Nous remercions les Drs. Anthony Cornel et Laura Norris à l&#39;UC Davis et le Dr Katharina Kreppel à l&#39;Université de Glasgow pour fournir des spécimens de moustiques de la Tanzanie. Nous remercions Mme Smita Das et le Dr Douglas Norris de la Johns Hopkins School of Public Health de partager des échantillons de moustiques de la Zambie. Nous remercions également M. Lee V. Millon au Laboratoire de génétique vétérinaire de formation sur la conception de l&#39;essai. Ce travail a été soutenu par l&#39;Institut national de la santé et accorder R01AI 078183 R21AI062929.

1. Amplification par PCR <ol><li> Mélanger tous les amorces de PCR (Voir Tableau supplémentaire S1) dans un microtube de 1,5 ml. Chaque SNP a deux amorces (avant et arrière). Assurez-vous que la concentration de l&#39;action de chaque amorce PCR est maintenue à 100 um. Faire assez mélange d&#39;amorces pour les réactions 500-1000 pour réduire pipetage erreur et le temps sur le banc (Voir Tableau supplémentaire S2). Si vous le souhaitez, pour préparer des aliquotes de 100 à 200 réactions par tube et conserver à -20 ° C. </li><li> Préparer cocktail de PCR tel que décrit dans le protocole du fabricant (tableau 1). Le volume de réaction 96 comprend un surplomb de 20%. Vortex le tube contenant le cocktail PCR légère et centrifuger pendant 30 secondes à 2000 x g. </li><li> Distribuer 3 ul du cocktail PCR dans chaque puits d&#39;une non-jupe plaque de 96 puits. Une pipette de répéteur peut gagner du temps pour ce processus. </li><li> Ajouter 2 ul de l&#39;ADN génomique appropriée de moustiques dans chaque puits. Note: Le processus d&#39;obtention de l&#39;ADN génomique de m<html> tissus osquito (tête / thorax, l&#39;abdomen ou corps entier) est décrite dans les autres littératures 29-32. Choisir un protocole d&#39;extraction d&#39;ADN appropriée pour différencier ceux avec Plasmodium dans le sang (abdomen) à partir de moustiques infectieux (Plasmodium dans la tête / thorax). Nous utilisons généralement l&#39;ADN extrait des parties du corps (tête / thorax ou de l&#39;abdomen) de moustiques, donc la concentration de l&#39;ADN varie de 0.05-2ng / ul. Bien que l&#39;entrée de l&#39;ADN total est inférieur à la recommandation du constructeur (5-10ng / rxn), nous obtenons généralement robuste SNP appelle à partir de 98% des échantillons d&#39;ADN sans amplification du génome entier. </li><li> Sceller la plaque, mélanger délicatement ou vortex et centrifuger pendant 1 min à 370 x g. </li><li> Utiliser le protocole de cyclage thermique suivant pour effectuer l&#39;amplification par PCR: (1) 94 ° C pendant 2 min, (2) 94 ° C pendant 30 secondes, (3) 56 ° C pendant 30 secondes, (4) 72 ° C pendant 1 min (5) répéter l&#39;étape (2) - (4) pendant 45 cycles, (6) 72 ° C pendant 1 min et 4 ° C en attente. </li></ol>_title &quot;&gt; 2. Traitement SAP <ol><li> Préparer la solution d&#39;enzyme SAP dans une plaque à 96 puits (voir le tableau 2). Traiter 96 échantillons en une plaque. Le volume de réaction 96 comprend un surplomb de 20%. </li><li> Vortex le tube de solution enzymatique SAP légère et centrifuger pendant 30 secondes à 2000 x g. Distribuer 2 pi de la solution d&#39;enzyme SAP dans chaque puits. Encore une fois, une pipette de répéteur peut gagner du temps pour ce processus. </li><li> Sceller la plaque, mélanger délicatement ou vortex et centrifuger pendant 1 min à 370 x g. Incuber la plaque comme suit: (1) 37 ° C pendant 40 min, (2) 85 ° C pendant 5 minutes pour inactiver l&#39;enzyme, (3) 4 ° C en attente. A l&#39;achèvement de cette étape, la plaque stocker à -20 ° C avant de poursuivre. Traitement de la plaque stockée dans les 2 semaines. </li></ol> 3. SNP Extension <ol><li> Si la plaque d&#39;échantillon est gelé après le traitement SAP, lui permettre de dégeler à la température ambiante avant de procéder. </li><li> Préparer le mélange extension d&#39;amorce (tableau supplémentaire S2). Chaque SNP a une exteamorce nsion. Maintenir la concentration de l&#39;action de chaque amorce d&#39;extension à 500 um. Eventuellement, aliquote de 100 à 200 réactions par tube et conserver à -20 ° C. </li><li> Préparer prolongement mélange comme décrit dans le tableau 3. Le volume 96 de réaction comprend un surplomb de 20%. </li><li> Vortex le tube de l&#39;extension cocktail légère et centrifuger pendant 30 secondes à 2000 x g. Distribuer 2 pl du cocktail d&#39;extension dans chaque puits. Encore une fois, une pipette de répéteur peut gagner du temps pour ce processus. </li><li> Sceller la plaque, mélanger délicatement ou vortex et centrifuger pendant 1 min à 370 x g. Thermocycle la plaque, comme le montre la figure 1. À ce stade, procéder à la spectrométrie de masse ou de stocker la plaque à -20 ° C jusqu&#39;à deux semaines. </li></ol> 4. Conditionnement du produit Extension SNP pour optimiser l&#39;analyse de spectrométrie de masse <ol><li> Si la plaque d&#39;échantillon est gelé après l&#39;extension SNP, lui permettre de dégeler à la température ambiante avant de procéder. </li><li> Transférer 15 mg de résine à partir de son contaINER sur la plaque en utilisant une cuillère fossette allongée. Utilisez le grattoir pour répandre la résine dans les puits de la plaque fossette. Balayer le racleur de gauche à droite à travers la plaque fossette de répandre la résine. Assurez-vous qu&#39;il est de la résine dans chaque puits. </li><li> Grattez l&#39;excédent de résine de la plaque fossette d&#39;utiliser le racloir. Laisser reposer la résine dans la coupelle de fossette pendant au moins 20 min. Tout en laissant reposer la résine dans la coupelle de fossette, ajouter 41 ul d&#39;eau de qualité HPLC à chaque puits de la plaque d&#39;échantillons. </li><li> Placez délicatement la plaque d&#39;échantillon à l&#39;envers, sur la plaque fossette. Assurez-vous que les réinitialisations de plaques échantillons contre le petit poste arrondie de la plaque fossette, qui aligne les puits dans la plaque de l&#39;échantillon avec les puits de la plaque fossette. </li><li> Tenir la plaque de l&#39;échantillon et la plaque fossette ensemble, retournez-les délicatement sur tant la résine se situe hors de la plaque fossette dans les puits de la plaque de l&#39;échantillon. Appuyez sur la plaque fossette donc la résine tombe dans la plaque de l&#39;échantillon. Assurez-vous que toute la résine dans le diplaque de mple tombe dans les puits de la plaque d&#39;échantillon. Centrifuger la plaque à 3200 g pendant 30 sec. </li><li> Faire tourner la plaque d&#39;échantillons sur un agitateur pendant 5 min à température ambiante. Rotateur doit tourner la plaque d&#39;échantillons 360 ° autour de l&#39;axe de temps. </li><li> Centrifuger la plaque d&#39;échantillon à 3200 g pendant 5 min. Après cette étape, mémoriser la plaque d&#39;échantillons à -20 ° C jusqu&#39;à 2 semaines avant de procéder à l&#39;étape suivante. </li></ol> 5. MALDI-TOF spectrométrie de masse <ol><li> Transférer le produit d&#39;extension SNP conditionné sur un BioArray comme SpectroCHIP selon les instructions du fabricant. Nous utilisons MassARRAY Nanodispenser pour cette étape. </li><li> Une fois le transfert terminé, définir comment essais et plaques doivent être mis en place dans la base de données de test. Nommez le dosage et les plaques de telle sorte que chaque plaque a identificateur unique qui relie à la conception de test spécifique (tableau supplémentaire S3). </li><li> Après analyse et la plaque ont été définis, d&#39;acquérir des spectres en utilisant un spectromètre de masse. </li></ol><ol><li> Effectuer l&#39;analyse des données en utilisant une analyse PCR logiciels d&#39;interprétation de données en temps réel telles que typer Analyzer ou TyperViewer (Sequenom). Obtenir des données dans le format .xml qui contient la disposition de l&#39;échantillon, spectrogramme de masse pour chaque puits, les informations de marqueur y compris le nom, la masse attendue pour chaque variante du SNP correspondant, et toute erreur ou des messages d&#39;avertissement associés à chaque réaction. Voir Figure 2 pour le spectrogramme de masse résultante. </li><li> Procéder à une analyse de clustering SNP génotype en fixant le seuil de détection (de magnitude ou rapport signal sur bruit) et la tolérance / variance autorisé pour chaque génotype. La figure 3 montre un exemple de 04707-KDR # 2 SNP grappes génotypiques. </li><li> Exporter les appels résultant SNP génotype dans un tableur. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Le MDA est composé de cinq étapes principales: amplification PCR, phosphatase alcaline de crevette (SAP) réaction, vulgarisation SNP, produit d&#39;extension conditionnement et laser assistée par matrice de désorption / ionisation - temps de vol (MALDI-TOF) spectrométrie de masse 33-37. La première étape d&#39;amplification PCR amplifie l&#39;ADN flanquant chaque SNP sorte que l&#39;ADN matrice assez sera disponible à l&#39;étape d&#39;extension SNP. La réaction de SAP neutralise dNTP non utilisée...

Anopheles arabiensis, Anopheles coluzzii et Anopheles gambiae sont les principaux vecteurs responsables de la transmission du paludisme en Afrique 1. Ces trois espèces sont morphologiquement indiscernables 2 et ne peuvent être distingués par des analyses moléculaires 9.3. En outre, il existe de nombreux tests en aval régulièrement menées pour faciliter les études de génétique épidémiologique et de la population. Il se agit notamment (1) un test de génotypage pour les îles de spéciation 10-12, (2) un test de génotypage reconnaissant SNP non synonymes dans le 1014 ème acide aminé en position de codon du gène par (la résistance knock-down, ou KDR, SNP) 13 -18, (3) la détection des parasites PCR 19-23, et (4) le dépistage de l&#39;ADN spécifique de l&#39;hôte dans estomacs de moustiques 24,25. Nous avons développé un essai multi-détection (MDA) qui combine tous ces essais dans une réaction multiplex unique avec l&#39;objectif d&#39;unealyzing caractéristiques épidémiologiques importantes de vecteurs du paludisme en Afrique. Le dosage MDA comprend plusieurs marqueurs de détection (1) espèce (A. arabiensis, A. gambiae, A. coluzzii, ou autres (aucun des trois)), (2) la résistance aux insecticides représentés dans kdr SNP (deux L1014F et L1014S) , (3) la présence de deux grandes parasites du paludisme, Plasmodium falciparum et P. vivax, et (4) une source aviaire et six sang des hôtes mammifères. Traditionnellement, ces essais ont été réalisés dans des réactions en chaîne par polymérase séparées. Lorsque tous ces essais sont effectués en utilisant une plate-forme PCR conventionnelle, il faut mener 8-10 dosages PCR de réaction et l&#39;accompagnement des mesures d&#39;électrophorèse en gel. Chaque réaction individuelle PCR de la préparation à la documentation des résultats prend 4-5 h, alors que la méthode MDA présenté ici prend environ 5 heures en totalité. Ceci est équivalent à un 90% d&#39;économies sur les seuls coûts de main-d&#39;œuvre. Le MDA présentée ici coûte 5 $par échantillon pour génotyper les 33 SNP. Ce est beaucoup moins cher que les tests à base de gel agarose simples, qui coûte environ 1,50 $ par échantillon. Dosages de détection toutes les caractéristiques couvertes par le MDA exigerait un minimum de 8 à 10 essais à base de gel agarose distincts à un coût de 12 à 15 $ par échantillon. En outre, le MDA diminue considérablement le risque de génération d&#39;un faux positif ou négatif par l&#39;utilisation d&#39;au moins trois marqueurs pour chaque détection de parasite ou de la source hôte. La plate-forme nous avons utilisé est pas limitée aux vecteurs du paludisme, mais peut être utilisé dans une grande variété d&#39;applications telles que la médecine, de la médecine vétérinaire et de la biologie de base de 26 à 28. Des études approfondies d&#39;association ou la génétique des populations études impliquant un grand nombre (dans l&#39;ordre de 100s) des échantillons nécessitent des essais rentables dépistage de marqueurs multiples simultanément. La plupart des études qui utilisent deux ou plusieurs tests de PCR séparées puissent appliquer la MDA pour des résultats plus rapides à un coût moindre. </p&gt;

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="588">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Analyzer Compact</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">MT9</td>
			<td>MALDI-TOF mass spectrometry for genomic applications to analyze nucleic acids.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Nanodispenser</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">RS1000</td>
			<td>Transfers completed iPLEX reaction products to the SpectroCHIP</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">iPLEX Gold Genotyping Reagent Set</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">10158</td>
			<td>Reagents used for iPLEX assay including SAP kit.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a multi-detection assay for malaria transmitting mosquitoes

Le complexe d&#39;espèces Anopheles gambiae comprend le principal moustiques transmettent le paludisme en Afrique. Parce que ces espèces sont d&#39;une telle importance médicale, plusieurs traits sont généralement caractérisés par des tests moléculaires pour aider dans les études épidémiologiques. Ces caractéristiques comprennent l&#39;identification des espèces, la résistance aux insecticides, l&#39;état de l&#39;infection par le parasite, et de préférence d&#39;hôte. Comme les populations du complexe Anopheles gambiae sont morphologiquement indiscernables, une réaction en chaîne de la polymérase (PCR) est traditionnellement utilisée pour identifier les espèces. Une fois l&#39;espèce est connue, plusieurs essais sont régulièrement effectuées en aval pour élucider d&#39;autres caractéristiques. Par exemple, des mutations connues sous le nom de KDR dans un gène par confèrent une résistance contre le DDT et les pyréthrinoïdes. En outre, les dosages d&#39;enzyme-linked immunosorbent (ELISA) ou Plasmodium essais de PCR de détection de l&#39;ADN du parasite sont utilisés pour détecter les parasites présents dans les tissus de moustiques. Enfin, une combination de la PCR et digestion de l&#39;enzyme de restriction peut être utilisée pour élucider préférence de l&#39;hôte (par exemple, humain contre le sang animal) par criblage de la farine de sang de moustique pour l&#39;ADN spécifique à l&#39;hôte. Nous avons développé un essai multi-détection (MDA) qui combine tous les tests mentionnés ci-dessus dans un seul multiplex 33SNPs réaction de génotypage pour 96 ou 384 échantillons à la fois. Parce que le MDA comprend de multiples marqueurs pour les espèces, Plasmodium détection, l&#39;identification et de l&#39;hôte dans le sang, la probabilité de générer des faux positifs ou négatifs est fortement réduite à partir de dosages précédentes comprenant un seul marqueur par trait. Ce test robuste et simple peut détecter ces traits de moustiques clés rentable et en une fraction du temps de tests existants.

L&#39;identification des espèces: Les cinq SNP suivants ensemble identifient trois espèces (A. arabiensis, A. et A. gambiae coluzzii) (tableau 4). Si un échantillon ne est pas l&#39;une des trois espèces, les trois SNP (01073-213, 04679-157 et 10313 -052) ne parviennent pas à amplifier. kdr génotype pour déduire la résistance aux insecticides: Le 1014 ème</sup...

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A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes | Biology | Video

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Un dosage multi-détection pour moustiques vecteurs du paludisme

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

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13.0K vues.  School of Veterinary Medicine, University of California - Davis. Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Vidéo: A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This video protocol demonstrates a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles stephensi embryos for the generation of transformed mosquitoes. Techniques for preparing microinjection needles, collecting and preparing embryos and performing the microinjection are illustrated.

Anopheles stephensi mosquitoes are vectors for malaria inhabiting India and throughout Asia. This video demonstrates the technique for performing microinjections of this species with transgenes that will confer resistance to the malaria to the mosquito. Much of the methodology demonstrated in this video is applicable to microinjection techniques of other mosquito species.

Injection d&#39;un. Embryons stephensi pour générer le paludisme résistant à moustiques

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

Recherche

Biologie

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Protocole pour la dengue dans les moustiques (Aedes aegypti) et détermination de phénotype d&#39;infection

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocole pour l&#39;élevage des moustiques (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito.    This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed.  The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Protocole pour les infections à Plasmodium falciparum dans la détermination Phénotype moustiques et les infections

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

Stratégies de remplacement de la population pour les populations de vecteurs contrôle et l&#39;utilisation des Wolbachia pipientis pour Drive génétique

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocole pour des essais de l&#39;ARNi dans les moustiques adultes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced, as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission. Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

Prévenir la propagation du paludisme et la dengue utilisant moustiques génétiquement modifiés

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

Bâtir un meilleur moustique: l&#39;identification des gènes de résistance Activation fièvre malaria et la dengue chez A. gambiae et A. aegypti

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

La transmission des virus de plante à l&#39;aide aleurodes

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Toxicological Assays for Testing Effects of an Epigenetic Drug on Development, Fecundity and Survivorship of Malaria Mosquitoes

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making malaria control an omnipresent problem in tropical countries. The emergence of insecticide resistant populations warrants the exploration of novel drug target pathways and compounds for vector mosquito control. Epigenetic drugs are well established in cancer research, however not much is known about their effects on insects. This study provides a simple protocol for examining the toxicological effects of 3-Deazaneplanocin A (DZNep), an experimental epigenetic drug for cancer therapy, on the malaria vector, Anopheles gambiae. A concentration-dependent increase in mortality and decrease in size was observed in immature mosquitoes exposed to DZNep, whereas the compound reduced the fecundity of adult mosquitoes relative to control treatments. In addition, there was a drug-dependent decrease in S-adenosylhomocysteine (SAH) hydrolase activity in mosquitoes following exposure to DZNep relative to control treatments. These protocols provide the researcher with a simple, step-by-step procedure to assess multiple toxicological endpoints for an experimental drug and, in turn, demonstrate a unique multi-prong approach for exploring the toxicological effects of water-soluble epigenetic drugs or compounds of interest against vector mosquitoes and other insects.

A protocol is developed to examine the effects of an epigenetic drug DZNep on the development, fecundity and survivorship of mosquitoes. Here we describe procedures for the aqueous exposure of DZNep to immature mosquitoes and a blood-based exposure of DZNep to adult mosquitoes in addition to measuring SAH hydrolase inhibition.

Les analyses toxicologiques pour Effets d&#39;essais d&#39;un médicament épigénétique sur le développement, la fécondité et de la survie du paludisme moustiques

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making ...