Ringraziamo Drs. Anthony Cornel e Laura Norris alla UC Davis e il Dr. Katharina Kreppel presso l&#39;Università di Glasgow per la fornitura di esemplari di zanzara da Tanzania. Ringraziamo la signora Smita Das e il dottor Douglas Norris dalla Johns Hopkins School of Public Health per la condivisione di campioni di zanzara da Zambia. Ringraziamo anche il signor Lee V. Millon al Veterinary Genetics Laboratorio di formazione sulla progettazione del test. Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institute of Health concedere R01AI 078.183 e R21AI062929.

1. PCR Amplificazione <ol><li> Mescolare tutti i primer PCR (Vedi Tabella supplementare S1) in una provetta 1,5 ml. Ogni SNP ha due primer (avanti e indietro). Assicurarsi che la concentrazione azione di ciascun primer PCR è mantenuta a 100 micron. Rendere abbastanza mix primer per 500-1.000 reazioni di ridurre il pipettaggio errore e il tempo al banco (Vedi Tabella supplementare S2). Se lo si desidera, preparare aliquote per 100-200 reazioni per tubo e conservare a -20 ° C. </li><li> Preparare PCR cocktail come descritto nel protocollo del produttore (Tabella 1). Il volume per 96 reazioni include una sporgenza del 20%. Vortex la provetta contenente il cocktail PCR leggermente e centrifugare per 30 secondi a 2.000 x g. </li><li> Dispensare 3 ml di cocktail PCR in ciascun pozzetto di una non-costeggiava 96 pozzetti. Una pipetta ripetitore può risparmiare tempo per questo processo. </li><li> Aggiungere 2 ml di DNA genomico appropriato di zanzare in ciascun pozzetto. NOTA: Processo di ottenere DNA genomico da m<html> tessuti osquito (testa / torace, addome o il corpo intero) vengono descritti in altre letterature 29-32. Scegli un protocollo di estrazione del DNA opportuno differenziare quelli con Plasmodium nel sangue (addome) da zanzare infettive (Plasmodium nella testa / torace). Usiamo tipicamente DNA estratto da parti del corpo (testa / torace o addome) di zanzare, quindi la concentrazione di DNA varia da 0.05-2ng / ml. Anche se l&#39;ingresso DNA totale è inferiore a quella indicata dal produttore (5-10ng / rxn), di solito ottiene robusto SNP chiama dal 98% dei campioni di DNA, senza tutta l&#39;amplificazione del genoma. </li><li> Sigillare la piastra, delicatamente miscelare o vortex e centrifugare per 1 min a 370 x g. </li><li> Utilizzare il seguente protocollo termociclatore di effettuare l&#39;amplificazione PCR: (1) 94 ° C per 2 min, (2) 94 ° C per 30 sec, (3) 56 ° C per 30 sec, (4) 72 ° C per 1 min , (5) ripetere i (2) - (4) per 45 cicli, (6) 72 ° C per 1 min, e 4 ° C attesa. </li></ol>_title &quot;&gt; 2. SAP Trattamento <ol><li> Preparare la soluzione enzimatica SAP in una piastra da 96 pozzetti (vedere Tabella 2). Processo 96 campioni in un piatto. Il volume per 96 reazioni include una sporgenza del 20%. </li><li> Vortex la provetta di soluzione enzimatica SAP leggermente e centrifugare per 30 sec a 2.000 x g. Dispensare 2 ml di soluzione SAP enzima in ogni pozzetto. Ancora una volta, una pipetta ripetitore può risparmiare tempo per questo processo. </li><li> Sigillare la piastra, delicatamente miscelare o vortex e centrifugare per 1 min a 370 x g. Incubare la piastra come segue: (1) 37 ° C per 40 min, (2) 85 ° C per 5 minuti per inattivare l&#39;enzima, (3) 4 ° C attesa. Al termine di questa fase, conservare la piastra a -20 ° C prima di continuare. Elaborare il piatto memorizzato entro 2 settimane. </li></ol> 3. SNP Extension <ol><li> Se la piastra campione viene congelato dopo il trattamento SAP, consentirà di scongelare a RT prima di procedere. </li><li> Preparare la miscela di primer extension (Supplemental Tabella S2). Ogni SNP ha uno extension primer. Mantenere la concentrazione azione di ciascun primer estensione a 500 micron. Facoltativamente, aliquota per 100-200 reazioni per tubo e conservare a -20 ° C. </li><li> Preparare mix estensione, come descritto nella Tabella 3. Il volume di reazione 96 comprende una sporgenza di 20%. </li><li> Vortex tubo di estensione cocktail leggermente e centrifugare per 30 sec a 2.000 x g. Dispensare 2 ml di cocktail estensione in ogni pozzetto. Ancora una volta, una pipetta ripetitore può risparmiare tempo per questo processo. </li><li> Sigillare la piastra, delicatamente miscelare o vortex e centrifugare per 1 min a 370 x g. Thermocycle piastra come mostrato in Figura 1. A questo punto, procedere alla spettrometria di massa o conservare la piastra a -20 ° C fino a 2 settimane. </li></ol> 4. Condizionamento della SNP Extension prodotto per ottimizzare l&#39;analisi Spettrometria di Massa <ol><li> Se la piastra campione viene congelato dopo estensione SNP, consentirà di scongelare a RT prima di procedere. </li><li> Trasferire 15mg di resina dalla sua container sulla piastra fossetta utilizzando un cucchiaio allungata. Utilizzare il raschietto per diffondere la resina nei pozzetti della piastra fossetta. Sweep il raschietto da parte a parte attraverso la piastra fossetta per diffondere la resina. Assicurarsi che ci sia la resina in ogni pozzetto. </li><li> Raschiare resina in eccesso dal piatto fossetta con il raschietto. Lasciate riposare la resina nella piastra fossetta per almeno 20 min. Mentre la resina lasciando riposare nella piastra fossetta, aggiungere 41 ml di acqua per HPLC a ciascun pozzetto della piastra campione. </li><li> Inserire delicatamente la piastra del campione capovolta, sulla piastra fossetta. Assicurarsi che il ripristino del campione piatto contro il piccolo posto arrotondata della piastra fossetta, che allinea i pozzi nella piastra campione con i pozzi nella piastra fossetta. </li><li> Tenendo la piastra del campione e la piastra fossetta insieme, delicatamente capovolgere così la resina cade dalla piastra fossetta nei pozzetti della piastra del campione. Toccare la piastra fossetta così la resina cade nel piatto del campione. Assicurarsi che tutti la resina in diPiastra mple cade nei pozzetti della piastra del campione. Centrifugare la piastra a 3.200 g per 30 sec. </li><li> Ruotare piatto del campione su un rotatore per 5 minuti a RT. Rotator deve ruotare il piatto del campione a 360 ° su l&#39;asse lungo. </li><li> Centrifugare la piastra campione a 3.200 g per 5 min. Dopo questa fase, la piastra di campione a -20 ° C fino a 2 settimane prima di procedere alla fase successiva. </li></ol> 5. MALDI-TOF spettrometria di massa <ol><li> Trasferire il prodotto estensione SNP condizionata su un bioarray come SpectroCHIP secondo le istruzioni del produttore. Usiamo MassARRAY Nanodispenser per questo passo. </li><li> Una volta completato il trasferimento, definire come saggi e piatti sono da istituire nel database test. Assegnare un nome al test e le piastre in modo tale che ogni piatto ha identificatore univoco che collega a specifici test di progettazione (Supplemental Tabella S3). </li><li> Dopo dosaggio e la piastra sono state definite, acquisire spettri utilizzando uno spettrometro di massa. </li></ol><ol><li> Eseguire l&#39;analisi dei dati utilizzando un software in tempo reale l&#39;interpretazione dei dati di analisi PCR come Typer Analyzer o TyperViewer (Sequenom). Ottenere i dati in formato .xml che contiene il layout di esempio, spettrogramma di massa per ogni bene, le informazioni marcatore tra cui nome, di massa prevista per ogni variante del corrispondente SNP, e qualsiasi errore o messaggi di avviso associati a ogni reazione. Vedere la Figura 2 per la risultante spettrogramma di massa. </li><li> Effettuare analisi SNP genotipo di clustering impostando la soglia di rilevazione (ampiezza o rapporto segnale rumore) e la tolleranza / varianza consentita per ciascun genotipo. La figura 3 mostra un esempio di un 04707-KDR # 2 SNP cluster genotipo. </li><li> Esportare le conseguenti SNP chiamate genotipo in un foglio di calcolo. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

La MDA è composto da cinque fasi principali: PCR amplificazione, fosfatasi alcalina gamberetti (SAP) di reazione, di estensione SNP, prodotto di estensione di condizionamento, e matrix-assisted laser desorbimento / ionizzazione - tempo di volo (MALDI-TOF) spettrometria di massa 33-37. Il primo passo di amplificazione PCR amplifica DNA che fiancheggia ogni SNP in modo che abbastanza DNA modello sarà disponibile al passo estensione SNP. La reazione SAP neutralizza dNTP inutilizzati che possono interferire con...

Anopheles arabiensis, Anopheles coluzzii e Anopheles gambiae sono i vettori principali responsabili della trasmissione della malaria in Africa 1. Queste tre specie sono morfologicamente indistinguibili 2 e si distinguono solo per saggi molecolari 3-9. In aggiunta, ci sono molti saggi a valle di routine condotte per aiutare genetica epidemiologici e demografici studi. Questi includono (1) un test di genotipizzazione per le isole di speciazione 10-12, (2) un test di genotipizzazione riconoscere SNP non sinonimo del 1014 ° aminoacido posizione codone del gene para (la resistenza knock-down, o KDR, SNP) 13 -18, (3) l&#39;individuazione dei parassiti PCR 19-23, e (4) di screening per il DNA specifiche dell&#39;host in midguts zanzara 24,25. Abbiamo sviluppato un saggio multi-rilevamento (MDA) che unisce tutti questi saggi in una singola reazione multiplex con l&#39;obiettivo di unalyzing caratteristiche epidemiologicamente importanti vettori della malaria in Africa. Il saggio MDA include più marcatori per la rilevazione (1) specie (A. arabiensis, A. gambiae, A. coluzzii, o altro (nessuno dei tre)), (2) resistenza agli insetticidi rappresentato in KDR SNPs (sia L1014F e L1014S) , (3) presenza di due importanti parassiti della malaria, Plasmodium falciparum e P. vivax, e (4) fonte di sangue da un aviaria e sei ospiti mammiferi. Tradizionalmente, questi saggi sono stati condotti in reazioni a catena della polimerasi separati. Quando tutti questi test vengono effettuati utilizzando una piattaforma tradizionale PCR, che richiede lo svolgimento di 8-10 PCR test di reazione e di accompagnamento gel elettroforesi passi. Ogni individuo reazione PCR dalla preparazione alla documentazione dei risultati richiede 4-5 ore, mentre il metodo MDA presentato qui richiede circa 5 ore nella sua totalità. Ciò equivale a un risparmio del 90% del costo del lavoro da solo. La MDA presentata qui costa 5 dollariper campione al genotipo tutti i 33 SNP. Questo è molto meno costoso che i test singoli a base di gel di agarosio, che costa circa $ 1.50 per campione. Saggi di rivelazione tutte le caratteristiche oggetto della MDA richiederebbe un minimo di 8-10 saggi basati gel di agarosio separati ad un costo di $ 12-15 per campione. Inoltre, la MDA riduce notevolmente la possibilità di generare un falso positivo o negativo utilizzando almeno tre marcatori per ogni rilevazione parassita o fonte host. La piattaforma abbiamo utilizzato non è limitata a vettori malaria ma può essere utilizzato in un&#39;ampia varietà di applicazioni come medicina, medicina veterinaria e biologia di base 26-28. Approfondimenti di associazione o di genetica di popolazione studi che coinvolgono un grande (in ordine di 100s) numero di campioni richiedono analisi di costo-efficacia di screening per più marcatori contemporaneamente. La maggior parte degli studi che utilizzano due o più PCR separati potrebbero attuare la MDA per risultati più rapidi a un costo inferiore. </p&gt;

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="588">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Analyzer Compact</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">MT9</td>
			<td>MALDI-TOF mass spectrometry for genomic applications to analyze nucleic acids.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Nanodispenser</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">RS1000</td>
			<td>Transfers completed iPLEX reaction products to the SpectroCHIP</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">iPLEX Gold Genotyping Reagent Set</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">10158</td>
			<td>Reagents used for iPLEX assay including SAP kit.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a multi-detection assay for malaria transmitting mosquitoes

Il complesso di specie Anopheles gambiae include il principale malaria trasmissione zanzare in Africa. Poiché queste specie sono di tale importanza medica, alcuni tratti sono tipicamente caratterizzati mediante saggi molecolari per aiutare negli studi epidemiologici. Queste caratteristiche includono l&#39;identificazione delle specie, resistenza agli insetticidi, lo stato di infezione del parassita, e la preferenza di accoglienza. Dal momento che le popolazioni del complesso Anopheles gambiae sono morfologicamente indistinguibili, una reazione a catena della polimerasi (PCR) è tradizionalmente utilizzato per identificare le specie. Una volta che la specie è nota, alcuni saggi a valle sono regolarmente eseguiti per chiarire ulteriori caratteristiche. Ad esempio, le mutazioni note come KDR in un gene para conferiscono resistenza contro DDT e insetticidi piretroidi. Inoltre, saggi immunoenzimatici (ELISA) o Plasmodium rilevazione del DNA del parassita PCR sono utilizzati per rilevare i parassiti presenti nei tessuti di zanzara. Infine, un combination di PCR e di restrizione con enzimi può essere usato per spiegare la preferenza host (ad esempio, umano contro sangue animale) per lo screening le farine di sangue di zanzara per DNA specifiche dell&#39;host. Abbiamo sviluppato un saggio multi-rilevamento (MDA) che unisce tutti i saggi suddetti in un singolo multiplex 33SNPs reazione genotipizzazione per 96 o 384 campioni per volta. Perché il MDA include più marcatori per le specie, il rilevamento Plasmodium, e l&#39;identificazione del sangue di accoglienza, la possibilità di generare falsi positivi o negativi è notevolmente ridotto da saggi precedenti che comprendono un solo marcatore per tratto. Questo test robusto e semplice può rilevare questi tratti zanzara chiave conveniente e in una frazione del tempo di saggi esistenti.

Identificazione di specie: I seguenti 5 SNPs identificano tre specie (A. arabiensis, A. coluzzii e A. gambiae) (Tabella 4). Se un campione non è una delle tre specie, i tre SNPs (01073-213, 04679-157 e 10313 -052) non riescono ad amplificare. KDR genotipo per inferire resistenza agli insetticidi: Il 1014 ° codone del canale del sodio voltaggio-dipendenti pa...

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Un test multi-rilevamento per le zanzare che trasmettono la malaria | Biologia | Video

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Un test multi-rilevamento per la malaria Trasmissione Zanzare

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

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13.0K Views.  School of Veterinary Medicine, University of California - Davis. Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Video: A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This video protocol demonstrates a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles stephensi embryos for the generation of transformed mosquitoes. Techniques for preparing microinjection needles, collecting and preparing embryos and performing the microinjection are illustrated.

Anopheles stephensi mosquitoes are vectors for malaria inhabiting India and throughout Asia. This video demonstrates the technique for performing microinjections of this species with transgenes that will confer resistance to the malaria to the mosquito. Much of the methodology demonstrated in this video is applicable to microinjection techniques of other mosquito species.

Iniezione di An. Gli embrioni stephensi per generare la malaria resistenti zanzare

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

Ricerca

Biologia

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Protocollo per la dengue in Zanzare (A. aegypti) e Fenotipo Determinazione infezione

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocollo per la cura dei Mosquito (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito.    This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed.  The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Protocollo per Plasmodium falciparum infezioni in Fenotipo Determinazione Zanzare e infezione

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

Strategie di ricambio della popolazione per popolazioni di vettori Controllo e l&#39;uso di Wolbachia pipientis per l&#39;unità genetica

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocollo per saggi RNAi in zanzare adulte (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced, as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission. Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

Prevenire la diffusione della malaria e la dengue utilizzo Zanzare geneticamente modificate

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

Costruire un Mosquito migliore: l&#39;identificazione dei geni Abilitazione malaria e febbre dengue Resistenza in A. gambiae e A. aegypti zanzare

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

Trasmissione di virus vegetali Utilizzo Aleurodidi

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Toxicological Assays for Testing Effects of an Epigenetic Drug on Development, Fecundity and Survivorship of Malaria Mosquitoes

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making malaria control an omnipresent problem in tropical countries. The emergence of insecticide resistant populations warrants the exploration of novel drug target pathways and compounds for vector mosquito control. Epigenetic drugs are well established in cancer research, however not much is known about their effects on insects. This study provides a simple protocol for examining the toxicological effects of 3-Deazaneplanocin A (DZNep), an experimental epigenetic drug for cancer therapy, on the malaria vector, Anopheles gambiae. A concentration-dependent increase in mortality and decrease in size was observed in immature mosquitoes exposed to DZNep, whereas the compound reduced the fecundity of adult mosquitoes relative to control treatments. In addition, there was a drug-dependent decrease in S-adenosylhomocysteine (SAH) hydrolase activity in mosquitoes following exposure to DZNep relative to control treatments. These protocols provide the researcher with a simple, step-by-step procedure to assess multiple toxicological endpoints for an experimental drug and, in turn, demonstrate a unique multi-prong approach for exploring the toxicological effects of water-soluble epigenetic drugs or compounds of interest against vector mosquitoes and other insects.

A protocol is developed to examine the effects of an epigenetic drug DZNep on the development, fecundity and survivorship of mosquitoes. Here we describe procedures for the aqueous exposure of DZNep to immature mosquitoes and a blood-based exposure of DZNep to adult mosquitoes in addition to measuring SAH hydrolase inhibition.

Saggi tossicologici per gli effetti di prova di un epigenetica droga sullo sviluppo, Fecondità e Sopravvivenza di malaria zanzare

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making ...