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Qui presentiamo una valutazione longitudinale di criceti dorati infettati per via intraperitoneale (IP) o per via intragengivale (IG) con L. infantum-Luc mediante imaging bioluminescente e mediante PCR. I criceti sono stati valutati 1 giorno dopo l'infezione (1 dpi), 1 settimana dopo l'infezione (8 dpi) e 3 settimane dopo l'infezione (22 dpi) e soppressi al 50° dpi e 8 mesi dopo l'infezione.
La leishmaniosi tegumentaria americana (ATL) e la leishmaniosi viscerale (VL) sono considerate trascurate dall'Organizzazione Mondiale della Sanità. La VL può essere letale se non trattata; I farmaci utilizzati nel trattamento sono tossici e ci sono casi di resistenza. I test preclinici possono rappresentare un collo di bottiglia nella scoperta di nuovi farmaci per il trattamento, a seconda del modello animale, del ceppo utilizzato e della via dell'inoculo. Il criceto dorato si distingue per la sua elevata suscettibilità ai sottogeneri Viannia e Leishmania , mostrando molti dei processi clinici e immunopatologici osservati nelle malattie umane.
Per l'anatomia del criceto, che ha una coda e arti corti, la via intracardiaca è solitamente la scelta per l'iniezione endovenosa di Leishmania. Tuttavia, è un inoculo che può portare al sanguinamento e alla fine alla morte degli animali. Pertanto, abbiamo standardizzato una via di inoculazione endovenosa alternativa per l'infezione alla vena gengivale, che è minimamente invasiva, consente un facile accesso venoso e provoca poche lesioni locali e sistemiche all'animale. Pertanto, i criceti infettati per via intraperitoneale (IP) o intragengivale (IG) con Leishmania Infantum che esprime luciferasi (Luc) sono stati seguiti per 22 giorni dal sistema di imaging a bioluminescenza e 50 giorni e 8 mesi dopo l'infezione mediante PCR.
Dopo l'inoculazione gengivale sia di amastigoti axenici che di promastigoti di L. infantum-Luc, la bioluminescenza è stata limitata per almeno 2 settimane nel sito di iniezione, che è un indicatore di infezione nei tessuti intorno al plesso gengivale. I criceti infettati per via intraperitoneale con L. infantum-Luc hanno mostrato bioluminescenza dispersa in tutto l'addome, come previsto. Tuttavia, con il sistema di imaging a bioluminescenza l'infezione è diminuita fino al 50° dpi ed è stata rilevabile solo mediante PCR. Gli amastigoti axenici hanno mostrato un'infezione migliore rispetto ai promastigoti, come valutato mediante PCR. Infatti, 8 mesi dopo l'infezione, i parassiti sono stati rilevati mediante PCR nel fegato di animali inoculati con amastigoti axenici per via endovenosa, che può essere una caratteristica del ceppo di riferimento di L. infantum MHOM/BR/1974/PP75, la cui infezione progredisce lentamente e mostra un basso carico di parassiti, inferiore alla risoluzione di imaging bioluminescente. Pertanto, gli amastigoti axenici possono essere una scelta migliore per l'infezione e il follow-up rispetto ai promastigoti e l'inoculo gengivale è una via fattibile per l'iniezione endovenosa di Leishmania e altri agenti patogeni.
Le leishmaniosi sono considerate malattie trascurate e riemergenti causate da più di 20 specie di Leishmania, endemiche in diversi paesi nelle quattro regioni eco-epidemiologiche centrali: America Latina, Africa settentrionale e orientale e Asia occidentale e sud-orientale1. Possono essere raggruppati in leishmaniosi tegumentaria (TL) e viscerale (VL), che è letale se non trattata. L'agente eziologico della VL in Brasile è la Leishmania infantum e il trattamento viene effettuato utilizzando antimoniali pentavalenti o amfotericina B. Questi farmaci vengono somministrati per via endovenosa, hanno un'elevata tossicità, mostrano reazioni avverse e ci sono casi di resistenza2.
Pertanto, è necessario investire nella ricerca di una nuova chemioterapia. I test preclinici sono, infatti, un collo di bottiglia nella scoperta di nuovi farmaci per il trattamento della VL, a seconda del modello animale, del ceppo utilizzato, della via dell'inoculo e di altri fattori logistici, tecnici e operativi. Il criceto dorato si distingue per la sua elevata suscettibilità alle specie dei sottogeneri Viannia e Leishmania, mostrando molti dei processi clinici e immunopatologici osservati nella malattia umana come osservato in precedenti studi con Leishmania braziliensis 3,4. Il criceto infettato da L. infantum sviluppa anche la maggior parte dei processi immunopatologici caratteristici della VL nell'uomo e nei cani5, come anemia, leucopenia, trombocitopenia ed epatosplenomegalia. Inoltre, il criceto dorato è un animale di razza e non mostra una risposta uniforme, riproducendo l'eterogeneità delle manifestazioni cliniche osservate nell'uomo3.
Un altro aspetto da considerare per l'esito dell'infezione è il ceppo di L. infantum e la via di inoculazione. Diversi ceppi di L. infantum differiscono per background genetico e suscettibilità al trattamento 2,6,7. Alcuni ceppi hanno una bassa carica parassitaria nel fegato e nella milza dopo l'infezione da promastigoti8, e gli amastigoti axenici possono essere un'alternativa per migliorare l'infezione che non è molto esplorata. Infatti, la via endovenosa favorisce l'infezione e aumenta la frequenza degli animali con segni clinici; Ma l'inoculazione intraperitoneale è la più utilizzata. La via intracardiaca è la scelta per l'infezione endovenosa con L. infantum 5,8,9. Tuttavia, nei criceti, l'inoculazione intragengivale è una via alternativa per l'iniezione endovenosa, non descritta come sito di infezione. Nonostante sia stata segnalata, la venipuntura gengivale è minimamente invasiva, consente un facile accesso venoso e causa poche lesioni locali e sistemiche10. La puntura della vena gengivale è quella che concorda maggiormente con le raccomandazioni per massimizzare la qualità e l'applicabilità dei risultati, preservando il benessere degli animali11.
La valutazione preclinica dei composti per la VL con metodi tradizionali richiede più animali, che devono essere soppressi per l'analisi istopatologica e la valutazione del carico di parassiti nei tessuti. Al contrario, il sistema di imaging bioluminescente può accelerare gli studi preclinici e ridurre il numero di animali. I siti bioluminescenti nei tessuti infetti possono essere seguiti in tempo reale nello stesso animale per diverse settimane. Diversi studi sulla standardizzazione di questo cruciale strumento tecnologico hanno dimostrato la sua applicazione in studi con topi infettati da Trypanosoma cruzi, Leishmania spp. e Toxoplasma gondii 12,13,14,15. Tuttavia, a seconda del carico di parassiti nei tessuti, la bioluminescenza può essere sottorilevata dal sistema di imaging in vivo, che richiede una valutazione mediante PCR quantitativa degli organi colpiti. Pertanto, proponiamo di sviluppare una metodologia basata sull'iniezione endovenosa di L. infantum che esprime luciferasi nella vena gengivale di criceti dorati per il follow-up da parte del sistema di imaging bioluminescente e PCR.
I protocolli che coinvolgono i criceti hanno seguito le linee guida dell'Instituto Oswaldo Cruz/Comitato Etico del CIO per la Ricerca Animale (approvazione: CEUA/IOC L-015/2022).
1. Clonazione del gene della luciferasi Firefly nel plasmide di espressione di Leishmania
2. Produzione e selezione di Leishmania infantum che esprime luciferasi
3. PCR per valutare l'integrazione genomica nel locus ribosomiale 18S rRNA (ssu)
4. Promastigote metaciclico di L. infantum- Luc e differenziazione dell'amastigote axenico
5. Animali
6. Infezione per via intraperitoneale
7. Infezione endovenosa mediante inoculazione gengivale
8. Eutanasia mediante dissanguamento con puntura cardiaca
9. Estrazione di DNA da organi e tessuti
10. Valutazione dell'infezione nei tessuti e negli organi mediante PCR
11. Follow-up del criceto mediante imaging a bioluminescenza in vivo
12. Quantificazione della bioluminescenza in animali infettati da L. infantum-Luc
Espressione stabile della luciferasi in L. infantum
L. infantum geneticamente modificato è stato prodotto utilizzando il plasmide della linea pLEXSY, che si integra nel genoma di Leishmania nel locus ribosomiale 18S rRNA (ssu), la cui trascrizione è guidata dalla RNA polimerasi I. Pertanto, i cloni di L. infantum-Luc sono stati valutati per l'integrazione plasmidica nel genoma di Leishmania e per l'espressione stabile mediante emissione di bioluminescenza in vitro. Il clone altamente esprimente che mostra bioluminescenza >120 volte sopra lo sfondo è stato scelto per la valutazione dell'integrazione genomica mediante PCR. Vedere la Figura 1 per l'elettroforesi su gel di agarosio dei prodotti PCR per valutare l'integrazione plasmidica nel genoma e l'emissione di bioluminescenza (RLU) dei promastigoti del clone di L. infantum-Luc. Da ciascuna PCR sono stati ottenuti frammenti delle dimensioni previste; un prodotto di circa 1,1 kb (5'ssu - utr1) e un altro di 1,8 kb (hyg-3'ssu) sono stati amplificati dal genoma di L. infantum-Luc (Figura 1A), confermando l'integrazione della cassetta plasmidica e del gene della luciferasi nel locus ssu del genoma di L. infantum.
L'espressione della luciferasi della lucciola è stata valutata anche nei promastigoti di L. infantum-Luc mediante emissione di bioluminescenza (RLU) nel lettore di micropiastre, come descritto nei protocolli, sezione 2. Anche dopo diversi passaggi in coltura e in topi BALB/c per 5 giorni, ha mantenuto il livello di bioluminescenza; 569,3 ± 19,5 per il fondo wild type, e 59361,9 ± 2673,3 (n = 2) per il clonato L. infantum-Luc (Figura 1B). Così, il clone di L. infantum-Luc, che esprime stabilmente la luciferasi della lucciola, è stato utilizzato per infettare i criceti attraverso le vie intragengivali o intraperitoneali.
Inoculo endovenoso nella vena gengivale
Per inoculare la Leishmania nel flusso sanguigno dei criceti, è necessario prestare attenzione per ridurre al minimo la perforazione delle vene, il sanguinamento e la fuoriuscita dell'inoculo. Pertanto, il labbro inferiore deve essere tirato delicatamente verso il basso per esporre la vena gengivale (Figura 2A); e un ago da 30 G di calibro più piccolo deve essere utilizzato per evitare un'eccessiva perforazione della vena. L'ago deve essere posizionato con la lunetta rivolta verso l'alto per inserirsi nella vena con un'angolazione corretta (Figura 2B). Infatti, per garantire che l'ago sia stato iniettato nel vaso, la vena labiale mandibolare, lo stantuffo della siringa deve essere tirato verso il basso fino a quando il sangue non viene aspirato nel cilindro dell'ago (Figura 2C). Prima della rimozione dell'ago, è necessario applicare una leggera pressione con un batuffolo di cotone per favorire l'emostasi (Figura 2D).
Valutazione longitudinale mediante imaging a bioluminescenza
I criceti infettati per via intraperitoneale (IP) o per via intragengivale (IG) con L. infantum-Luc sono stati seguiti fino al 50° dpi e sono stati valutati mediante imaging a bioluminescenza fino a 22 dpi (Figura 3). Le immagini sono state acquisite 2 ore dopo l'infezione intraperitoneale con 108 parassiti nella cavità peritoneale; Le immagini sono state acquisite per 30 s o 1 minuto di esposizione binning medium. Il segnale di bioluminescenza era >65 volte più intenso nell'addome negli animali infetti da amastigote (4,6 × 105 ± 3,7 × 105) rispetto a quelli infetti da promastigoti (6,8 × 103 ± 3,8 × 103) (Tabella 1), il che dimostra che gli amastigoti differenziati in vitro sono più bioluminescenti dei promastigoti metaciclici in fase stazionaria e purificati nel cuscinetto di Ficoll.
Un giorno dopo l'infezione (1 dpi), sono state acquisite immagini in bioluminescenza per 3 minuti di esposizione (Figura 3). C'è stata una diminuzione del 45% del segnale di bioluminescenza nella regione addominale nei criceti infetti da promastigoti e del 70% in quelli infetti da amastigoti (Figura 3), il che suggerisce che gli amastigoti si erano degradati in misura maggiore rispetto ai promastigoti metaciclici (Tabella 1 e Figura 4). Una settimana dopo l'infezione (8 dpi), gli animali infetti da promastigoti hanno sostenuto il segnale di bioluminescenza (3,3 × 103 ± 5 × 103). Tuttavia, l'emissione di bioluminescenza nei criceti infetti da amastigote è diminuita del 95%, da 1,3 × 105 ± 1,1 × 105 a 6,7 × 103 ± 7,5 × 103 (Tabella 1) e ha raggiunto lo stesso livello dei criceti infetti da promastigote. Tre settimane dopo l'infezione (22 dpi), è stato acquisito un segnale di bioluminescenza per 5 minuti di esposizione e binning large (Figura 3); il segnale era molto più basso per i promastigoti e gli animali infetti da amastigoti (Tabella 1 e Figura 4).
Un altro gruppo di criceti è stato infettato per via intragengivale con amastigoti e promastigoti di L. infantum-Luc (10,8); è stata osservata un'emissione di bioluminescenza nella regione mascellare (Figura 3). Il follow-up è iniziato 1 giorno dopo l'infezione e i criceti infetti da amastigote hanno mostrato più segnale di bioluminescenza e radiosità (7,3 × 103 ± 4,1 × 103) rispetto a quelli infetti da promastigoti (1 × 103 ± 5,7 × 102). Una settimana dopo l'infezione (8 dpi), è stato osservato un calo del 36% del segnale di bioluminescenza negli animali infetti da promastigoti e del 90% nei criceti infetti da amastigote; La radianza variava da 7,3 ×10 3 ± 4,1 × 103 a 7,8 × 102 ± 5,6 × 102 (Tabella 1). Tre settimane dopo l'infezione (22 dpi), è stato acquisito anche un segnale di bioluminescenza per 5 minuti di esposizione e binning large (Figura 3). Il segnale di bioluminescenza era simile e basso per gli animali infetti da promastigote e amastigoti (Tabella 1 e Figura 4) nella testa degli animali infettati alla gengiva e non è stata osservata dispersione dell'infezione nella regione addominale da parte del segnale di bioluminescenza.
Valutazione dell'infezione nei tessuti e negli organi mediante PCR
Abbiamo eseguito la PCR convenzionale per studiare l'infezione in organi specifici, come fegato, milza e linfonodi, che potrebbero essere al di sotto del limite di rilevamento dell'imaging in vivo . La regione bersaglio del kDNA era più specifica per l'amplificazione del DNA di L. infantum nei tessuti e negli organi infetti, e la PCR per l'enzima GAPDH dal criceto era un controllo dell'integrità del DNA e della reazione PCR. Nell'analisi sono stati presi in considerazione solo i campioni che sono stati amplificati per GAPDH . Così, mediante PCR, due dei tre criceti infettati per via intraperitoneale con amastigoti axenici hanno mostrato un'infezione nei tessuti e negli organi; l'animale due (A2) nella milza e l'animale tre (A3) nel fegato, a 50 dpi (Figura 5A). Un criceto è stato infettato per via intraperitoneale con promastigoti axenici; l'animale tre (A3) (Figura 5B) ha mostrato amplificazione nel linfonodo. I criceti inoculati per via intragengivale con promastigoti o amastigoti axenici a 50 dpi non potevano mostrare una chiara amplificazione: solo una banda nel fegato di un animale (A1) infetto da promastigoti (Figura 5C). In particolare, abbiamo avuto tre animali mantenuti per 8 mesi il cui inoculo somministrato per via intragengivale con amastigoti ha perso leggermente durante l'iniezione. Due dei tre animali hanno mostrato una chiara infezione nel fegato, gli animali uno e due (Figura 5D).
Figura 1: Valutazione del clone di Leishmania infantum-Luc mediante PCR ed emissione di bioluminescenza. (A) Elettroforesi su gel di agarosio di prodotti PCR per valutare l'integrazione plasmidica nel genoma: corsia 1 - 1 kb scala del DNA; PCR del DNA genomico di L. infantum-Luc, corsia 2 - 5'ssu - utr1 (1.1 kb) e corsia 3- hyg- 3'ssu (1.8 kb); PCR del DNA genomico di L. infantum-wt, corsie 4 e 5. (B) Emissione di bioluminescenza (RLU) di promastigoti di clone di L. infantum-Luc (10,6) nel lettore di micropiastre. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Iniezione endovenosa di Leishmania infantum-Luc nella vena gengivale. (A) Il criceto è stato posto in decubito dorsale e il labbro inferiore è stato abbassato. (B) Un ago più sottile (8 x 0,30 mm) accoppiato a una siringa da 1 ml è stato posizionato sotto gli incisivi inferiori lungo la linea mediana tra la coppia di denti con un angolo di 25º e inserito 2-4 mm nella vena mandibolare labiale. (C) Inoculazione di 50 μl (10,8) di amastigoti o promastigoti in PBS. (D) Emostasi utilizzando un batuffolo di cotone e applicando una leggera pressione sul sito di inoculazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Follow-up mediante imaging a bioluminescenza in vivo . Immagini rappresentative di un animale per gruppo: Infettato tramite intraperitoneale (pannelli superiori) o intragengivale (pannelli inferiori), con amastigoti o promastigoti di L. infantum-Luc, per 1, 8 e 22 dpi. ROI rosso che rappresenta le regioni sondate all'addome e alla testa, rispettivamente per l'infezione intraperitoneale o intragengivale. I dati mostrano che a 1 dpi, tutti gli animali mostravano un segnale di bioluminescenza nell'addome o nella mandibola. Il segnale diminuiva dopo 8 dpi ed era quasi impercettibile in qualsiasi gruppo a 22 dpi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Analisi comparativa della radianza da immagini in bioluminescenza. La quantificazione della radianza photons.sec-1.cm-2.sr-1 è stata eseguita nell'addome o nella testa dei criceti con strumenti manuali di misurazione del ROI. Il ROI medio di fondo è stato sottratto dal ROI della misurazione per rimuovere qualsiasi segnale spurio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Amplificazione PCR del kDNA. (A) IP-AMA, criceti infettati per via intraperitoneale con amastigote, 50 dpi (n = 3); (B) IP-PRO, infettato per via intraperitoneale con promastigoti, 50 dpi (n = 3); (C) IG-AMA, infettato per via intragengivale con amastigote (n = 2), IG-PRO, infettato per via intragengivale con promastigote (n = 2); (D) IG-AMA, infettato per via intragengivale con amastigote, 8 mesi dopo l'infezione (n = 3). NI, criceti non infetti come controllo negativo (n = 2); C- DNA genomico di L. infantum-Luc, controllo positivo della PCR. Tessuti e organi: 1- milza, 2- fegato, 3- linfonodi. MW- Marcatore di peso molecolare, le frecce indicano le bande di peso molecolare più basse. A1- animale uno, A2- animale due e A3- animale tre. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Dpi | Amastigotes IP | Promastigotes IP | Amastigotes IG | Promastigotes IG | ||||||||
Significare | SD | N | Significare | SD | N | Significare | SD | N | Significare | SD | N | |
0 | 4,6 x 105 | 3,7 x 105 | 3 | 6,8 x 103 | 3,8 x 103 | 3 | - | - | - | - | - | - |
1 | 1,3 x 105 | 1,1 x 105 | 3 | 3,8 x 103 | 5,5 x 103 | 3 | 7,3 x 103 | 4,1 x 103 | 2 | 1,0 x 103 | 5,7 x 102 | 2 |
8 | 6,7 x 103 | 7,5 x 103 | 3 | 3,3 x 103 | 5,0 x 103 | 3 | 7,8 x 102 | 5,6 x 102 | 2 | 6,4 x 102 | 8,2 x 101 | 2 |
22 | 7,3 x 101 | 8,5 x 101 | 3 | 9,9 x 101 | 8,6 x 101 | 3 | 4,6 x 102 | 7,5 x 101 | 2 | 5,0 x 102 | 1,5 x 102 | 2 |
Tabella 1: Dati grezzi dall'analisi comparativa della radianza delle immagini di bioluminescenza. Quantificazione della radianza fotoni medi.sec-1.cm-2.sr-1 per gruppo e percorso. Abbreviazioni: dpi = giorni dopo l'infezione; SD = deviazione standard; N = dimensione del campione.
La raccolta del sangue o l'iniezione endovenosa di sostanze nei criceti è necessaria per vari studi scientifici. Sono stati sviluppati diversi metodi per accedere a diversi percorsi di raccolta o inoculazione direttamente correlati agli obiettivi della ricerca19. A causa dell'anatomia del criceto - una coda corta e arti - la via intracardiaca è solitamente la scelta per l'iniezione endovenosa di Leishmania. A seconda del ceppo utilizzato, la via intracardiaca si è rivelata vantaggiosa come ceppo di riferimento L. infantum MHOM/BR/1974/PP75, la cui infezione si verifica a lungo termine, 6-9 mesi5. Tuttavia, è un inoculo che può portare al sanguinamento e alla morte dell'animale. Pertanto, abbiamo standardizzato una via di inoculazione endovenosa alternativa per l'infezione al plesso gengivale, la vena labiale mandibolare, che causa meno danni all'animale. Gli animali sono stati infettati con il ceppo di riferimento geneticamente modificato L. infantum MHOM/BR/1974/PP75, che ha espresso stabilmente la luciferasi della lucciola anche dopo diversi passaggi in coltura e topi (Figura 1), come correlato per altre specie di Leishmania trasfettate dallo stesso plasmide integrativo20.
La vena mandibolare labiale o vena gengivale è un percorso migliore per il prelievo di sangue e per la raccolta multipla di sangue10,11. Tuttavia, questa è la prima dimostrazione che la vena gengivale è un sito possibile per l'infezione endovenosa da Leishmania nei criceti. A differenza del prelievo di sangue che di solito utilizza un ago da 26 G ad alto calibro per evitare l'emolisi del sangue10, questo calibro dell'ago non era appropriato per l'inoculazione della Leishmania, a causa della perforazione venosa, del sanguinamento e della perdita dell'inoculo. Per l'infezione da Leishmania attraverso la vena mandibolare mascellare, era essenziale un ago da 30 G di calibro inferiore. Un altro aspetto che differenzia la puntura venosa dall'infezione attraverso la vena gengivale è la velocità di somministrazione, a circa 1 μL/s; e per garantire che venga iniettato nel vaso, la vena labiale mandibolare, e non si depositi nella mucosa, sottocutanea o intradermica. A causa del basso ricambio ematico del plesso gengivale, i 50 μL di un inoculo ad alta densità di amastigoti axenici o promastigoti di L. infantum-Luc, 2 x 109 parassiti/mL, dovevano essere inoculati lentamente (~ 1 min), e l'ago doveva essere rimosso mantenendo il tampone premuto per 1 min per consentire la dispersione dell'inoculo nel flusso sanguigno (Figura 2).
Per la valutazione longitudinale dell'infezione, i criceti sono stati infettati per via intraperitoneale (IP) o per via intragengivale (IG) con L. infantum-Luc e sono stati seguiti per 50 dpi dal sistema di imaging a bioluminescenza fino all'eutanasia. Considerando che il ceppo di riferimento PP75 potrebbe essere meno virulento di per sé e che la super-espressione della luciferasi potrebbe anche influire sull'efficacia dell'infezione e mantenere l'infezione a lungo termine, per l'infezione è stato utilizzato un inoculo alto di 108 parassiti. Dopo l'inoculazione gengivale di amostigoti e promastigoti di L. infantum-Luc e la valutazione da parte del sistema di imaging a bioluminescenza, la bioluminescenza è stata limitata alla regione mascellare dei criceti 24 ore dopo l'infezione. Infatti, i criceti infettati per via intraperitoneale con amastigoti e promastigoti di L. infantum-Luc mostravano bioluminescenza dispersa in tutto l'addome (Figura 3, 1 dpi). La continua diminuzione dell'emissione bioluminescente nel tempo, dal primo giorno di infezione fino all'8° giorno e fino al 22° dpi nei criceti infettati da L. infantum-Luc, era indipendente dalla via di inoculazione (Tabella 1 e Figura 4).
Tuttavia, quando il carico di parassiti nei tessuti animali è basso, può essere inferiore al limite di rilevamento del sistema di imaging a bioluminescenza, ma può essere rilevato e quantificato mediante PCR o qPCR. Come già riportato, l'infezione causata dal ceppo PP75 è effettivamente inferiore a quella di altri ceppi5 e solo pochi hanno sviluppato segni clinici della malattia a causa della variabilità genetica degli animali. In questo studio, nonostante il piccolo numero di animali e la bassa virulenza di questo ceppo, gli amastigoti axenici hanno dimostrato un vantaggio a 50 dpi, mostrando un'infezione migliore rispetto ai promastigoti, come dimostrato dalla PCR (Figura 5). Otto mesi dopo l'infezione da amastigoti per via gengivale, i parassiti potevano essere rilevati mediante PCR nel fegato (Figura 5) e mostravano anche piloerezione moderata, tenuta orbitale e postura arcuata.
Gli amastigoti axenici possono essere una scelta migliore per l'infezione e il follow-up rispetto ai promastigoti21 e hanno il vantaggio di essere facili da produrre su larga scala. L'inoculo gengivale è fattibile e rappresenta una via migliore per l'inoculazione endovenosa di composti e per l'infezione da Leishmania e altri agenti patogeni, senza danni o gonfiore nel sito di applicazione nella mandibola o per la salute degli animali.
Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.
Fundação de Apoio ao Desenvolvimento do Ensino, Ciência e Tecnologia do Estado de Mato Grosso do Sul- FUNDECT. PPSUS/Decit-MS/CNPq/SES ha fornito sostegno finanziario a questa ricerca. Grazie a Monique Ribeiro de Lima per i suoi consigli sulle vie di inoculazione. Questo progetto è stato sviluppato nell'ambito dell'Accordo diCooperazione n. 258/2017 tra FIOCRUZ e l'Universidade Federal do Rio de Janeiro- UFRJ. Il team è sinceramente grato ai produttori video Ricardo Baptista Schmidt e Genilton José Vieira del Science Popularization Center (IOC) per il loro inestimabile supporto e assistenza nelle riprese dei protocolli e nella conduzione delle interviste.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
1 kb ladder | Promega | G5711 | |
1-Butanol | Sigma-Aldrich | B7906 | |
Acetyl coenzyme A | Sigma-Aldrich | A2181 | |
Agarose, LE, Analytical Grade | Promega | V3125 | |
aprt reverse primer A1715 aprt reverse primer A1715 | Jena Bioscience | PM-111 | |
BamHI 10 U/mL | Promega | R6021 | |
BglII 10 U/mL | Promega | R6071 | |
brain and heart infusion (BHI) | Sigma-Aldrich | 53286 | |
Cetamin (Ketamine hydrochloride 10%) | Syntec | - | Veterinary use. Anesthetic. Injectable solution containing a 10 mL vial of 10% ketamine hydrochloride. |
Dextrose Glucose, BD Diagnostics | Difco | 215530 | |
D-luciferin potassium salt | Promega | E1601 | |
DMEM low glucose | Sigma-Aldrich | D6046 | |
eletroporador Gene Pulser Xcell | BioRad Laboratories | ||
Fetal calf serum (FCS) | vitrocell/embriolife | ||
Ficoll-plaqueTM PLUS | Cytiva | 17144003 | |
Gene Pulser/MicroPulser Electroporation Cuvettes, 0.2 cm gap 1652082 | Bio-Rad | 1652082 | |
Gene Pulser/MicroPulser Electroporation Cuvettes, 0.4 cm gap 1652081 | Bio-Rad | 1652081 | |
GoTaq Platinum polymerase | Fischer Scientific | 10-966-034 | |
GoTaq DNA Polymerase | Promega | M3001 | |
Hemin powder | inlab | ||
HEPES buffer | Sigma-Aldrich | H3375 Sigma-Aldrich | |
hyg forward primer A3804 | Jena Bioscience | PM-109 | |
Hygromycin | Sigma-Aldrich | H3274 | |
ISOFORINE | Cristalia | Inhalation solution in packs containing 1 bottle of 100 and 240 mL of isoflurane | |
IVIS Lumina | Perkin Elmer | ISO838N4625 | |
JM109 Competent Cells | Promega | L2005 | |
L- Glutamin | Sigma-Aldrich | G8540 Sigma-Aldrich | |
Lambda DNA/HindIII Marker | Thermo Fischer Scientific | SM0101 | |
L-cystein | Sigma-Aldrich | 168149 Sigma-Aldrich | |
Living Image software | Perkin Elmer | - | |
NotI 10 U/mL | Promega | R6431 | |
Phenol/Chloroform/Isoamyl Alcohol, 25:24:1 (v/v), Molecular Biology Grade | Sigma-Aldrich | 516726 | |
Phosphate-buffered saline (DPBS) | Gibco | 14190 | |
plasmid pLEXSY-hyg2 | Jena Bioscience | EGE-232 | |
Proteinase K | Promega | V3021 | |
QIAGEN Plasmid Midi Kit | Qiagen | 12143 | |
QIAprep Spin Miniprep Kit | Qiagen | 27104 | |
QIAquick PCR & Gel Cleanup Kit | Promega | A9281 | |
Schneider's medium | Gibco | 21720-024 | |
Sodium bicarbonate | Sigma-Aldrich | S6014 | |
Sodium phosphate dibasic | Sigma-Aldrich | S9763 Sigma-Al | |
SpectraMax2 microplate reader | Applied Biosystems | ||
ssu forward primer F3001 primer F3001 | Jena Bioscience | PM-105 | |
ssu reverse primer F3002 ssu reverse primer F3002 | Jena Bioscience | PM-104 | |
Steady-Glo Luciferase Assay System | Promega | E2510 | |
SwaI 10 U/mL | Thermo Scientific | ER1241 | |
T4 DNA ligase 1 U/mL | Promega | M1801 | |
T4 fast ligation system | Promega | M8221 | |
Thermal cycler | Applied Biosystems | Veritiy 96 well plate | |
TRITON X-100 | Sigma-Aldrich | T8787 Sigma-Aldrich | |
Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium) | Difco-BD | 211823 | |
Ventilated racks | Alesco | ||
With Earle′s salts and L-glutamine, without sodium bicarbonate, powder, | Merck | M5017 | |
Wizard SV Gel and PCR Clean-Up | Promega | A9282 | |
Xilazina (Xylazine hydrochloride 2%) | Syntec | - | Veterinary use. Sedative, analgesic and myorelaxant. Injectable solution containing a 10 mL vial of 2% xylazine hydrochloride. |
Zero Blunt TOPO PCR Cloning Kit | Thermo Fischer | 451245 |
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