant le processus de cryoconservation est d&#39;une importance primordiale pour maintenir la viabilité des embryons. Les embryons sont placés dans une solution hypertonique (1,4 - 1,5 m) d&#39;un agent cryoprotecteur (CPA), tels que l&#39;éthylène glycol (EG) ou glycérol (glyc) pour créer un gradient osmotique qui facilite la déshydratation cellulaire. Après embryons atteindre l&#39;équilibre osmotique dans la solution de l&#39;ACP, ils sont individuellement chargés dans la solution hypertonique CPA dans 0,25 ml pailles en plastique pour la congélation. Les embryons sont placés dans un congélateur à vitesse contrôlée à une température de -6 ° C. La formation de cristaux de glace est induite dans la solution CPA entourant l&#39;embryon, et la cristallisation entraîne une augmentation de la concentration de l&#39;APC en dehors de l&#39;embryon, entraînant une déshydratation encore cellulaire. Les embryons sont refroidis à un taux de 0,5 ° C / min, ce qui permet encore la déshydratation, à une température de -34 ° C avant d&#39;être plongés dans l&#39;azote liquide (-196 ° C). Les embryons cryoconservés doivent être décongelés avant le transfert à un destinataire (substitut) des femmes. Pailles contenant les embryons sont retirés de l&#39;azote liquide Dewar, tenue à la température ambiante de l&#39;air pendant 3 à 5 secondes, et placé dans un bain d&#39;eau à 37 ° C pendant 25 à 30 sec. Les embryons cryoconservés dans Glyc sont placés dans une solution 1 M de saccharose de 10 min pour le retrait du CPA avant le transfert à un destinataire (substitut) des femmes. Les embryons cryoconservés dans EG, cependant, peuvent être directement transférés dans l&#39;utérus d&#39;un destinataire.

Watch this Scientific Journal Video about Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats at JoVE.com

Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats

Embryons peuvent être cryoconservés préimplantatoire après le placement dans une solution hypertonique cryoprotecteurs pour provoquer une déshydratation cellulaire. Après équilibration, la formation de cristaux de glace est induite dans la solution environnante de l&#39;embryon. Déshydratation survient plus que l&#39;embryon est refroidi lentement à des températures inférieures à zéro avant de plonger dans l&#39;azote liquide pour le stockage.

Cryoconservation d&#39;embryons pré-implantatoire de bovins, ovins et caprins

Preimplantation embryos from cattle, sheep, and goats may be cryopreserved for short- or long-term storage.  Preimplantation embryos consist predominantly ...

cryopreservation-of-preimplantation-embryos-of-cattle-sheep-and-goats

Research

JoVE Journal

Biology

30.5K vues.  Iowa State University. Embryons peuvent être cryoconservés préimplantatoire après le placement dans une solution hypertonique cryoprotecteurs pour provoquer une déshydratation cellulaire. Après équilibration, la formation de cristaux de glace est induite dans la solution environnante de l'embryon. Déshydratation survient plus que l'embryon est refroidi lentement à des températures inférieures à zéro avant de plonger dans l'azote liquide pour le stockage.

Vidéo: Cryopreservation of Preimplantation Embryos of Cattle, Sheep, and Goats

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Dissection de 6,5 embryons de souris DPC

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Recherche

Biologie

Plastic Embedding and Sectioning of Xenopus laevis Embryos

Plastic sections maintain true tissue morphology in thin sections of tissue that can be immunostained with fluorescent secondary antibodies, making this method more useful than paraffin-embedded or frozen sections for many types of tissue. The method for staining, plastic embedding, and sectioning is demonstrated in this video.

Plastique Embedding et le sectionnement des embryons de Xenopus laevis

Collection and Cryopreservation of Hamster Oocytes and Mouse Embryos

Embryos and oocytes were first successfully cryopreserved more than 30 years ago, when Whittingham et al. 1 and Wilmut 2 separately described that mouse embryos could be frozen and stored at -196 &deg;C and, a few years later, Parkening et al. 3 reported the birth of live offspring resulting from in vitro fertilization (IVF) of cryopreserved oocytes. Since then, the use of cryopreservation techniques has rapidly spread to become an essential component in the practice of human and animal assisted reproduction and in the conservation of animal genetic resources. Currently, there are two main methods used to cryopreserve oocytes and embryos: slow freezing and vitrification. A wide variety of approaches have been used to try to improve both techniques and millions of animals and thousands of children have been born from cryopreserved embryos. However, important shortcomings associated to cryopreservation still have to be overcome, since ice-crystal formation, solution effects and osmotic shock seem to cause several cryoinjuries in post-thawed oocytes and embryos. Slow freezing with programmable freezers has the advantage of using low concentrations of cryoprotectants, which are usually associated with chemical toxicity and osmotic shock, but their ability to avoid ice-crystal formation at low concentrations is limited. Slow freezing also induces supercooling effects that must be avoided using manual or automatic seeding 4. In the vitrification process, high concentrations of cryoprotectants inhibit the formation of ice-crystals and lead to the formation of a glasslike vitrified state in which water is solidified, but not expanded. However, due to the toxicity of cyroprotectants at the concentrations used, oocytes/embryos can only be exposed to the cryoprotectant solution for a very short period of time and in a minimum volume solution, before submerging the samples directly in liquid nitrogen 5. In the last decade, vitrification has become more popular because it is a very quick method in which no expensive equipment (programmable freezer) is required. However, slow freezing continues to be the most widely used method for oocyte/embryo cryopreservation. In this video-article we show, step-by-step, how to collect and slowly freeze hamster oocytes with high post-thaw survival rates. The same procedure can also be applied to successfully freeze and thaw mouse embryos at different stages of preimplantation development.

In this video-article we present a step-by-step demonstration on how to collect and cryopreserve hamster oocytes with high post-thaw survival rates. The same procedure can also be applied to successfully freeze and thaw mouse embryos at different stages of preimplantation development.

Collecte et cryoconservation des ovocytes de hamster et d&#39;embryons de souris

Embryos and oocytes were first successfully cryopreserved more than 30 years ago, when Whittingham et al. 1 and Wilmut 2 separately described that mouse ...

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current techniques used to view such processes are somewhat limited. The following protocol describes a new technique for mounting fixed and labeled Drosophila embryos for coronal viewing with confocal imaging. This method consists of embedding embryos between two layers of glycerin jelly mounting media, and imaging jelly strips positioned upright. The first step for sandwiching the embryos is to make a thin bedding of glycerin jelly on a slide. Next, embryos are carefully aligned on this surface and covered with a second layer of jelly. After the second layer is solidified, strips of jelly are cut and flipped upright for imaging. Alternatives are described for visualizing the embryos depending upon the type of microscope stand to be used. Since all cells along the dorsal-ventral axis are imaged within a single confocal Z-plane, our method allows precise measurement and comparison of fluorescent signals without photobleaching or light scattering common to 3D reconstructions of longitudinally mounted embryos.

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Here we present a mounting protocol for stained Drosophila embryos in an upright position that allows imaging of cross-sections using Confocal microscopy.

Imagerie verticale de<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current ...

Cryopreservation of Mouse Embryos by Ethylene Glycol-Based Vitrification

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic modifications and the number is consistently increasing year by year. Its technical development started with slow freezing methods in the 1970s1, then followed by vitrification methods developed in the late 1980s2. Generally, the latter technique is advantageous in its quickness, simplicity, and high survivability of recovered embryos. However, the cryoprotectants contained are highly toxic and may affect subsequent embryo development. Therefore, the technique was not applicable to certain strains of mice, even when the solutions are cooled to 4&deg;C to mitigate the toxic effect during embryo handling. At the RIKEN BioResource Center, more than 5000 mouse strains with different genetic backgrounds and phenotypes are maintained3, and therefore we have optimized a vitrification technique with which we can cryopreserve embryos from many different strains of mice, with the benefits of high embryo survival after vitrifying and thawing (or liquefying, more precisely) at the ambient temperature4.
Here, we present a vitrification method for mouse embryos that has been successfully used at our center. The cryopreservation solution contains ethylene glycol instead of DMSO to minimize the toxicity to embryos5. It also contains Ficoll and sucrose for prevention of devitrification and osmotic adjustment, respectively. Embryos can be handled at room temperature and transferred into liquid nitrogen within 5 min. Because the original method was optimized for plastic straws as containers, we have slightly modified the protocol for cryotubes, which are more easily accessible in laboratories and more resistant to physical damages. We also describe the procedure of thawing vitrified embryos in detail because it is a critical step for efficient recovery of live mice. These methodologies would be helpful to researchers and technicians who need preservation of mouse strains for later use in a safe and cost-effective manner.

An ethylene glycol-based vitrification method for mouse embryos is described. It is advantageous to other methods in its simplicity and low embryonic toxicity, and therefore can be broadly applicable to many strains of mice, including inbred and gene-modified mice.

Cryoconservation d&#39;embryons de souris par base d&#39;éthylène glycol vitrification

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic ...

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a variety of neurodegenerative diseases, understanding microtubule based motor transport and its regulation will likely ultimately lead to improved therapeutic approaches. Kinesin-1 is a eukaryotic motor protein which moves in an anterograde (plus-end) direction along microtubules (MTs), powered by ATP hydrolysis. Here we report a detailed purification protocol to isolate active full length kinesin from Drosophila embryos, thus allowing the combination of Drosophila genetics with single-molecule biophysical studies. Starting with approximately 50 laying cups, with approximately 1000 females per cup, we carried out overnight collections. This provided approximately 10 ml of packed embryos. The embryos were bleach dechorionated (yielding approximately 9 grams of embryos), and then homogenized. After disruption, the homogenate was clarified using a low speed spin followed by a high speed centrifugation. The clarified supernatant was treated with GTP and taxol to polymerize MTs. Kinesin was immobilized on polymerized MTs by adding the ATP analog, 5'-adenylyl imidodiphosphate at room temperature. After kinesin binding, microtubules were sedimented via high speed centrifugation through a sucrose cushion. The microtubule pellet was then re-suspended, and this process was repeated. Finally, ATP was added to release the kinesin from the MTs. High speed centrifugation then spun down the MTs, leaving the kinesin in the supernatant. This kinesin was subjected to a centrifugal filtration using a 100 KD cut off filter for further purification, aliquoted, snap frozen in liquid nitrogen, and stored at -80 &deg;C. SDS gel electrophoresis and western blotting was performed using the purified sample. The motor activity of purified samples before and after the final centrifugal filtration step was evaluated using an in vitro single molecule microtubule assay. The kinesin fractions before and after the centrifugal filtration showed processivity as previously reported in literature. Further experiments are underway to evaluate the interaction between kinesin and other transport related proteins.

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

This is a protocol to isolate active full length Kinesin from Drosophila embryos for single-molecule biophysical studies. We show how to collect embryos, make the embryo lysate, and then polymerize microtubules (MTs). Kinesin is purified by immobilizing it on the MTs, spinning down the Kinesin-MT complexes, and then releasing the kinesin from the MTs via ATP addition.

Isolement et purification de la kinésine de Drosophila Embryons

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a ...

Mouse Sperm Cryopreservation and Recovery using the I&middot;Cryo Kit

Thousands of new genetically modified (GM) strains of mice have been created since the advent of transgenesis and knockout technologies. Many of these valuable animals exist only as live animals, with no backup plan in case of emergency. Cryopreservation of embryos can provide this backup, but is costly, can be a lengthy procedure, and generally requires a large number of animals for success. Since the discovery that mouse sperm can be successfully cryopreserved with a basic cryoprotective agent (CPA) consisting of 18&#37; raffinose and 3&#37; skim milk, sperm cryopreservation has become an acceptable and cost-effective procedure for archiving, distributing and recovery of these valuable strains.
 Here we demonstrate a newly developed I&bull;Cryo kit for mouse sperm cryopreservation. Sperm from five commonly-used strains of inbred mice were frozen using this kit and then recovered. Higher protection ratios of sperm motility (&gt; 60&#37;) and rapid progressive motility (&gt; 45&#37;) compared to the control (basic CPA) were seen for sperm frozen with this kit in 5 inbred mouse strains. Two cell stage embryo development after IVF with the recovered sperm was improved consistently in all 5 mouse strains examined. Over a 1.5 year period, 49 GM mouse lines were archived by sperm cryopreservation with the I&bull;Cryo kit and later recovered by IVF.

Mouse Sperm Cryopreservation and Recovery using the I&amp;middot;Cryo Kit

Here we demonstrate the newly developed I&#x2022;Cryo kit for mouse sperm cryopreservation. Two-cell stage embryo development with frozen-thawed sperm was improved consistently in 5 mouse strains with the use of this kit. Over a 1.5 year period, 49 genetically modified mouse lines were archived by sperm cryopreservation with the I&#x2022;Cryo kit and later successfully recovered by IVF.

Cryoconservation du sperme de souris et de récupération utilisant les I · Cryo Kit

Thousands of new genetically modified (GM) strains of mice have been created since the advent of transgenesis and knockout technologies.  Many of these ...

Analysis of Oxidative Stress in Zebrafish Embryos

High levels of reactive oxygen species (ROS) may cause a change of cellular redox state towards oxidative stress condition. This situation causes oxidation of molecules (lipid, DNA, protein) and leads to cell death. Oxidative stress also impacts the progression of several pathological conditions such as diabetes, retinopathies, neurodegeneration, and cancer. Thus, it is important to define tools to investigate oxidative stress conditions not only at the level of single cells but also in the context of whole organisms. Here, we consider the zebrafish embryo as a useful in vivo system to perform such studies and present a protocol to measure in vivo oxidative stress. Taking advantage of fluorescent ROS probes and zebrafish transgenic fluorescent lines, we develop two different methods to measure oxidative stress in vivo: i) a &#8220;whole embryo ROS-detection method&#8221; for qualitative measurement of oxidative stress and ii) a &#8220;single-cell&#160;ROS detection method&#8221; for quantitative measurements of oxidative stress. Herein, we demonstrate the efficacy of these procedures by increasing oxidative stress in tissues by oxidant agents and physiological or genetic methods. This protocol is amenable for forward genetic screens and it will help address cause-effect relationships of ROS in animal models of oxidative stress-related pathologies such as neurological disorders and cancer.

Here we report a protocol to measure oxidative stress in living zebrafish embryos. This procedure allows reactive oxygen species (ROS) detection in both whole embryo tissues and single-cell populations. This protocol will accomplish both qualitative and quantitative analyses.

Analyse du stress oxydatif dans embryons de poissons zèbres

High levels of reactive oxygen species (ROS) may cause a change of cellular redox state towards oxidative stress condition. This situation causes ...

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

Ticks are important ectoparasites that can vector multiple pathogens. The salivary glands of ticks are essential for feeding as their saliva contains many effectors with pharmaceutical properties that can diminish host immune responses and enhance pathogen transmission. One group of such effectors are microRNAs (miRNAs). miRNAs are short non-coding sequences that regulate host gene expression at the tick-host interface and within the organs of the tick. These small RNAs are transported in the tick saliva via extracellular vesicles (EVs), which serve inter-and intracellular communication. Vesicles containing miRNAs have been identified in the saliva of ticks. However, little is known about the roles and profiles of the miRNAs in tick salivary vesicles and glands. Furthermore, the study of vesicles and miRNAs in tick saliva requires tedious procedures to collect tick saliva. This protocol aims to develop and validate a method for isolating miRNAs from purified extracellular vesicles produced by ex vivo organ cultures. The materials and methodology needed to extract miRNAs from extracellular vesicles and tick salivary glands are described herein.

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

The present protocol describes the isolation of microRNAs from tick salivary glands and purified extracellular vesicles. This is a universal procedure that combines commonly used reagents and supplies. The method also allows the use of a small number of ticks, resulting in quality microRNAs that can be readily sequenced.

Isolement de microARN à partir de cultures de glandes salivaires ex vivo et de vésicules extracellulaires

Ticks are important ectoparasites that can vector multiple pathogens. The salivary glands of ticks are essential for feeding as their saliva contains many ...

<meta charset="utf8"></head><body>Optimiser la cryoconservation du sperme de corail à partir d’espèces de coraux menacées

A Semi-Automated Workflow for the Cryopreservation of Coral Sperm to Support Biobanking and Aquaculture

Coral reefs are facing a crisis as the frequency of bleaching events caused by ocean warming increases, resulting in the death of corals on reefs around the world. The subsequent loss of genetic diversity and biodiversity can diminish the ability of coral to adapt to the changing climate, so efforts to preserve existing diversity are essential to maximize the resources available for reef restoration now and in the future. The most effective approach to secure genetics long-term is cryopreservation and biobanking, which permits the frozen storage of living samples at cryogenic temperatures in liquid nitrogen indefinitely. Cryopreservation of coral sperm has been possible since 2012, but the seasonal nature of coral reproduction means that biobanking activities are restricted to just a few nights per year when spawning occurs. Improving the efficiency of coral sperm processing and cryopreservation workflows is therefore essential to maximizing these limited biobanking opportunities. To this end, we set out to optimize cryopreservation processing pathways for coral sperm by building on existing technologies and creating a semi-automated approach to streamline the assessment, handling, and cryopreservation of coral sperm. The process, which combines computer-assisted sperm analysis, barcoded cryovials, and a series of linked auto-datasheets for simultaneous editing by multiple users, improves the efficiency of both sample processing and metadata management in the field. Through integration with cross-cutting research programs such as the Reef Restoration and Adaptation Program in Australia, cryopreservation can play a crucial role in large-scale reef restoration programs by facilitating the genetic management of aquaculture populations, supporting research to enhance thermal tolerance, and preventing the extinction of coral species. The described procedures will be utilized for coral cryopreservation and biobanking practitioners on reefs worldwide and will provide a model for the transition of cryopreservation technologies from research laboratories to large-scale applications.

<meta charset="utf8"></head><body>Pleins feux sur l’auteur : Développer des technologies efficaces de cryoconservation et de biobanque pour la restauration des récifs à l’échelle mondiale

This protocol describes a semi-automated pathway to improve the efficiency and capacity of processing and cryopreservation of sperm from threatened coral species, aiming to secure genetic diversity and support reef restoration efforts.

Un flux de travail semi-automatisé pour la cryoconservation des spermatozoïdes de corail pour soutenir les biobanques et l’aquaculture

Coral reefs are facing a crisis as the frequency of bleaching events caused by ocean warming increases, resulting in the death of corals on reefs around ...