우리는 박사 감사합니다. 탄자니아에서 모기 표본을 제공 글래스고 대학의 UC 데이비스 박사 카타리나 Kreppel에서 앤서니 코르 넬과 로라 노리스. 우리는 잠비아에서 모기 샘플을 공유하기 위해 공중 보건의 존스 홉킨스 대학원에서 양 Smita 다스 박사 더글러스 노리스 감사합니다. 우리는 또한 분석 디자인 교육에 대한 동물 유전학 연구소 이씨 V. 밀론 감사합니다. 이 작품은 R01AI 078183과 R21AI062929을 부여 건강의 국립 연구소에 의해 지원되었다.

1. PCR 증폭 <ol><li> 1.5 ㎖ 마이크로 튜브의 모든 PCR 프라이머를 (보충 테이블 S1 참조) 섞는다. 각각의 SNP는 두 개의 프라이머 (순방향 및 역방향)가 있습니다. 각 PCR 프라이머의 주식 농도를 100 μM로 유지되어 있는지 확인합니다. (보충 표 S2 참조) 벤치에서 오류와 시간을 피펫 팅 줄이기 위해 500 ~ 1,000 반응에 대한 충분한 프라이머 믹스를 확인합니다. 원하는 경우, -20 ° C에서 튜브 및 상점 당 100 ~ 200 반응의 분량을 준비합니다. </li><li> 제조 업체의 프로토콜 (표 1)에 설명 된대로 PCR 칵테일을 준비합니다. 96 반응의 부피는 20 %의 돌출부를 포함한다. 소용돌이 2,000 x g에서 30 초간 가볍게 PCR의 칵테일을 함유하는 원심 분리기 튜브. </li><li> 각각의 우물에 PCR 칵테일 3 μl를 96 웰 플레이트에 분주 비 스커트. 리피터 피펫은이 프로세스에 대해 시간을 절약 할 수 있습니다. </li><li> 각 웰에 모기의 적절한 게놈 DNA의 2 μl를 추가합니다. 주 : m으로부터 게놈 DNA를 얻는 공정<html> osquito 조직 (머리 / 흉부, 복부 또는 전신)는 다른 문헌 29 ~ 32에 설명되어 있습니다. (머리 / 흉부에 말라리아를) 감염 모기의 혈액 (복부)에서 말라리아와 사람들을 구별하기 위해 적절한 DNA 추출 프로토콜을 선택합니다. 우리는 일반적으로 모기의 신체 부위 (머리 / 흉부 또는 복부)에서 추출 된 DNA를 사용하므로 DNA 농도는 0.05-2ng / μL에 따라 다릅니다. 총 DNA 입력이 제조업체의 권장 사항 (5-10ng / RXN)보다 낮지 만, 우리는 일반적으로 강력한 SNP가 전체 게놈 증폭없이 DNA 샘플의 98 %에서 호출 얻을. </li><li> 370 x g에서 1 분간 혼합 또는 소용돌이, 원심 분리기 부드럽게, 플레이트를 밀봉합니다. </li><li> PCR 증폭을 수행하기 위해 다음과 같은 열 순환기 프로토콜을 사용한다 : (1) 94 ° C 2 분 동안, (2) 94 ° C 30 초, (3) 1 분 30 초 동안 56 ° C, (4) 72 ° C (5) 단계를 반복합니다 (2) - (4) 45 사이클, (6) 1 분, 4 ℃로 유지 72 ° C. </li></ol>_title &quot;&gt; 2. SAP 치료 <ol><li> 96 웰 플레이트에서 SAP 효소 용액을 제조 하였다 (표 2 참조). 접시에 96 샘플을 처리합니다. 96 반응의 부피는 20 %의 돌출부를 포함한다. </li><li> 소용돌이 2,000 × g으로 30 초 동안 SAP 효소 가볍게 솔루션과 원심 분리기 튜브. 각 웰에 SAP 효소 용액 2 μl를 분주한다. 다시 말하지만, 리피터 피펫은이 프로세스에 대해 시간을 절약 할 수 있습니다. </li><li> 370 x g에서 1 분간 혼합 또는 소용돌이, 원심 분리기 부드럽게, 플레이트를 밀봉합니다. 40 분 (1) 37 ° C, (2) 85 ° C를 5 분 동안 효소를 불 활성화 (3) 4 ° C를 유지, 다음과 같이 판을 품어. 이 단계의 완료시 계속하기 전에 -20 ° C에서 접시를 저장합니다. 이주 내에 저장 판을 처리합니다. </li></ol> 3. SNP 확장 <ol><li> 샘플 플레이트 SAP 처리 후에 고정되는 경우, 진행하기 전에 실온으로 해동 할 수있다. </li><li> 확장 프라이머 믹스 (보충 표 S2)를 준비합니다. 각각의 SNP는 하나의 엑스 테가nsion 프라이머. 500 μM에서 각 확장 프라이머의 주식 농도를 유지합니다. 선택적으로, -20 ° C에서 튜브 및 매장 당 100 ~ 200 반응에 나누어지는. </li><li> 96 반응 부피가 20 %의 돌출부를 포함 표 3에 기술 된 바와 같이 확장 믹스를 준비한다. </li><li> 소용돌이 2,000 × g으로 30 초 동안 연장 가볍게 칵테일과 원심 분리기 튜브. 각 웰에 확장 칵테일 2 μl를 분배. 다시 말하지만, 리피터 피펫은이 프로세스에 대해 시간을 절약 할 수 있습니다. </li><li> 370 x g에서 1 분간 혼합 또는 소용돌이, 원심 분리기 부드럽게, 플레이트를 밀봉합니다. 도 1에 도시 된 바와 같이 열 순환 플레이트. 이때, 질량 분석을 진행 또는 이주에 -20 ° C에서 최대 플레이트를 저장한다. </li></ol> 4. 컨디셔닝 SNP 확장 제품 질량 분석기 분석을 최적화하는 <ol><li> 샘플 플레이트 SNP 확장 후에 특히 동결이 진행하기 전에 실온으로 해동 할 수있다. </li><li> 그 접점에서 수지의 15 mg을 이동연장 된 스푼을 사용하여 딤플 접시에 INER. 딤플 판의 우물에 수지를 확산 스크레이퍼를 사용합니다. 수지를 확산 딤플 접시에 걸쳐 좌우로 스크레이퍼 스윕. 수지는 각 웰에가 있는지 확인합니다. </li><li> 스크레이퍼를 사용하여 딤플의 접시를 초과하는 수지를 쳤어요. 수지가 적어도 20 분 동안 플레이트 딤플 스탠드하자. 수지, 딤플 플레이트에 서 샘플 플레이트의 각 웰에 HPLC 등급의 물을 41 μL를 추가시키는있다. </li><li> 조심스럽게 딤플 판에 샘플 판 거꾸로 놓으십시오. 딤플 판의 우물 시료 판의 우물을 정렬 딤플 판의 작은 둥근 게시물에 대한 샘플 판 재설정해야합니다. </li><li> 수지는 샘플 플레이트의 우물에 딤플 판에서 쓰러 함께 샘플 플레이트와 딤플 판을 잡고 천천히을 뒤집어. 수지는 샘플 플레이트에 빠지고 있도록 딤플 판을 누릅니다. 디에 있는지 모든 수지 확인mple 플레이트는 샘플 판 우물에 빠지고. 30 초 동안 3,200 XG에서 접시를 원심 분리기. </li><li> RT에서 5 분 동안 회전에서 샘플 판을 돌립니다. 로테이터는 샘플 판을 장축을 약 360도 회전한다. </li><li> 5 분 동안 3,200 XG에서 샘플 판을 원심 분리기. 이 단계 후에, 다음 단계로 진행하기 전에 이주 -20 ° C에서 샘플 플레이트를 저장한다. </li></ol> 5. MALDI-TOF 질량 분석 <ol><li> 제조업체의 지침에 따라 같은 SpectroCHIP로 bioarray에 조절 된 SNP 확장 제품을 전송합니다. 우리는이 단계 MassArray Nanodispenser를 사용합니다. </li><li> 전송이 완료되면, 분석 및 플레이트가 분석 데이터베이스에 설정되는 방법을 정의한다. 각각의 판은, 특정 분석 설계 (보충 표 S3)에 링크 고유 식별자를 갖도록 분석과 판의 이름을 지정합니다. </li><li> 분석 접시가 정의 된 후, 질량 분석계를 사용하여 스펙트럼을 획득. </li></ol><ol><li> 이러한 타이 퍼 분석기 나 TyperViewer (Sequenom)로서 실시간 PCR 분석 데이터 해석 소프트웨어를 사용하여 데이터 분석을 수행한다. 각 웰에 대한 샘플 레이아웃, 질량 스펙트로 포함 .XML 형식으로 데이터를 구하는, 이름을 포함 마커 정보, 대응하는 SNP의 각 변이체에 대한 예상 질량, 및 오류 또는 각각의 반응과 관련된 경고 메시지. 결과 질량 스펙트로 그램 그림 2를 참조하십시오. </li><li> . 각 유전자형 허용 공차 / 차이 (잡음비 크기 또는 신호) 검출 임계 값을 설정하여 SNP 유전자형 클러스터링 분석을 수행 3 04707-KDR # 2 SNP 유전자형 클러스터의 예를 보여준다. </li><li> 스프레드 시트 프로그램에 결과 SNP 유전자형 호출을 보냅니다. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

- 비행 (MALDI-TOF) 질량 분석 33-37 시간 PCR 증폭, 새우 알칼리 포스 파타 아제 (SAP) 반응, SNP 확장, 확장 제품 에어컨, 매트릭스 보조 레이저 탈착 / 이온화 : MDA는 5 개의 주요 단계로 구성되어있다. 첫 번째 PCR 증폭 단계는 충분한 주형 DNA가 SNP 확장 단계에서 사용할 수 있도록 각각의 SNP를 측면에서는 DNA를 증폭한다. SAP 반응은 다음과 SNP 확장 단계를 방해 할 수있는 사용하지 않은 dNTPs를 중화. ...

학질 모기의 arabiensis, 학질 모기의 coluzzii 아노 펠 레스 gambiae 아프리카 1 말라리아 전송을 담당하는 주요 벡터입니다. 이 세 종은 형태 학적으로 2 구별 만 분자 분석 3-9으로 구별 할 수있다. 또한, 정기적으로 역학 및 인구 유전학 연구를 지원하기 위해 실시 많은 다운 스트림 분석이있다. 이들은 분화 섬 10-12 (1) 유전자형 분석, (2) 아미노산 코돈 파라 유전자의 위치 번째 1014 비 동의어 SNP를 인식 유전자형 분석 (녹다운 저항 또는 KDR, SNP) (13)를 포함 -18, (3) 기생충 검출 PCR 19-23, 모기 midguts 24, 25에서 호스트 별 DNA (4) 검사. 우리의 목표와 하나의 멀티 플렉스 반응으로 모든 분석을 결합한 다중 탐지 분석 (MDA)을 개발아프리카에서 말라리아 벡터의 역학적으로 중요한 특성을 alyzing. MDA 분석 여러 (1) 종을 검출하기위한 마커 (A.의 arabiensis, A.의 gambiae, A.의 coluzzii, 또는 3 개)의 기타 (없음) KDR의 SNP로 표현, (2) 살충제 저항을 포함 (L1014F 및 L1014S 모두) 두 가지 주요 말라리아 기생충, (3)의 존재, 말라리아 원충 및 P. 삼일 열, 하나의 조류와 여섯 포유류 호스트에서 (4) 혈액 소스. 전통적으로, 이러한 분석은 분리 된 중합 효소 연쇄 반응을 수행 하였다. 이러한 모든 분석은 종래의 PCR 플랫폼을 사용을 완료하면, 그것은 8-10 PCR 반응 분석을 수행하고 전기 영동 단계를 수반하는 요구한다. 여기에 제시된 MDA 방식은 전체에서 약 5 시간 소요하면서 문서화 결과에 준비에서 각 PCR 반응은, 4 ~ 5 시간이 걸립니다. 이 단독으로 노동 비용을 90 % 절감하는 것과 같습니다. MDA는 여기에 제시된 5 달러 비용샘플 당 모두 33 개의 SNP 유전자형합니다. 이것은 상당히 저렴 샘플 당 약 $ 1.50의 요금으로 하나의 아가 로스 젤 기반 분석,보다. MDA 의해 덮여 모든 특성을 검출 분석은 샘플 당 $ 12-15의 비용 8-10 별도 아가 로스 겔 - 기재 분석법의 최소 필요하다. 또한, MDA 크게 각 기생충 또는 호스트 소스 검출에 대해 적어도 3 개의 마커를 이용하여, 거짓 포지티브 또는 네거티브의 발생 가능성을 감소시킨다. 우리가 활용 플랫폼은 말라리아 벡터에 한정되지 않고, 의약, 수의학, 및 기초 생물학 26-28 같은 다양한 애플리케이션에 사용될 수있다. 심층 많은 샘플 (100 단위의 순서) 번호를 포함하는 관련 연구 또는 집단 유전학 연구는 동시에 여러 마커에 대한 비용 효과 분석 검사를 필요로한다. 둘 이상의 별개 PCR 분석법을 이용하는 대부분의 연구는 더 낮은 비용으로 더 빠른 결과를 위해 MDA를 구현할 수있다. </p&gt;

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="588">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Analyzer Compact</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">MT9</td>
			<td>MALDI-TOF mass spectrometry for genomic applications to analyze nucleic acids.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Nanodispenser</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">RS1000</td>
			<td>Transfers completed iPLEX reaction products to the SpectroCHIP</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">iPLEX Gold Genotyping Reagent Set</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">10158</td>
			<td>Reagents used for iPLEX assay including SAP kit.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a multi-detection assay for malaria transmitting mosquitoes

과 아노 펠 레스 gambiae 종 단지는 아프리카에서 모기를 전송하는 주요 말라리아가 포함되어 있습니다. 이들 종은 의료 중요하기 때문에, 여러 가지 특성은 전형적 역학 연구에 도움 분자 분석법을 이용하여 특성화된다. 이러한 특성은 종 식별, 살충제 저항, 기생충 감염 상태, 호스트 환경 설정을 포함한다. 과 아노 펠 레스 gambiae 복합체의 형태 학적 집단 구별하기 때문에, 중합 효소 연쇄 반응 (PCR)은 전통적 종을 식별하는 데 사용된다. 종이 알려지면, 여러 하위 분석은 정기적으로 추가 특성을 규명하기 위해 수행된다. 예를 들어, 파라 유전자 KDR이라고도 돌연변이는 DDT 및 피레스 로이드 계 살충제에 대해 내성을 부여. 또한, 효소 면역 분석법 (ELISA를) 또는 변형체 기생충 DNA 검출 PCR 분석법 모기 조직 기생충 존재를 검출하기 위해 사용된다. 마지막으로, combinatioPCR과 제한 효소 다이제스트의 N은 호스트 별 DNA의 모기 bloodmeal을 선별하여 호스트 환경 설정 (예를 들어, 동물의 혈액 대 인간) 규명하는 데 사용할 수 있습니다. 우리는 96 시간에 384 샘플에 대해 단일 ​​멀티 플렉스 반응 유전자형 33SNPs으로 상기 분석을 모두 겸비한 다중 검출법 (MDA)을 개발 하였다. MDA 종, 말라리아 검출 및 호스트 혈액 식별을위한 여러 마커를 포함하기 때문에, 오탐 (false positive) 또는 네거티브를 생성하는 가능성은 크게 특성 당 하나의 마커를 포함 이전 분석에서 감소한다. 이 강력하고 간단한 분석은 비용 효율적으로 기존 분석의 시간의 틈새에서 이러한 주요 모기의 특성을 감지 할 수 있습니다.

종 식별 : 샘플이 세 종 중 하나가 아닌 경우 다음과 같은 5 개의 SNP 함께. 세 가지의 SNP (01073-213, 04679-157과 10,313 세 종 (A.의 arabiensis, A.의 coluzzii와 A.의 gambiae) (표 4)를 식별 -052)는 증폭 실패합니다. 살충제 저항을 추론하기위한 KDR 유전자형 : 파라 전압 관문 나트륨 채널의 1014 번째 ?...

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A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes | Biology | Video

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

말라리아 모기 전송하기위한 다중 탐지 분석

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

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13.0K 조회수.  School of Veterinary Medicine, University of California - Davis. Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

비디오: A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This video protocol demonstrates a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles stephensi embryos for the generation of transformed mosquitoes. Techniques for preparing microinjection needles, collecting and preparing embryos and performing the microinjection are illustrated.

Anopheles stephensi mosquitoes are vectors for malaria inhabiting India and throughout Asia. This video demonstrates the technique for performing microinjections of this species with transgenes that will confer resistance to the malaria to the mosquito. Much of the methodology demonstrated in this video is applicable to microinjection techniques of other mosquito species.

의 사출. stephensi의 태아는 말라리아 방지 모기를 생성하는

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

연구

생물학

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

모기 (A. aegypti)와 감염 표현형 결정에 뎅그열 감염 프로토콜

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

모스키토 리어링 (A. gambiae)에 대한 프로토콜

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito.    This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed.  The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

모기와 감염 표현형 결정에서 Plasmodium falciparum 감염에 대한 프로토콜

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

유전 드라이브에 대한 제어 벡터 인구와 Wolbachia pipientis의 사용에 대한 인구 교체 전략

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

성인 모기 (A. gambiae)에서 RNAi의 Assays을위한 프로토콜

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced, as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission. Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

유전자 변형 모기를 사용하여 말라리아와 뎅그열 피버의 확산을 방지

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

더 나은 모스키토 구축 : A. gambiae 및 A. aegypti 모기에 말라리아와 뎅그열 발열 저항을 사용 유전자를 확인

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

가루이을 사용하여 전송하는 식물 바이러스

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Toxicological Assays for Testing Effects of an Epigenetic Drug on Development, Fecundity and Survivorship of Malaria Mosquitoes

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making malaria control an omnipresent problem in tropical countries. The emergence of insecticide resistant populations warrants the exploration of novel drug target pathways and compounds for vector mosquito control. Epigenetic drugs are well established in cancer research, however not much is known about their effects on insects. This study provides a simple protocol for examining the toxicological effects of 3-Deazaneplanocin A (DZNep), an experimental epigenetic drug for cancer therapy, on the malaria vector, Anopheles gambiae. A concentration-dependent increase in mortality and decrease in size was observed in immature mosquitoes exposed to DZNep, whereas the compound reduced the fecundity of adult mosquitoes relative to control treatments. In addition, there was a drug-dependent decrease in S-adenosylhomocysteine (SAH) hydrolase activity in mosquitoes following exposure to DZNep relative to control treatments. These protocols provide the researcher with a simple, step-by-step procedure to assess multiple toxicological endpoints for an experimental drug and, in turn, demonstrate a unique multi-prong approach for exploring the toxicological effects of water-soluble epigenetic drugs or compounds of interest against vector mosquitoes and other insects.

A protocol is developed to examine the effects of an epigenetic drug DZNep on the development, fecundity and survivorship of mosquitoes. Here we describe procedures for the aqueous exposure of DZNep to immature mosquitoes and a blood-based exposure of DZNep to adult mosquitoes in addition to measuring SAH hydrolase inhibition.

말라리아 모기의 개발, 다산과 생존자에 성적인 의약품의 시험 효과에 대한 독성 시험 법

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making ...