Work related to this technique is supported by NIH/NICHD RO1 HD070044 and USDA/NIFA Hatch projects W-3171 and W-2112.

1. ייצור Micropipette <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> micropipette הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח זכוכית נימי בורוסיליקט (קוטר חיצוני (OD): 1.0 מ&quot;מ, קוטר פנימי (ID): 0.75 מ&quot;מ) ב חולץ micropipette (במרכז מחזיקי ימין ושמאל נימים) ונעל אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתוכנית המתאימה למשוך את נימי זכוכית כך התוצאה היא קצה דק עם טאפר ארוך. (דוגמה: חום: 825; משוך: 30; מהירות: 120; זמן: 200; לחץ: 500). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות את טפטפות משך מהמכשיר והנח אותו על microforge במצב מאוזן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תביא פיפטה משכה נימת דוד microforge עם חרוז הזכוכית שלה אל מוקד. השתמש reticle העינית כדי למדוד את העובי הרצוי ולעבור פיפטה אופקית עד נימת הדוד מגיעה הקוטר הפנימי היעד (5 מיקרומטר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את החום לכ -45% ובעדינות להביא את פיפטה למטה כך הוא בא במגע עם הנימה. הפעל את החימום בקצרה. w זהחולה מעט להמס את פיפטה כך שומר על הנימה ו בקירור, פיפטה תשבור בנקודת מגע יצירת חתך ישר. הערה: הגדרת הטמפרטורה המתאימה היא המפתח בשלב זה מאז בטמפרטורות גבוהות מדי יגרום העיקול פיפטה ובכך חתך ישר לא ניתן יהיה וטמפרטורות נמוכות מדי לא יספיקו כדי להמיס את פיפטה (איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן זווית משוערת 30 ° ליד קץ פיפטה ידי מיקומה על 10 מיקרומטר הרחק נימת הדוד. כוונו את הטמפרטורה ל -60% ולהפעיל את החימום. הערה: זה יהיה לכופף את פיפטה על הנימה. זווית זו היא רצויה כך קצה המחט הוא במקביל לפני השטח של צלחת ההזרקה כאשר רכובים לתוך המזרק (האיור 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טפל טפטפות microinjection בזהירות כפי שהם מאוד חדים ושבריר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> micropipette החזקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים borosilicזכוכית נימי אכלו (OD: 1.0 מ&quot;מ, מזהה: 0.75 מ&quot;מ) ב חולץ micropipette (במרכז מחזיקי נימי ימין ושמאל) ונעל אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתוכנית המתאימה למשוך את נימי זכוכית כך התוצאה היא קצה דק עם ארוך אפילו להתחדד ו קירות מקבילים (דוגמה: חום: 815; משוך: 20; מהירות: 140; זמן: 175; לחץ: 200). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות את פיפטה משך מהמכשיר חולץ ומניחים אותו על בעל microforge במצב מאוזן. התאם את המיקוד על נימת חימום פיפטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש reticle העינית כדי למדוד את קוטר פיפטה ולהעביר את פיפטה עד קוטרו מעל הנימה מגיע 180 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באותו הגודל המצוין, לסמן את נימי זכוכית עם עט בעל חוד יהלום, ולאחר מכן לחץ בעדינות על קצה המשך לשבור את הכוס. זה אמור לגרום חתך ישר (איור 1 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את פיפטה לתנוחה אנכית עם קצו קרוב הנימה. הגדר את הטמפרטורה<html> של microforge ל -60%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אש-פולני קצה פיפטה באמצעות טכניקות סטנדרטיות 7 עד שהוא מגיע מזהה של 40 מיקרומטר. השתמש reticle העינית יבדוק את התעודה (1D איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן זווית על פיפטה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תביאו פיפטה בחזרה למצב אופקי על 10 מיקרומטר הרחק נימה ו -5 מ&quot;מ הרחק קצהו. הגדר את הטמפרטורה לכ 60% ולהפעיל את החימום כדי לכופף את פיפטה על הנימה. המשך חימום עד לזווית רצויה (של כ -30 o) הוא הגיע. בדוק את זווית ראייה (1E איור). הערה: פיפטה בדרך כלל רכובה על microinjector בזווית של כ -60 o ביחס לחלק התחתון של מנת ההזרקה. הטיפ של פיפטה מכופף כך שהוא מקביל התחתון של המנה, אשר הוא הכרחי עבור הזריקה הנכונה של העובר מטוס באמצע שלה. </li></ol></li></ol></li></ol>le &quot;&gt; 2. הגדרת Micromanipulator <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק כי microinjectors נטענים באופן מלא עם שמן וכי אין בועות אוויר במערכת (בועות microinjector למנוע בקרה טובה של הזרקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק כי micromanipulators נמצא בעמדת המרכז. זה יאפשר מגוון רחב של תנועה של טפטפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס פיפטה מחזיק לתוך מחזיק micromanipulator השמאל פיפטה הזריקה לתוך מחזיק המיקרומניפולציה התקין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר שמן להיכנס טפטפות ידי קפילריות ולבדוק כי המערכת פועלת כראוי על ידי העברת הנפט מעלה ומטה בתוך פיפטה באמצעות הפקדים microinjector. הערה: אם אין תנועה של שמן בתוך המחטים, ייתכן שיש לסתום. במקרה זה, השתמש מחט חדשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בפקדים micromanipulator להביא את טפטפות למרכז השדה של מיקרוסקופ מבט. באמצעות הגדלה 4X, לבדוק כי טיפים micropipette נמצאים בזווית הנכונה (עמ &#39;arallel אל החלק התחתון של המנה). הערה: התקנה נכונה של המחטים היא מפתח עבור זריקה מוצלחת ועל עקביות תוצאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כייל את מערכת הלייזר הבאים במדריך כיול של היצרן. </li></ol> 3. הכנת צלחת הזרקה (איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים ירידה 50 μl של התחמם (37 ° C) SOF-HEPES (הרכב המפורטים בסעיף חומרים) בתוספת 20% עוברי בסרום שור (FBS) על במרכז המכסה של צלחת פטרי 100 מ&quot;מ. מניחים 1 - ירידה μl 2 של הפתרון להיות מוזרק קרוב עד טיפת ההזרקה. ודא כי עוברי לא להתקרר מתחת RT. הערה: בפרוטוקול זה נוסיף את צבען אדום-Dextran לפתרון ההזרקה כדי להיות מסוגל לדמיין באתר ההזרקה ולעקוב אחר זה מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את טיפות בצלחת ההזרקה באמצעות כ 10 מ&quot;ל של שמן מינרלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את צלחת ההזרקה על הבמה של מיקרוסקופ הפוכה ולהביא החרצןettes לתוך ירידת ההזרקה. בדוק כי המחטים הן בפוקוס בתוך הטיפה. וכוון את גובהם לפי הצורך באמצעות הפקדים micromanipulator. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות microdispenser, לטעון על 20 - 30 zygotes (17 - 20 שעות לאחר ההפריה (hpf)) בצד העליון של ירידה ההזרקה. בצע הזרקה בטמפרטורת חדר כך את מספר העוברים בירידת ההזרקה נקבע לפי המהירות שבה האדם יכול להזריק אותם. אל תטען יותר עוברים יותר מאלה שיכולים להיות מוזרק 30 דקות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לטעון את העוברים לתוך microdispenser, לוחץ על המתג לחלוטין לטבול את הקצה לתוך התמיסה המכילה את העוברים. געו העוברים שיאספו אותו עם הקצה של נימי הזכוכית (אחד בכל הפעם) ולאט לאט לשחרר את הבוכנה כך כל עובר נכנסה לתוך הנימים. חזור על פעולה זו עד שכל העוברים נאספים או יכולת microdispenser מלאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשחרר את העוברים הטעונים, לוחץ על המתג בעדינות עד שיתוף כל הנפחntaining עובר הוא שוחרר מן הנימים. </li></ol></li></ol> 4. Microinjection <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מטרת 4X, טען את הפתרון להיות מוזרק לתוך פיפטה ההזרקה ידי הפעלת לחץ שלילי (aspirating). טען פתרון מספיק להזריק 2 - 3 zygotes. לאחר מכן להעביר עד טיפת ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתוך טיפת ההזרקה, להזיז את פיפטה מחזיק כך שהקצה מתקרב קרוב זיגוטה. החל לחץ שלילי (לשאוב) עם microinjector ההחזקה כך הזיגוטה מקבל קבוע פיפטה מחזיקה ותיקונים לבוא מטרה 20X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הזיגוטה מחוברת פיפטה מחזיקה, לבדוק את איכותו בעזרת פיפטה ההזרקה כדי להזיז את העובר בעדינות ממקום למקום מבלי לנתק אותו. זיגוטה באיכות טובה צריכה שני גופים הקוטביים (אם כי לפעמים רק אחד נתפס) ו הציטופלסמה הומוגנית. אין להזריק zygotes נורמלי (איור 3 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, לשנות את מיקום העובר עבור זריקה נכונהמקום. מיצוב טוב יהיה זה שבו יש קצת מקום בין ZP וראש הממשלה, כך ראש הממשלה אינו ולהינזק ידי לייזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק כי פיפטה ההזרקה ממוקמת על-המטוס באמצע של העובר על ידי נגיעת הזיגוטה בעדינות באתר הזרקה. אם זה לא על אמצע המטוס שלה, המחט תהיה נוטה להפוך את העובר לסובב במקום לנקב. התאם את הגובה של פיפטה הזריק לפי צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך חור ZP באמצעות לייזר (איור 3 ב). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוך שימוש במקום התוכנה של לייזר צלב הכיוון לייזר ZP איפה החור ייעשה (בצד הנגדי למקום שבו העובר מחוברת פיפטה מחזיקה). באמצעות קליק חלון בקרת לייזר על כפתור האש. ודא כי גודלו של החור הוא גדול מספיק כדי ליצור פתח ZP עבור המחט לעבור מבלי לפגוע PM (דוגמה: 0.662 רוחב פולס msec / 6.9 מיקרומטר גודל חור). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את מחט הזריקהדרך חור ZP וליצור קשר עם ראש הממשלה. המשך לדחוף פיפטה קדימה עד שהמחט נמצאת ¾ של הדרך אל העובר (איור 3 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את המיקום של המניסקוס על שלבי פתרון-שמן, כמו זה ישמש לשלוט נפח הזרקה בעקביות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל לחץ שלילי (לשאוב) על פיפטה ההזרקה, אשר תגרום PM ו הציטופלסמה להיות aspirated לתוך מחט הזריקה. המשך עד שהתנועה של הציטופלסמה לתוך המחט מאיצה או כאשר תוכן הציטופלסמה ערבוב עם פתרון הזרקה ניתן לראות. אלה יציינו שבירה של ראש הממשלה (איור 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק בחזרה התוכן ציטופלסמית ואחריו הפתרון לתוך הציטופלסמה של הביצית המופרית על ידי הפעלת לחץ חיובי (הזרקה), עד המניסקוס על שלבי פתרון-שמן התקדם מקביל בקוטר של הזיגוטה אחד בעבר לנקודת ההתחלה. הערה: בתנאים שלנו, repre זהsents כ 7 pl של פתרון מוזרק (איור 3E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שינוי מטרת 4X להזיז את העובר / הים המוזרק אל הצד התחתון של ירידת ההזרקה. שחרר את העובר על ידי הפעלת לחץ חיובי על microinjector ההחזקה. שמור את העוברים הלא מוזרק בצד העליון ואת אלה מוזרקים בצד התחתון של הירידה כדי לסייע במעקב אחר של עוברים המוזרקים / הלא מוזרק ולעבוד ביעילות. </li></ol> 5. שחזור העובר תוצאות הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך 3 טיפות של כ 200 μl בצלחת חדשה עם טרום חימם SOF-HEPES. אסוף את העוברים מוזרק באמצעות microdispenser (כמתואר לעיל). לשטוף את העוברים מוזרק על ידי העברתם דרך 3 SOF-HEPES טיפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספור את העוברים lysed במהלך microinjection וזורקים אותן. הערה: זיגוטה lysed ניתן להבחין בקלות מתוך אחד שלם מאז הראשון מופיע שקוף, מלא את כל ZP, וזה בדרך כלל יש cytoplasmicתוכן דולף החוצה של העובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, סמן את יעילות microinjection באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי. עליך להיות מודע לכך חשיפה לאור UV יכול לגרום נזק לעובר שיכולים להשפיע על התפתחות שלאחר מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבוצות התרבות של 25 עוברים מוזרק 50 טיפות μl של המדיום אופטימיזציה סימפלקס אשלגן (KSOM) השלימו עם 4 מ&quot;ג / אלבומין בסרום שור מ&quot;ל (BSA) תחת שמן מינרלי על 38.5 מעלות צלזיוס, 5% CO 2 באוויר, והלחות לרוויה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשלים את תרבות התקשורת עם 5% FBS יומיים לאחר ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק הבלסטוציסט (BL) מחירים 7 ימים לאחר ההזרקה. חישוב שיעורי BL כמו מספר כולל של עוברי הבלסטוציסט / מספר כולל של עוברים בתרבית הטיפה. </li></ol>

<ol>
	<li>McEvoy, T., Coull, G., Broadbent, P., Hutchinson, J., Speake, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty+acid+composition+of+lipids+in+immature+cattle,+pig+and+sheep+oocytes+with+intact+zona+pellucida.">Fatty acid composition of lipids in immature cattle, pig and sheep oocytes with intact zona pellucida.</a> J Reprod Fertil. 118 (1), 163-170 (2000).</li><li>Brinster, R. L., Chen, H. Y., Trumbauer, M. E., Yagle, M. K., Palmiter, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+affecting+the+efficiency+of+introducing+foreign+DNA+into+mice+by+microinjecting+eggs.">Factors affecting the efficiency of introducing foreign DNA into mice by microinjecting eggs.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 82 (13), 4438-4442 (1985).</li><li>Ross, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parthenogenetic+activation+of+bovine+oocytes+using+bovine+and+murine+phospholipase+C+zeta.">Parthenogenetic activation of bovine oocytes using bovine and murine phospholipase C zeta.</a> BMC Dev Biol. 8 (1), (2008).</li><li>Canovas, J., Cibelli, J. B., Ross, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jumonji+domain-containing+protein+3+regulates+histone+3+lysine+27+methylation+during+bovine+preimplantation+development.">Jumonji domain-containing protein 3 regulates histone 3 lysine 27 methylation during bovine preimplantation development.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (7), 2400-2405 (2012).</li><li>Bogliotti, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4+Developmental+outcomes+and+effiency+of+two+CRISPR/Cas9+microinjection+methods+in+bovine+zygotes.">4 Developmental outcomes and effiency of two CRISPR/Cas9 microinjection methods in bovine zygotes.</a> Reprod Fertil Dev. 27 (1), 94-94 (2015).</li><li>Bakhtari, A., Ross, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DPPA3+prevents+cytosine+hydroxymethylation+of+the+maternal+pronucleus+and+is+required+for+normal+development+in+bovine+embryos.">DPPA3 prevents cytosine hydroxymethylation of the maternal pronucleus and is required for normal development in bovine embryos.</a> Epigenetics. 9 (9), 1271-1279 (2014).</li><li>Yaul, M., Bhatti, R., Lawrence, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+process+of+polishing+borosilicate+glass+capillaries+used+for+fabrication+of+in-vitro+fertilization+(iVF)+micro-pipettes.">Evaluating the process of polishing borosilicate glass capillaries used for fabrication of in-vitro fertilization (iVF) micro-pipettes.</a> Biomed Microdevices. 10 (1), 123-128 (2008).</li><li>Sutter Instrument. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Pipette Cookbook 2015 P-97 &amp; P-1000 Micropipette Pullers. , (2015).</li><li>Sutter Instrument. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> P-97 Flaming/BrownTM Micropipette Puller Operation Manual Rev. 2.30 - DOM (20140825). , (2014).</li><li>Cibelli, J. B., Lanza, R. P., Campbell, K. H. S., West, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of cloning. , (2002).</li><li>Wang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+a+reporter+gene+after+microinjection+of+mammalian+artificial+chromosomes+into+pronuclei+of+bovine+zygotes.">Expression of a reporter gene after microinjection of mammalian artificial chromosomes into pronuclei of bovine zygotes.</a> Mol Reprod Dev. 60 (4), 433-438 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Microinjection של zygotes הוא שיטה מבוססת היטב מציגים פתרונות לעוברי יונקים. עם כמה וריאציות תלויות המין ואת מטרת הניסוי, טכניקה זו יכולה להיות בשימוש נרחב. אנו מראים כיצד לבצע microinjection intracytoplasmic באמצעות לייזר כדי לסייע בכניסה של micropipette בוטה לקצה. Zygotes של כמה מיני בעלי חיים (כמו ב?...

microinjection cytoplasmic של עוברי 1 תאים היא טכניקה רבת עוצמה. זה יכול לשמש להעברת כל פתרון לתוך העובר, למשל, לייצר הגן לדפוק-outs ללמוד תפקוד הגן או כדי ליצור חיות הגן בעריכה. רוב חקלאי-רלוונטי zygotes חוות חיות יש רכב חומצות שומן מאוד גבוה שגורם הציטופלסמה שלהם אטום וחשוך 1. יש להם גם קרום פלזמה אלסטי למדי (PM). תכונות אלו הופכות את microinjection באמצעות pronuclear קונבנציונלי / הזרקת ציטופלסמית כפי שמוצגת במינים מכרסמים מאתגרים ולעתים קרובות לא מדויקים. יש microinjection cytoplasmic יתרונות על פני microinjection pronuclear שכן הוא קל יותר לבצע וגם גורם פחות נזק את העוברים מוזרק, וכתוצאה מכך כדאיות גבוהה 2. המטרה הכללית של פרוטוקול זה היא להדגים שיטה מוצלחת לאספקת פתרונות לתוך הציטופלסמה של zygotes חיות משק. כדי להיות מסוגל לבצעmicroinjection cytoplasmic עם יעילות גבוהה על עוברי בעלי חיים, לייזר משמש כדי ליצור חור המעטפת השקופה (ZP) ולאחר מכן מחט זכוכית קהה-end משמש microinjection. אסטרטגיה זו שואפת להקטין את נזק מכני המוטבע על העובר במהלך ההזרקה. לאחר מכן, שאיפה של תוכן ציטופלסמית בתוך המזרק מאפשרת שבירה יעילה ובטוחה של ראש הממשלה להבטיח כי הפתרון מועבר לתוך הציטופלסמה של העובר. טכניקה זו כבר נוצלה בהצלחה בעוברי שור לספק siRNA לתוך הציטופלסמה zygotic 3,4 וליצור מוטציות באמצעות חזרות palindromic קצרות interspaced התקבצו באופן קבוע (CRISPR) / קשור CRISPR מערכת 9 (Cas9) מערכה 5. זה גם מתאים (עם שינויים קלים) להזרקת ביציות קומולוס סגורה שור 6. כאן אנו מתארים פרוטוקול ההזרקה שלנו ומספק צבע, שיכול לחול על הזרקת כל desפתרון IRED לתוך הזיגוטה, ולהראות כי באמצעות טכניקה זו גורמת תמוגה מינימלי ואינו להשפיע על התפתחות העובר המוקדם.

<table><tbody><tr><td>Micropipette puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Glass capillary</td><td>Sutter instruments</td><td>B100-75-10</td><td>These capillaries are used for making the holding and injecting pipettes. Any thick/standard wall borosilicate tubing without filament can be used.</td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Narishige</td><td>MF-9</td><td>Equipped with 10X magnification lense.</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Nikon/ Narishige</td><td>NT88-V3</td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Nikon</td><td>TE2000-U</td><td>Equipped with 4X, 20X lenses and with a laser system.</td></tr><tr><td>Laser</td><td>Research Instruments</td><td>7-47-500</td><td>Saturn 5 Active laser.</td></tr><tr><td>Microdispenser</td><td>Drummond</td><td>3-000-105</td><td>The microdispenser is used to move the embryos. A p10 pipette can also be used but loading as minimal volume as possible.</td></tr><tr><td>100 x 15 mm culture dish</td><td>Falcon</td><td>351029</td><td>Use the lid of the dish to make the injection plate since they have lower walls and will make positioning and moving of the micromanipulator easier. The lid of a 60 mm culture dish can also be used.</td></tr><tr><td>35 mm culture dish</td><td>Corning</td><td>430165</td><td>These dishes are used for culturing the embryos in 50 &amp;mu;l drops covered with mineral oil. Alternatively, a 4 well dish can also be used. Regardless of the dish chosen to culture the embryos, they always have to be equilibrated in the incubator for at least 4 hr prior to transfering the embryos to them.</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Sanyo</td><td>MCO-19AIC</td><td>Any incubator that can be set to 38.5 &amp;deg;C, 5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; conditions can be used.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ800</td><td>Used for visualizing the embryos in the culture drops and during washes. Any stereomicroscope with a 10X magnification can be used.</td></tr><tr><td>Control Unit HT</td><td>Minitube</td><td>12055/0400</td><td>Heating system attached to the stereomicroscope.</td></tr><tr><td>Heated Microscope Stage</td><td>Minitube</td><td>12055/0003</td><td>Heating system attached to the stereomicroscope.</td></tr><tr><td>Dextran-Red</td><td>Thermo Scientific</td><td>D1828</td><td>A sterile 10 mg/ml solution is used to inject.</td></tr><tr><td>Mineral Oil</td><td>sigma</td><td>M8410</td><td>Keep the mineral oil at room temperature and&amp;nbsp; protected from light using foil paper.</td></tr><tr><td>KSOMaa Evolve Bovine</td><td>Zenit</td><td>ZEBV-100</td><td>Supplemented with 4 mg/ml BSA. KSOM plates for embryo culture should be equilibrated in an incubator for at least 4 hr before use.</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gemini-Bio</td><td>100-525</td><td>Use a stem-cell qualified FBS.</td></tr><tr><td>Zygotes</td><td></td><td></td><td>Zygotes are injected 17 - 20 hpf and can be &lt;em&gt;in-vitro&lt;/em&gt;- or &lt;em&gt;in-vivo&lt;/em&gt;-derived.</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S5886</td><td>Final concentration: 107.7 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P5405</td><td>Final concentration: 7.16 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>P5655</td><td>Final concentration: 1.19 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma</td><td>M2393</td><td>Final concentration: 0.49 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Sodium DL-lactate</td><td>Sigma</td><td>L4263</td><td>Final concentration: 5.3 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;-2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C7902</td><td>Final concentration: 1.71 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>D-(&amp;minus;)-Fructose&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>F3510</td><td>Final concentration: 0.5 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>HEPES&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>H4034</td><td>Final concentration: 21 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>MEM-NEAA</td><td>Sigma</td><td>M7145</td><td>Final concentration: 1x. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>BME-EAA</td><td>Sigma</td><td>B6766</td><td>Final concentration: 1x. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td>Final concentration: 4 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma</td><td>P4562</td><td>Final concentration: 0.33 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Gibco</td><td>35050</td><td>Final concentration: 1 mM. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A-3311</td><td>Final concentration: 1 mg/ml. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Sigma</td><td>G-1397</td><td>Final concentration: 5 &amp;mu;g/ml. Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>Water for embryo transfer</td><td>Sigma</td><td>W1503</td><td>Component of SOF-HEPES medium.</td></tr><tr><td>SOF-HEPES medium</td><td>Made in the lab</td><td></td><td>pH 7.3 - 7.4, 280 &amp;plusmn; 10 mOs. Filter sterilized through a 22 &amp;mu;m filter can be stored in the fridge at 4 &amp;deg;C for 1 month. Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use.</td></tr></tbody></table>

laser-assisted cytoplasmic microinjection in livestock zygotes

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can create genetic modifications that will be present in every cell of an adult organism. It can also be used to deliver siRNA, mRNAs or blocking antibodies to study gene function in preimplantation embryos. The conventional technique for microinjecting embryos used in rodents consists of a very thin micropipette that directly penetrates the plasma membrane when advanced into the embryo. When this technique is applied to livestock animals it usually results in low efficiency. This is mainly because in contrast to mice and rats, bovine, ovine, and porcine zygotes have a very dark cytoplasm and a highly elastic plasma membrane that makes visualization during injection and penetration of the plasma membrane hard to achieve. In this protocol, we describe a suitable microinjection method for the delivery of solutions into the cytoplasm of cattle zygotes that has proved to be successful for sheep and pig embryos as well. First, a laser is used to create a hole in the zona pellucida. Then a blunt-end glass micropipette is introduced through the hole and advanced until the tip of the needle reaches about 3/4 into the embryo. Then, the plasma membrane is broken by aspiration of cytoplasmic content inside the needle. Finally, the aspirated cytoplasmic content followed by the solution of interest is injected back into the embryonic cytoplasm. This protocol has been successfully used for the delivery of different solutions into bovine and ovine zygotes with 100% efficiency, minimal lysis, and normal blastocysts development rates.

ליזר בסיוע microinjection cytoplasmic הוא פרוטוקול חזק ואמין כדי לספק פתרונות לתוך הציטופלסמה של zygotes בעלי החיים. איור 3 מראה בקווים כלליים את zygotes לפני ואחרי ההזרקה כמו גם את קווי המתאר הכלליים של הטכניקה. Dextran-אדום משמש הזרקת פתרון ולאפשר לאתר מעקב של י...

Watch this Scientific Journal Video about Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes at JoVE.com

Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes

This protocol shows how to perform cytoplasmic microinjection in farm animal zygotes. This technique can be used to deliver any solution into the one-cell embryo such as genome editing tools to generate knockout animals.

לייזר בסיוע cytoplasmic Microinjection ב משק חי zygotes

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can ...

laser-assisted-cytoplasmic-microinjection-in-livestock-zygotes

Research

JoVE Journal

Genetics

8.9K Views.  University of California, Davis. This protocol shows how to perform cytoplasmic microinjection in farm animal zygotes. This technique can be used to deliver any solution into the one-cell embryo such as genome editing tools to generate knockout animals.

Video: Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS expression system1 in zebrafish larvae, and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells. The KalTA4-ERT2/UAS system is both inducible and reversible which allows us to induce cell transformation with precise temporal/spatial resolution in vivo. This provides us with a unique opportunity to live image how individual preneoplastic cells interact with host tissues as soon as they emerge, then follow their progression as well as regression. Recent studies in zebrafish larvae have shown a trophic function of innate immunity in the earliest stages of tumorigenesis2,3. Our inducible system would allow us to live image the onset of cellular transformation and the subsequent host response, which may lead to important insights on the underlying mechanisms for the regulation of oncogenic trophic inflammatory responses. We also discuss how one might adapt our protocol to achieve temporal and spatial control of ectopic gene expression in any tissue of interest.

Studying the earliest events of preneoplastic cell progression and innate immune cell interaction is pivotal to understand and treat cancer. Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformations and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells in zebrafish larvae.

הדמיה חיה של אינטראקציות תא של מערכת חיסון המולדת וPreneoplastic שימוש מערכת ביטוי / כטב&quot;מ העין מתנהלת Gal4 בעור הזחל דג הזברה

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Developmental Biology

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. This is due to its reproductive behavior: females damage the external surface of fruits and vegetables when they lay eggs and the hatched larvae feed on their pulp. Wild C. capitata populations are traditionally controlled through insecticide spraying and/or eco-friendly approaches, the most successful being the Sterile Insect Technique (SIT). The SIT relies on mass-rearing, radiation-based sterilization and field release of males that retain their capacity to mate but are not able to generate fertile progeny. The advent and the subsequent rapid development of biotechnological tools, together with the availability of the medfly genome sequence, has greatly boosted our understanding of the biology of this species. This favored the proliferation of new strategies for genome manipulation, which can be applied to population control.
In this context, embryo microinjection plays a dual role in expanding the toolbox for medfly control. The ability to interfere with the function of genes that regulate key biological processes, indeed, expands our understanding of the molecular machinery underlying medfly invasiveness. Furthermore, the ability to achieve germ-line transformation facilitates the production of multiple transgenic strains that can be tested for future field applications in novel SIT settings. Indeed, genetic manipulation can be used to confer desirable traits that can, for example, be used to monitor sterile male performance in the field, or that can result in early life-stage lethality. Here we describe a method to microinject nucleic acids into medfly embryos to achieve these two main goals.

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) is a worldwide pest of agriculture. A deeper understanding of its biology is key to control medfly populations and thus reduce economic impact. Embryo microinjection is a fundamental tool allowing both germ-line transformation and reverse genetics studies in this species.

משלוח חומצות גרעין דרך Microinjection העובר חרקי ההדברה החקלאיים ברחבי העולם,<em&gt; זבוב הפירות הים תיכוני</em

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. ...

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

Microinjection של mRNA ו oligonucleotides Morpholino antisense עוברי דג הזברה.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

Biology

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinjection של עוברי דג הזברה לנתח פונקציה ג&#39;ין

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

Microstructured מכשירי Microinjection אופטימיזציה והדימות של הזחלים דג זברה

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

Zygote Microinjection for Creating Gene Cassette Knock-in and Flox Alleles in Mice

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily produced by electroporation of CRISPR factors (and single-stranded oligo DNA donors) into the zygote. In contrast, gene cassette (&#62;1 kb) knock-in and floxed mice are mainly generated by microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors into zygotes. Genome editing technologies have also increased the flexibility of genetically modified mice production. It is now possible to introduce the intended mutations in the target genomic regions in a number of beneficial inbred mouse strains. Our team has produced over 200 gene cassette knock-in mouse lines, and over 110 floxed mouse lines by zygote microinjection of CRISPR-Cas9 following requests from several countries, including Japan. Some of these genome editing used BALB/c, C3H/HeJ, and C57BL/6N inbred strains, however most used C57BL/6J. Unlike the electroporation method, genome editing by zygote microinjection in various inbred strains of mice is not that easy. However, gene cassette knock-in and floxed mice on single inbred genetic backgrounds are as critical as genetic humanized, fluorescent reporter, and conditional knockout mouse models. Therefore, this article presents the protocol for the zygote microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors in C57BL/6J mice for generating gene cassette knock-in and floxed mice. This article exclusively focuses on nuclear injection rather than cytoplasmic injection. In addition to zygote microinjection, we outline the timeline for the production process and peripheral techniques such as induction of superovulation and embryo transfer.

The present protocol describes zygote microinjection of CRISPR-Cas9 and donor DNA to efficiently produce gene cassette knock-in and floxed mice.

מיקרו-הזרקה של זיגוטה ליצירת קלטות גנטיות ואללים של פלוקס בעכברים

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily ...

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of treatment solution is loaded into a microinjection needle that is used to physically inject individual immobilized cells or embryos. Despite the need for initial training to perform this procedure for high-throughput delivery, microinjection offers maximum efficiency and reproducible delivery of a wide variety of treatment solutions (including complex mixtures of samples) into cells, eggs or embryos. Applications to microinjections include delivery of DNA constructs, mRNAs, recombinant proteins, gain of function, and loss of function reagents. Fluorescent or colorimetric dye is added to the injected solution to enable instant visualization of efficient delivery as well as a tool for reliable normalization of the amount of the delivered solution. The described method enables microinjection of 100-400 sea urchin zygotes within 10-15 min.

Microinjection is a common technique used to deliver DNA constructs, mRNAs, morpholino antisense oligonucleotides or other treatments into eggs, embryos, and cells of various species.

התפוקה microinjections גבוה של zygotes קיפודי הים

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the host chromosome and is passed on to progeny. Thus, they are ideal vectors for creation of stable cell lines, in vivo delivery of indicators, and transduction of single cell fertilized eggs to create transgenic animals. However, mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against lentiviral gene delivery. Lentiviruses are too large to penetrate the zona and are typically delivered by microinjection of viral particles into the perivitelline cavity, the space between the zona and the embryonic cells. The requirement for highly skilled technologists and specialized equipment has minimized the use of lentiviruses for gene delivery to mouse embryos. This article describes a protocol for permeabilizing the mouse fertilized eggs by perforating the zona with a laser. Laser-perforation does not result in any damage to embryos and allows lentiviruses to gain access to embryonic cells for gene delivery. Transduced embryos can develop into blastocyst in vitro, and if implanted in pseudopregnant mice, develop into transgenic pups. The laser used in this protocol is effective and easy to use. Genes delivered by lentiviruses stably incorporate into mouse embryonic cells and are germline transmittable. This is an alternative method for creation of transgenic mice that requires no micromanipulation and microinjection of fertilized eggs.

Mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against gene delivery. This article describes a protocol for perforating the zona with a laser to transduce embryonic cells with lentiviral vectors and to create transgenic mice.

המסירה הגן Lentiviral לייזר בסיוע העכבר מופרית ביצים

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the ...

Zebrafish Microinjection Techniques

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage embryos. Using this technique, solutions containing genetic material or knockdown constructs are delivered into the blastomeres: the embryonic cells sitting atop the yolk of the newly fertilized egg. Delivery into the cytoplasm is achieved either through direct injection into the blastomere, or via natural cytoplasmic movements that occur after a solution is injected into the yolk. Successful genetic manipulations are usually followed by quantification of embryonic phenotypes in order to elucidate the genetic mechanisms of development.
This video will provide an introduction to carrying out microinjections in zebrafish embryos. The discussion begins with a review of the essential tools for the technique, including the injection apparatus and the microinjector, which controls fluid movement with pressure pulses of air. Next, important preparatory steps are demonstrated, such as the pouring of agar plates to stabilize embryos during injection and calibration of the microinjection apparatus. The injection procedure is then presented along with tips on when and where injections should be performed. Finally, applications of the microinjection technique are discussed, including gene overexpression via mRNA injection, gene silencing by delivery of antisense morpholino oligonucleotides, and the generation of transgenic zebrafish using specially engineered plasmid DNA.

Introduction to Microinjection of Early Zebrafish Embryos

טכניקות מיקרו-ההטחה של דגי זברה

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage ...

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Biology II: Mouse, Zebrafish, and Chick

Laser-Assisted Lentiviral Gene Delivery: A Technique to Permeabilize Mouse Fertilized Eggs to Facilitate Lentiviral Gene Delivery

Source: Martin, N. P., et al. <a href="https://www.jove.com/v/58327">Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs.</a> J. Vis. Exp. (2018).
In this video, we demonstrate the laser-assisted permeation of the protective layer of zona pellucida in mouse fertilized eggs for facilitating lentiviral gene delivery. Lentivirus enables the generation of transgenic animals with a gene of interest stably integrated into their genome.

העברת גנים לנטי-ויראליים בסיוע לייזר: טכניקה לחלחול ביציות מופרות של עכברים כדי להקל על העברת גנים לנטי-ויראליים

Source: Martin, N. P., et al. Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs. J. Vis. Exp. (2018).
In this video, we demonstrate the ...

לייזר בסיוע cytoplasmic Microinjection ב משק חי zygotes

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הדמיה חיה של אינטראקציות תא של מערכת חיסון המולדת וPreneoplastic שימוש מערכת ביטוי / כטב"מ העין מתנהלת Gal4 בעור הזחל דג הזברה

משלוח חומצות גרעין דרך Microinjection העובר חרקי ההדברה החקלאיים ברחבי העולם,