Ringraziamo C. Hojer per la lettura critica del manoscritto, B. Bingol (Genentech) per la partecipazione a narrazioni di script, N. Bien-Ly per condividere l&#39;esperienza di una migliore rappresentazione vascolare con l&#39;iniezione coda vena di Lectin colorante, e M Solloway (Genentech ) per i topi utilizzati nell&#39;imaging pancreas. Linea GFP-M è stato creato da J. Sanes (Washington University di St. Louis) e topi CX3CR1-GFP da R. Littman (NYU). Il lavoro è supportato da Genentech, Inc.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con IACUC (Institutional Animal Care ed uso commissione) norme sui topi ~ 3-5 mesi di età. L&#39;autore dichiara interessi finanziari concorrenti. 1. Perfusione animali e Tissue Preparazione Timing: 30-60 min per il mouse + post-fissazione (poche ore a notte). <ol><li> Pesare l&#39;animale e anestetizzare utilizzando ketamina (80-200 mg / kg) e xilazina (7-20 mg / kg) o 2,5% avertin (0,5 ml/25 g di peso corporeo IP). </li><li> Attendere qualche minuto per l&#39;anestesia abbia effetto completo. </li><li> Pizzicare la punta e la coda dell&#39;animale per assicurarsi che l&#39;animale è completamente anestetizzato. </li><li> Perfusione l&#39;animale prima a temperatura ambiente con 0,1 M tampone fosfato (PB) o 0,1 M tampone fosfato salino (PBS) per 5-10 minuti finché il sangue non viene completamente rimosso dal tessuto. </li><li> Passare la perfusione di soluzione fissativa: 4% PFA in 0.1 M PB (o 0,1 M PBS) e proseguire perfusionecon 4% PFA per 30-40 min ad una velocità di 3 ml / min. </li><li> Sezionare l&#39;organo / s di interesse con cura senza danneggiare, ad esempio, evitare la puntura e stringendo il tessuto che viene sezionato. </li><li> Rimuovere il tessuto in più che circonda gli organi (tessuto connettivo, meningi o di materia dura) in una capsula di Petri riempita con PBS. </li><li> Post-fissare gli organi in PFA 4% per alcune ore o durante la notte a 4 ° C. Evitare il lungo post-fissazione, perché PFA potrebbe placare il segnale o aumentare il lavoro straordinario autofluorecense 10 soprattutto per il canale GFP (che è un problema minore nei canali rosso e rosso lontano). </li><li> Lavare gli organi 2-3x con PBS a temperatura ambiente prima di iniziare la procedura di compensazione. </li></ol> 2. Clearing Tissue Timing: 2-3 ore per i piccoli organi e 1-4 giorni per i grandi organi. Note: L&#39;etichettatura fluorescenza dei tessuti da parte espressione del transgene, trasfezione virale, tintura di analisi o di anti-etichettatura corpo dovrebbe essere completata prima della cancellazione. Tutte le fasi di compensazione tessuti vengono eseguite a temperatura ambiente. Le soluzioni di compensazione THF, DBE, Babb (alcool benzilico 1 parte 2 parte benzile benzoato) e diclorometano sono tossiche e per inalazione (condurre esperimenti in cappa adeguatamente ventilati) e il contatto diretto con la pelle deve essere evitato (utilizzare guanti di nitrile). <ol><li> Preparare 50% (vol / vol), 70% e 80% diluizioni THF in acqua distillata in bottiglie di vetro separati come segue: per il 50% THF, ad esempio, miscelare 25 ml di THF e 25 ml di acqua distillata in una bottiglia di vetro con un volume di superare i 50 ml. </li><li> Mescolare le soluzioni agitando delicatamente la bottiglia per un 1-2 min. </li><li> Etichettare la bottiglia di vetro chiaro. </li><li> Chiudere bene le bottiglie e mantenere le soluzioni di lavoro in un armadietto buio. Per ottenere i migliori risultati, non utilizzare le stesse soluzioni di lavoro più lunghi di 1-2 settimane. Pertanto, ordina le soluzioni di compensazione come il più piccolo volume disponibile per essere in grado di utilizzare fresche stock reagenti. </li><li>Riempire i flaconi di vetro (ad esempio, 2-3 ml) con la prima soluzione di compensazione, il 50% THF, e trasferire gli organi da PBS in flaconi di vetro per avviare radura. </li><li> Chiudere bene i flaconi di vetro con i loro coperchi e utilizzare un rotatore (ad esempio, un agitatore ruota) per l&#39;agitazione. </li><li> Utilizzare un foglio di alluminio per coprire e tenere le fiale di vetro nel buio. Avviare il rotatore per mescolare i campioni nei flaconi di vetro per il tempo indicato (Tabella 1) ad una velocità costante (~ 30 rpm). </li><li> Rimuovere la soluzione di compensazione e aggiungere il successivo nel protocollo quando il tempo in Tabella 1 è completato. </li><li> Raccogliere i rifiuti radura in contenitori per rifiuti in vetro che vengono tenuti in una cappa. Ripetere il passaggio precedente per ogni soluzione di compensazione nel protocollo fino alla fine. Usare una pipetta pasteur quando si aggiunge una nuova soluzione di compensazione (ad esempio passando da THF a DBE). </li><li> Al passaggio di compensazione finale con BABB o DBE, i tempi di incubazione possono essere estese o shortened finché i campioni diventano completamente trasparente alla luce visibile (o giallastro / trasparente se è molto grande come tessuto cerebrale). </li><li> Mantenere gli organi eliminato nella soluzione purificazione finale in ogni momento comprendente le fasi di imaging. </li></ol> 3. Preparazione Organi sgomberati per Imaging Timing: 5-15 min. Nota: L&#39;immagine degli organi liquidati non appena una radura completo è raggiunto. A tal fine, seguire i prossimi passaggi per preparare i campioni per la microscopia ottica fogli (ad esempio, ultramicroscopy) o confocale / multi-fotone immagini di microscopia. Nota: gli organi sgomberati perderanno la loro forza fluorescenza nel tempo (soprattutto proteine ​​fluorescenti ad esempio, GFP, etichettatura anticorpo è più resistente e può anche dare risultati migliori con incubazione più lunghi). Per l&#39;imaging, varie tecniche di microscopia a fluorescenza possono essere utilizzati a condizione corretta movimentazione degli organi in CleaSoluzione anello è realizzato. <ol><li> Per la microscopia ottica fogli <ol><li> Posizionare o montare il campione in modo appropriato. </li><li> Fissare l&#39;organo eliminato ruotando manualmente la vite del supporto del campione 4. </li><li> Immergere il campione nella camera di imaging (preferibilmente di vetro) di thelight fogli microscopio che viene riempito con BABB o DBE, se è stato utilizzato nella fase di compensazione finale. </li></ol></li><li> Per più di microscopia fotone / confocale <ol><li> Montare il campione su un vetrino per immagini (o una camera di imaging) con la soluzione di imaging finale per poter un&#39;immagine con un fotone più o microscopia confocale, che utilizzano in genere olio o acqua immersi obiettivi. </li><li> Utilizzare cemento dentale per fare un bordo intorno al tessuto. </li><li> Riempire la piscina con BABB o DBE appena prima di cemento dentale diventa completamente rigida. Nota: Il cemento dentale solidifica rapidamente; praticare un paio di volte per acquisire familiarità con esso prima di provare i campioni reali. </li><li> Porre immediatamenteil campione eliminato nel centro della piscina e coprire con un vetro di copertura. </li><li> Premere il vetro di copertura finché non è completamente sigillato da cemento dentale e tocca la superficie dell&#39;organo eliminato, che consentirà a raggiungere la profondità massima di imaging confocale / microscopia multi-fotone. Note: Questo assicura che nessuna soluzione di compensazione sarà versato durante l&#39;imaging. Evitare immergendo la lente di immagini direttamente nella soluzione di compensazione, che può danneggiare la lente se non è resistente a BABB / DBE o ha una copertura di protezione. </li></ol></li></ol> Organi 4. Imaging sgomberati Timing: 15-45 min. <ol><li> Raccogliere un z-scan che copre l&#39;intero tessuto cancellato (se l&#39;obiettivo utilizzato consente) con la risoluzione migliore che il microscopio in grado di fornire. </li><li> Ingrandite sulle regioni di interesse per raccogliere immagini ad alta risoluzione. </li></ol> 5. Esame dei dati con il software Amira <ol><li> Caricare la serie di immaginis al software Amira con modulo ResolveRT. </li><li> Immettere le dimensioni voxel corrette nella finestra di &quot;Immagine Read Parameter&quot; e premere ok. </li><li> Selezionare l&#39;opzione &quot;Multi Planer View&quot; sub-applicazione. Quindi utilizzare il cursore &quot;spessore&quot; per scegliere la soglia ottimale per i valori di grigio, regolando i valori 2D e 3D. </li><li> Visualizza il campione sfogliando le fette in diversi orientamenti 2D e utilizzando il modulo di colture angolo in vista 3D. Nota: Una guida dettagliata risoluzione dei problemi del protocollo può essere trovato in Ertürk et al 4. </li></ol>

<ol>
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U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultramicroscopy:+three-dimensional+visualization+of+neuronal+networks+in+the+whole+mouse+brain.">Ultramicroscopy: three-dimensional visualization of neuronal networks in the whole mouse brain.</a> Nat Methods. 4, 331-336 (2007).</li><li>Erturk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+imaging+of+the+unsectioned+adult+spinal+cord+to+assess+axon+regeneration+and+glial+responses+after+injury.">Three-dimensional imaging of the unsectioned adult spinal cord to assess axon regeneration and glial responses after injury.</a> Nat Med. 18, 166-171 (2012).</li><li>Erturk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+imaging+of+solvent-cleared+organs+using+3DISCO.">Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO.</a> Nat Protoc. 7, 1983-1995 (2012).</li><li>Becker, K., Jahrling, N., Saghafi, S., Weiler, R., Dodt, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+clearing+and+dehydration+of+GFP+expressing+mouse+brains.">Chemical clearing and dehydration of GFP expressing mouse brains.</a> PLoS One. 7, (2012).</li><li>Hama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scale:+a+chemical+approach+for+fluorescence+imaging+and+reconstruction+of+transparent+mouse+brain.">Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain.</a> Nat Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).</li><li>Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SeeDB:+a+simple+and+morphology-preserving+optical+clearing+agent+for+neuronal+circuit+reconstruction.">SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction.</a> Nat Neurosci. 16, 1154-1161 (2013).</li><li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497, 332-337 (2013).</li><li>Erturk, A., Bradke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+imaging+of+entire+organs+by+3-dimensional+imaging+of+solvent+cleared+organs+(3DISCO).">High-resolution imaging of entire organs by 3-dimensional imaging of solvent cleared organs (3DISCO).</a> Exp Neurol. 242, 57-64 (2013).</li><li>Stewart, J. 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Non c&#39;è nulla da rivelare.

Metodi Tissue compensazione mirano a ridurre la dispersione di luce di imaging facendo corrispondere gli indici di rifrazione dei diversi strati di tessuto negli organi eliminato. Come risultato, la luce di imaging può penetrare in profondità nei tessuti e stimolare le cellule etichettate / molecole. Questo vecchio concetto di tessuto compensazione 17 ha guadagnato crescente attenzione dopo la prima sofisticata applicazione della tecnica su cervelli intatti topo da Dodt e colleghi 2. Da allora, c&#39;è una lista sempre crescente di nuovi metodi di compensazione tra cui 3DISCO, Sca / e, ClearT2, CLARITY e SeeDB 3,4,7,18-20. In sostanza, tutti mirano a rendere gli organi trasparenti per l&#39;imaging dei tessuti profondi preservando l&#39;etichetta fluorescente. Tra questi, 3DISCO distingue come uno dei metodi più semplici e riproducibili. E &#39;relativamente veloce rispetto ad altri metodi di compensazione di cui sopra (1-5 giorni vs 2-3 settimane per il cervello adulto, rispettivamente) 21. E &#39;già stato successopienamente applicato a diversi organi quali il cervello, il midollo spinale, linfonodi, milza, polmone, tumori solidi, pancreas e ghiandole mammarie 3,4,9. Inoltre, diverse pubblicazioni da parte di gruppi di ricerca indipendenti già usato questo metodo per ottenere risultati di imaging 22,23. Tuttavia, diverse procedure di compensazione tessuto potrebbe essere vantaggioso per condizioni diverse. Per esempio, mentre Sca / e e SeeDB sono applicabili meglio sui tessuti embrionali 6,7, sono i metodi di compensazione a base d&#39;acqua, che potrebbe essere più facile da maneggiare durante l&#39;imaging. Al contrario, la chiarezza è un complicato e costoso metodo di compensazione. Ma può essere vantaggioso nel contesto di etichettatura anticorpo, soprattutto nelle grandi tessuti come cervello 8. La fase più critica per ottenere i migliori risultati di imaging da 3DISCO è l&#39;etichettatura dei tessuti, che si realizza prima la radura tessuto. È essenziale per iniziare con il segnale fluorescente forte possibile. Questo può be realizzato in vari modi, tra cui l&#39;espressione transgenica di proteine ​​fluorescenti, tracciando da coloranti sintetici, trasfezione virale o l&#39;etichettatura degli anticorpi. Va tenuto presente che qualsiasi procedura di compensazione ridurrà il segnale fluorescente dei tessuti. Quindi, se il segnale fluorescente non è abbastanza forte all&#39;inizio - cioè non è facilmente rilevabile prima della compensazione-imaging dei tessuti eliminato fornirà scarsi risultati. Ci sono alcune limitazioni di compensazione metodi che sono in attesa di miglioramenti. Una limitazione importante è che, poiché i reagenti compensazione alterano la struttura degli organi eliminato, non possono essere utilizzati su tessuto vivo. Quindi, esperimenti come con mEos2 fotoattivabile 24 devono essere eseguite prima di fissare e di compensazione. Su di compensazione, super-risoluzione di immagini del segnale fluorescente dalle proteine ​​luminose e fotostabili diventa possibile. Inoltre, poiché il protocollo di compensazione diminuisce l&#39;intensità delle proteine ​​fluorescenti, gli organi eliminato non possono essere conservati per periodi prolungati. E &#39;importante notare che alcuni organi sono più difficili da cancellare. In particolare, se gli organi sezionati conservano grandi quantità di cellule del sangue (per esempio, milza, fegato), sono relativamente difficili da cancellare e di immagine. E &#39;anche relativamente più difficile da raggiungere una compensazione completa per grandi tessuti, come il cervello roditore adulto. Tali tessuti possono avere bisogno di tempi di incubazione più lunghi, che potrebbero, invece, ridurre il segnale fluorescente. Inoltre, lo sviluppo di metodi di microscopia che possa immagini di grandi dimensioni organi trasparenti in una sola volta ad una ad alta risoluzione è un attesa di necessità da affrontare. Un&#39;altra importante limitazione della tecnica è etichettatura tessuto. Mentre un segnale fluorescente forte via di espressione genetica o virus è l&#39;ideale, non ogni cellula o molecola possono essere etichettati geneticamente o virale. D&#39;altra parte, etichettatura anticorpo di tessuti spessi non è una procedura semplice o addirittura non possible nella maggioranza dei casi. Si può avere bisogno di protocolli speciali permeabilizzazione e lunghi tempi di incubazione (diversi giorni a poche settimane) 3. E &#39;anche importante tenere a mente che i tessuti si restringono ~ 20% in ciascuna dimensione (misurata per il tessuto del midollo spinale) dopo aver eliminato principalmente per disidratazione e delipidizzazione. Questa contrazione si verifica ratiometrically e dovrebbe essere corretto in passi di quantificazione. Come osservato nei risultati presentati, strutture fluorescente rimangono intatte, che è l&#39;indicazione di integrità proteine ​​nei tessuti eliminato. A causa della natura idrofoba del tessuto finale eliminato, non può essere ulteriormente trattata con anticorpi o incorporato in soluzioni acquose contenenti ad esempio, Focusclear-che è utilizzato in purezza o 80% glicerolo. Infine, è una sfida per analizzare schiacciante dimensioni dei dati di imaging. Ad esempio, quando un intero cervello murino viene scansionato a una risoluzione cellulare, sarebbe molto difficile rintracciare e quantificare str desideriutture (ad esempio, le reti neuronali o gliali) e confronta su diversi campioni in modo automatico. In sintesi, mentre i ricercatori mirano a scoprire nuovi metodi di compensazione, le diverse sfide di cui sopra (difficoltà di compensazione diversi tessuti, imaging ad alta risoluzione delle aree più grandi, e l&#39;analisi dei dati complicato) dovrebbe essere migliorata in parallelo. In conclusione, recentemente sviluppate tecniche di compensazione dei tessuti tra cui 3DISCO, elegantemente dimostrano che ad alta risoluzione di immagini 3D di organi intatti è ora possibile. Usando questi metodi, scienziati possono ottenere informazioni anatomiche delle cellule e molecole nell&#39;organo intatto. Questi studi pionieristici di imaging 3D su organi trasparenti ispirare un numero crescente di ricercatori di decifrare anatomica complessa e organizzazioni molecolari di tessuti / organi in salute e malattia.

L&#39;esame istologico di tessuti biologici è un approccio fondamentale per comprendere la natura di molecole / cellule nel loro contesto naturale. Idealmente, imaging ad alta risoluzione dell&#39;intero organo è più informativo e desideri. Poiché la luce ha una profondità di penetrazione limitata, a causa della dispersione 1, organi fissi devono essere sezionato al fine di eseguire immagini ad alta risoluzione microscopica. Quindi, la maggior parte degli studi istologici sono realizzate su alcune sezioni di tessuto che costituiscono solo una piccola porzione dell&#39;organo. In alcuni studi, ad esempio, tutti coloro che amano tracciare connessioni neuronali del cervello o del midollo spinale, tutte le sezioni di tessuto da organi bersaglio sono raccolti e ripreso per una ricostruzione in 3D. Tuttavia, sezionamento dei tessuti e la successiva rappresentazione delle singole sezioni ha varie limitazioni. Queste includono la lunga e portando ad una ricostruzione 3D incompleta del tessuto, dovuto a distorsioni meccaniche e difficileies nell&#39;allineamento delle immagini risultanti. Recentemente, di compensazione e di imaging intatti gli organi trasparenti è stato sviluppato come una soluzione significativa per questa lacuna 2,3. Su di compensazione, l&#39;intero organo è reso trasparente che consente alla luce di imaging di viaggiare end-to-end (Figura 1) per produrre immagini ad alta risoluzione dell&#39;organo non sezionato utilizzando un microscopio a scansione laser, come un fotone o la luce fogli microscopio multi ( Figura 2). Vari gruppi di ricerca hanno sviluppato nuovi protocolli di compensazione tessuto poter immagine loro tessuto di interesse per scopi diversi. Questi includono solvente organico 2-5, 6,7 di acqua ed elettroforesi a base di 8 protocolli di compensazione. Tra questi, l&#39;imaging 3-dimensionale di solvente riesce organi o 3DISCO è un protocollo facilmente applicabile su una varietà di campioni biologici compreso il sistema nervoso centrale (SNC) organi, organi immunitarie e tumori solidi. In Additione, può essere combinato con le diverse tecniche di microscopia come foglio leggero microscopia a fluorescenza (LSFM), più fotoni e microscopio confocale a scansione laser. 3DISCO si basa sulla compensazione con reagenti facilmente disponibili e poco costosi come tetraidrofurano (THF) e dibenzil etere (DBE) 4. L&#39;intero protocollo può prendere più breve di 3-4 ore. Così, 3DISCO è una tecnica robusta e veloce rispetto ai metodi istologici tradizionali che possono richiedere settimane o mesi per completare 9.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="913">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">Thy-1 GFP (GFP-M) mouse</td>
			<td style="width:248px;"></td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:291px;">can be obtained from Jackson&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CX3CR1 GFP mouse</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>can be obtained from Littman lab at NYU</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TgN(hGFAP-ECFP) mouse</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>can be obtained from Jackson&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">Na2HPO4&#160;</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>7917-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">NaH2PO4&#160;</td>
			<td>(Mallinckrodt, 7892-04)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2-2-2 Tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2-Methyl-2-butanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td align="right">152463</td>
			<td>used to prepare Avertin solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Saline&#160;</td>
			<td>Braun</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tetrahydrofuran&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>186562-12X100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dichloromethane&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>270997-12X100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dibenzyl ether&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>Sigma, 108014-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl alcohol&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>305197-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl benzoate&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B6630-250ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lectin FITC&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L0401-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">anti-CC10</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC-9772</td>
			<td align="right">0.388888889</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heparin&#160;</td>
			<td>APP pharmaceuticals&#160;</td>
			<td align="right">504001</td>
			<td>used in perfusion&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass vials&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>548-0554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps&#160;</td>
			<td>FST</td>
			<td>11251-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mini Rotator&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>100498-878</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Aluminum Foil&#160;</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>01-213-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">100mL Media Storage Bottles</td>
			<td>Kimax Media Bottles</td>
			<td>EW-34523-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">Minipuls evolution perfusion pump&#160; with MF4* medium flow pump head&#160;</td>
			<td>Gilson, Inc</td>
			<td>F110701 and F117606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microscopy slide</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48311-703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FastWell</td>
			<td>Grace Bio-Labs</td>
			<td>FW20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cover slip</td>
			<td>Corning</td>
			<td>2940-245</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass petri dish&#160;</td>
			<td>Corning Pyrex</td>
			<td>3160-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dental cement&#160;</td>
			<td>Lang Dental</td>
			<td>1223PNK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Quantofix Peroxide Test Strips</td>
			<td>Sigma</td>
			<td align="right">37206</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:201px;">Amira with RT resolve microscopy module 
			&#160;</td>
			<td>Visage Imaging</td>
			<td>image analysis software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:201px;">Imaris</td>
			<td>Bitplane imaging</td>
			<td>image analysis software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ImageJ&#160;</td>
			<td>NIH</td>
			<td>freeware</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging cleared intact biological systems at a cellular level by 3disco

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact organs. Unlike traditional histological methods, where the tissue of interest is sectioned for fluorescent imaging, 3D imaging of cleared tissue allows examination of labeled cells and molecules in the entire specimen. To this end, optically opaque tissues should be rendered transparent by matching the refractory indices throughout the tissue. Subsequently, the tissue can be imaged at once using laser-scanning microscopes to obtain a complete high-resolution 3D image of the specimen. A growing list of tissue clearing protocols including 3DISCO, CLARITY, Sca/e, ClearT2, and SeeDB provide new ways for researchers to image their tissue of interest as a whole. Among them, 3DISCO is a highly reproducible and straightforward method, which can clear different types of tissues and can be utilized with various microscopy techniques. This protocol describes this straightforward procedure and presents its various applications. It also discusses the limitations and possible difficulties and how to overcome them.

I neuroni sono altamente polarizzate cellule con morfologia estremamente lungo. La loro funzione dipende dalle connessioni che formano tra loro e con altri tessuti. Quindi, mappando l&#39;organizzazione strutturale dei neuroni è estremamente importante per capire come funzionano in salute e malattia. Tuttavia, tracciando tali enormi connessioni neuronali in tutto il nervoso denominato sistema recentemente connectomics 11 - rimane una delle sfide più difficili nel campo delle neuroscienze. A tal fine, sia UE 12 e USA 13 hanno avviato grandi progetti per mappare il cervello umano. Mentre 3DISCO può essere impiegato in vari organi, è stato particolarmente utile per rintracciare lunghe connessioni neuronali nel midollo spinale e nel cervello. Ad esempio, utilizzando scansioni Ultramicroscopy di ampi segmenti del midollo spinale eliminato, i collegamenti assonale possono essere seguiti nel corso centimetri nel midollo spinale di roditori (Figura 2). In modo simile, l&#39;intero cervello azzerato mouse (Figura 3a) e nell&#39;ippocampo (Figura 3b) possono essere esposte a seguire connessioni neuronali nel cervello. Quando la microscopia confocale fotone o più viene utilizzato sugli organi eliminato, la risoluzione delle immagini può essere notevolmente migliorata, soprattutto in z-dimensione. Per esempio, più fotoni imaging midolli spinali eliminato da topi linea GFP-M (Figura 4a) raggiunge una immagine seamless tutta la profondità (~ 1,5-2 mm) del midollo spinale. Microcopy confocale sul midollo spinale eliminato garantisce una migliore risoluzione in modo simile (figure 4b e c). Multi microscopia Photon Imaging di cervelli eliminato offre immagini ad altissima risoluzione per visualizzare i dettagli fini su strutture neuronali tra cui spine dendritiche (Figura 5). I campioni per 3DISCO possono essere etichettati in vari modi, tra cui l&#39;espressione del transgene, viral trasfezione, colorante tracciamento e l&#39;etichettatura degli anticorpi. Ad esempio, è possibile etichettare l&#39;intero sistema vascolare del cervello (figure 6a e b) e del midollo spinale (figure 6c e d) utilizzando lectine coniugate traccianti fluorescenti 4, che può essere usato per studiare il sangue-cervello-barriera (BBB ), nella salute e nella malattia. Entrambe le microglia e astrociti sono altamente implicati nella patologia della neurodegenerazione comprese le malattie di Alzheimer e le lesioni traumatiche 14,15. Utilizzando 3DISCO, la loro densità e distribuzione nel midollo spinale (Figura 7) o cervello possono essere studiate. Tessuti non neuronali possono anche essere ripreso. Per esempio, cellule Clara nell&#39;intera polmoni roditori possono essere immunolabeled con anticorpi e ripreso senza sezionamento a livello di singola cellula (Figura 8). Analogamente, è possibile cancellare e celle di immagine ad esempiocellule alfa del pancreas tessuto non sezionato (Figura 9). <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. 3DISCO compensazione tessuto rende i tessuti non sezionato trasparenti per l&#39;imaging dei tessuti profondi. (A) Uncleared e liquidati (b) i tessuti del midollo spinale come si vede dalla luce visibile. Su di compensazione, profonda scansione laser microscopio il tessuto diventa possibile. (C) i tessuti del midollo spinale Uncleared e liquidati sono stati ripresi al microscopio 2-fotone. Barre di scala in a, b = 0.5 mm ed in c = 100 pm. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig2highres.jpg" width="500" /> Figura 2. 3DISCO imaging midollo spinale a seguire le estensioni assonale. Il midollo spinale sezionato da Thy-1 linea di topi transgenici GFP (GFP-M) è divisa in parti più piccole (~4 mm). Dopo aver seguito il protocollo di compensazione per i piccoli tessuti (Tabella 1) midolli spinali trasparenti sono state visualizzate utilizzando ultramicroscopy. Ricostruzioni 3D di 4 mm segmento ~ midollo spinale in orizzontale (a), coronale (b) e sagittale (c). (D) Rappresentante fatta assoni (rosso) sono mostrati nella vista in scala di grigio trasparente. (E) Vista Alto ingrandimento della regione indicata in (d). Barre di scala in a, b, c, d = 0.5 mm ed in e = 20 micron. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig3highres.jpg" width="500" /> Figura 3. 3DISCO imaging cerebrale eliminato e ippocampo. Esempi di cervello e dell&#39;ippocampo dei topi GFP-M liquidati sono stati ripresi con una ultramicroscopio. Visualizzazioni 3D dell&#39;intero cervello (a) e ippocampo (b) che dimostrano la GF neuronaleRKS nei tessuti impressi trasparenti. Barre di scala in a = 2 mm e in b = 20 micron. <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig4highres.jpg" width="500" /> Figura 4. Tissue compensazione migliora la risoluzione ottenuta da più fotoni e microscopia confocale. Trasparenti segmenti del midollo spinale di topi GFP-M ripresi dal più fotoni (a) o la microscopia confocale (b, c). Si noti che la compensazione sostanzialmente migliora la risoluzione e la profondità delle immagini rivelando la struttura fine degli assoni e dendriti. Barre di scala in un = 100 pm e in b, c = 20 micron. <img alt="Figura 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig5highres.jpg" width="500" /> Figura 5. 3DISCO immagini delle spine dendritiche. Tessuto cerebrale trasparente da topi GFP-M ripresi dal più fotoni. Visualizzazioni 3D della regione di corteccia cerebrale acquisita presentati in verprospettive (a) ticali e orizzontali (b). (C) ~ 50 micron sporgenza rispetto ai livelli indicati in (a, b). (D) Alto ingrandimento della regione indicata in (c) dimostrare i piccoli dettagli delle strutture neuronali tra cui spine dendritiche (frecce). Barre di scala in un = 50 micron, in b, c = 25 micron, in d = 5 micron. <img alt="Figura 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig6highres.jpg" width="500" /> Figura 6. 3DISCO di vascolarizzazione. Per etichettare i vasi sanguigni negli organi interi, lectina-FITC colorante è stato utilizzato durante la perfusione (prima della compensazione) come descritto 16. È degno di nota ricordare che abbiamo scoperto che l&#39;iniezione coda vena del tracciante dà il segnale migliore rispetto perfusione cardiaca del tracciante. Dopo aver raccolto i cervelli fissi e midollo spinale, sono stati liquidati e homaged da ultramicroscopy. Visualizzazione 3D dell&#39;intero sistema vascolare cervello di topo in heatmap (a) e scala di grigi (a). (B) visualizzazione 3D della vascolarizzazione di un segmento di midollo spinale di topo in heatmap (c) e scala di grigi (d). Le heatmaps stati generati in base all&#39;intensità di lectina colorazione; blu: bassa intensità (sfondo) e rosso: ad alta intensità (vascolare). Barre di scala in a = 2 mm b = 1 mm, e in c, d = 250 pm. <img alt="Figura 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig7highres.jpg" width="500" /> Figura 7. 3DISCO delle cellule gliali nel tessuto del sistema nervoso centrale eliminato. Midollo spinale di topi transgenici che esprimono GFP in microglia tgh (CX3CR1-EGFP) o astrociti TGN (hGFAP-ECFP) sono stati liquidati e ripreso al microscopio multi fotone. Rendering 3D di microglia è indicata come volume di visualizzazione superficie (a) e vista trasparente ( <strong&gt; b). (C) Una proiezione ottica (~ 50 micron) viene presentato per visualizzare i dettagli della microglia nel midollo spinale. Rendering 3D di astrociti è mostrata come visualizzazione del volume di superficie (a) e vista trasparente (b). (F) Una proiezione ottica (~ 50 micron) viene presentato per visualizzare i dettagli degli astrociti nel midollo spinale. Barre di scala in a, b, d, e = 100 pm e in C, F = 50 pm. <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig8highres.jpg" width="500" /> Figura 8. 3DISCO di un lobo polmonare tutto il montaggio con anticorpo colorazione di cellule Clara. Per la colorazione anticorpale tutto il montaggio di lobi polmonari, 10 settimane di età topi BALB / C femminili sono stati perfusi attraverso il ventricolo destro con PBS per rimuovere il sangue dai polmoni. I polmoni sono stati successivamente gonfiati con 4% PFA e fissati O / N a RT nel fissativo di almeno tre volte il volume del secoloe tessuto. Il giorno dopo, i polmoni sono stati brevemente sciacquato con PBS e il lobo destro è stato messo in 5 ml di 1% Triton X-100 in PBS per permeabilizzazione per 48 ore o fino a quando il tessuto è affondata. Tutte le colorazioni sono state eseguite in 0,2% Triton X-100 in PBS contenente 5% FBS e 2% BSA e risciacqui erano in 0,2% Triton X-100 in PBS. Colorazione con anti-CC10 è stato per 72 ore a 4 ° C, seguita da ampi lava per circa 6 ore. Marcatura fluorescente dell&#39;anticorpo primario è stato raggiunto con anti-capra-Alexa Fluor-594 anticorpo secondario notte a 4 ° C, seguita da ampi lavaggi per 6 ore a notte. Il giorno seguente, lobi macchiati sono azzerati e 50%, 70% e 80% THF per 30 minuti ciascuno seguito da tre lavaggi in 30 min al 100% THF, seguita da 20 minuti in DCM, seguiti da 30 min in DBE. Barre di scala in una e b = 1 mm e in c = 100 pm. <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51382/51382fig9highres.jpg" width="500" /> Figura<html> 9. 3DISCO del pancreas. Dopo la perfusione di topi come sopra descritto nel protocollo, il pancreas è stato dissezionato e cancellato con il protocollo corto. La fluorescenza è derivato da Rosa26 LSL tdTomato ricombinazione indotta da Tamoxifene di topi portatori 200 kb BAC transgene attraversa il glucagone locus endogeno topo con CreERT2 inseriti nella ATG di glucagone. Le frecce indicano alcune delle cellule alfa fluorescenti marcato nel isolotto. Barre di scala in a, b, c = 1 mm e in d = 500 pm. <img alt="Tabella 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51382/51382table1.jpg" width="600" /> Tabella 1. Protocolli tessuto di compensazione per i vari tessuti. Esempi di protocolli di compensazione dei tessuti per i diversi tessuti. Si noti che il tempo di compensazione per ogni passaggio può essere ridotto o esteso come necessario per migliorare le prestazioni di compensazione. Il peso approssimativo di piccoli tessuti è ~ 20-100 mg e cervello è ~ 300-500 mg.TTP :/ / www.jove.com/files/ftp_upload/51382/51382table1.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa tabella.

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Imaging Cleared Intact Biological Systems at a Cellular Level by 3DISCO

To obtain high-resolution images of fluorescently labeled cells within large tissues, ideally, the biological samples should be imaged without sectioning. 3DISCO is a straightforward tissue clearing procedure based on sequential incubation with organic solvents. Upon clearing, the organs become transparent allowing an end-to-end laser scan of the specimen.

Imaging Azzerato Sistemi Biologici intatti a livello cellulare da 3DISCO

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact ...

imaging-cleared-intact-biological-systems-at-cellular-level

Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.5K Views.  Genentech, Inc.. To obtain high-resolution images of fluorescently labeled cells within large tissues, ideally, the biological samples should be imaged without sectioning. 3DISCO is a straightforward tissue clearing procedure based on sequential incubation with organic solvents. Upon clearing, the organs become transparent allowing an end-to-end laser scan of the specimen. 

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State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

Stato-dipendenza Effetti sulla TMS: uno sguardo al comportamento Motive fosfene

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

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Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium

The retinal pigment epithelium (RPE) lies at the back of the mammalian eye, just under the neural retina, which contains the photoreceptors (rods and cones). The RPE is a monolayer of pigmented cuboidal cells and associates closely with the neural retina just above it. This association makes the RPE of great interest to researchers studying retinal diseases. The RPE is also the site of an in vivo assay of homology-directed DNA repair, the pun assay. The mouse eye is particularly difficult to dissect due to its small size (about 3.5mm in diameter) and its spherical shape. This article demonstrates in detail a procedure for dissection of the eye resulting in a whole mount of the RPE. In this procedure, we show how to work with, rather than against, the spherical structure of the eye. Briefly, the connective tissue, muscle, and optic nerve are removed from the back of the eye. Then, the cornea and lens are removed. Next, strategic cuts are made that result in significant flattening of the remaining tissue. Finally, the neural retina is gently lifted off, revealing an intact RPE, which is still attached to the underlying choroid and sclera. This whole mount can be used to perform the pun assay or for immunohistochemistry or immunofluorescent assessment of the RPE tissue.

A formal demonstration of the dissection of a mouse eye, resulting in a whole mount of the retinal pigment epithelium.

Dissezione di un occhio mouse per un monte intero di dell&#39;epitelio pigmentato retinico

The retinal pigment epithelium (RPE) lies at the back of the mammalian eye, just under the neural retina, which contains the photoreceptors (rods and ...

High-resolution Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Midbrain

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon measuring activity on the surface of cerebral cortex rather than in subcortical regions such as midbrain and brainstem. Subcortical fMRI must overcome two challenges: spatial resolution and physiological noise. Here we describe an optimized set of techniques developed to perform high-resolution fMRI in human SC, a structure on the dorsal surface of the midbrain; the methods can also be used to image other brainstem and subcortical structures.
High-resolution (1.2 mm voxels) fMRI of the SC requires a non-conventional approach. The desired spatial sampling is obtained using a multi-shot (interleaved) spiral acquisition1. Since, T2* of SC tissue is longer than in cortex, a correspondingly longer echo time (TE ~ 40 msec) is used to maximize functional contrast. To cover the full extent of the SC, 8-10 slices are obtained. For each session a structural anatomy with the same slice prescription as the fMRI is also obtained, which is used to align the functional data to a high-resolution reference volume.
In a separate session, for each subject, we create a high-resolution (0.7 mm sampling) reference volume using a T1-weighted sequence that gives good tissue contrast. In the reference volume, the midbrain region is segmented using the ITK-SNAP software application2. This segmentation is used to create a 3D surface representation of the midbrain that is both smooth and accurate3. The surface vertices and normals are used to create a map of depth from the midbrain surface within the tissue4.
Functional data is transformed into the coordinate system of the segmented reference volume. Depth associations of the voxels enable the averaging of fMRI time series data within specified depth ranges to improve signal quality. Data is rendered on the 3D surface for visualization.
In our lab we use this technique for measuring topographic maps of visual stimulation and covert and overt visual attention within the SC1. As an example, we demonstrate the topographic representation of polar angle to visual stimulation in SC.

This article describes techniques to perform high-resolution functional magnetic resonance imaging with 1.2 mm sampling in human midbrain and subcortical structures using a 3T scanner. Use of these techniques to resolve topographic maps of visual stimulation in the human superior colliculus (SC) is given as an example.

Ad alta risoluzione magnetica funzionale per immagini Metodi risonanza per mesencefalo umano

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon ...

Multiphoton Microscopy of Cleared Mouse Brain Expressing YFP

Multiphoton microscopy of intrinsic fluorescence and second harmonic generation (SHG) of whole mouse organs is made possible by optically clearing the organ before imaging.1,2 However, for organs that contain fluorescent proteins such as GFP and YFP, optical clearing protocols that use methanol dehydration and clear using benzyl alcohol:benzyl benzoate (BABB) while unprotected from light3 do not preserve the fluorescent signal. The protocol presented here is a novel way in which to perform whole organ optical clearing on mouse brain while preserving the fluorescence signal of YFP expressed in neurons. Altering the optical clearing protocol such that the organ is dehydrated using an ethanol graded series has been found to reduce the damage to the fluorescent proteins and preserve their fluorescent signal for multiphoton imaging.4 Using an optimized method of optical clearing with ethanol-based dehydration and clearing by BABB while shielded from light, we show high-resolution multiphoton images of yellow fluorescent protein (YFP) expression in the neurons of a mouse brain more than 2 mm beneath the tissue surface.

Multiphoton microscopy of whole mouse organs is possible by optically clearing the organ before imaging, but not all protocols preserve the fluorescent signal of fluorescent proteins. Using an optical clearing method with ethanol-based dehydration and benzyl alcohol:benzyl benzoate clearing, we show high-resolution multiphoton images of whole mouse brain expressing YFP.

Microscopia Multiphoton di cervello di topo Cancellato Esprimere YFP

Multiphoton microscopy of intrinsic fluorescence and second harmonic generation (SHG) of whole mouse organs is made possible by optically clearing the ...

Microdialysis of Ethanol During Operant Ethanol Self-administration and Ethanol Determination by Gas Chromatography

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol. However, ethanol is typically self-administered orally, rather than intravenously like many other drugs of abuse. The pharmacokinetics of orally administered drugs are more complex than intravenously administered drugs. Because understanding the relationship between the pharmacological and behavioral effects of ethanol requires knowledge of the time course of ethanol reaching the brain during and after drinking, we use in vivo microdialysis and gas chromatography with flame ionization detection to monitor brain dialysate ethanol concentrations over time. 
Combined microdialysis-behavioral experiments involve the use of several techniques. In this article, stereotaxic surgery, behavioral training and microdialysis, which can be adapted to test a multitude of self-administration and neurochemical centered hypotheses, are included only to illustrate how they relate to the subsequent phases of sample collection and dialysate ethanol analysis. Dialysate ethanol concentration analysis via gas chromatography with flame-ionization detection, which is specific to ethanol studies, is described in detail. Data produced by these methods reveal the pattern of ethanol reaching the brain during the self-administration procedure, and when paired with neurochemical analysis of the same dialysate samples, allows conclusions to be made regarding the pharmacological and behavioral effects of ethanol.

A method to determine the time course of ethanol concentration in the brains of rats during operant ethanol self-administration is described. Gas chromatography with flame ionization detection is used to quantify ethanol in the dialysate samples, because it has the sensitivity required for the small volumes that are generated.

Microdialisi di etanolo durante la determinazione operante auto-amministrazione ed etanolo etanolo mediante gascromatografia

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol.  ...

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

Intatta Caratterizzazione istologica di Microdevices Brain-impiantati e il tessuto circostante

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the influence of mechanical stress on cellular function is still poorly understood. In part, this knowledge gap exists because few tools enable simultaneous deformation of tissue and cells, imaging of cellular activity in live animals, and efficient restriction of motility in otherwise highly mobile model organisms, such as the nematode Caenorhabditis elegans. The small size of C. elegans makes them an excellent match to microfluidics-based research devices, and solutions for immobilization have been presented using microfluidic devices. Although these devices allow for high-resolution imaging, the animal is fully encased in polydimethylsiloxane (PDMS) and glass, limiting physical access for delivery of mechanical force or electrophysiological recordings. Recently, we created a device that integrates pneumatic actuators with a trapping design that is compatible with high-resolution fluorescence microscopy. The actuation channel is separated from the worm-trapping channel by a thin PDMS diaphragm. This diaphragm is deflected into the side of a worm by applying pressure from an external source. The device can target individual mechanosensitive neurons. The activation of these neurons is imaged at high-resolution with genetically-encoded calcium indicators. This article presents the general method using C. elegans strains expressing calcium-sensitive activity indicator (GCaMP6s) in their touch receptor neurons (TRNs). The method, however, is not limited to TRNs nor to calcium sensors as a probe, but can be expanded to other mechanically-sensitive cells or sensors.

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

New tools for mechanobiology research are needed to understand how mechanical stress activates biochemical pathways and elicits biological responses. Here, we showcase a new method for selective mechanical stimulation of immobilized animals with a microfluidic trap allowing high-resolution imaging of cellular responses.

Utilizzando un dispositivo di microfluidica per stimolazione meccanica e alta risoluzione Imaging di c. elegans

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the ...

High-Resolution 3D Imaging of Rabies Virus Infection in Solvent-Cleared Brain Tissue

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and study the distribution, tropism, and abundance of pathogens inside of organ tissues provides pivotal data on disease development and progression. Using conventional microscopy methods, immunolabeling is mostly restricted to thin sections obtained from paraffin-embedded or frozen samples. However, the limited 2D image plane of these thin sections may lead to the loss of crucial information on the complex structure of an infected organ and the cellular context of the infection. Modern multicolor, immunostaining-compatible tissue clearing techniques now provide a relatively fast and inexpensive way to study high-volume 3D image stacks of virus-infected organ tissue. By exposing the tissue to organic solvents, it becomes optically transparent. This matches the sample&#8217;s refractive indices and eventually leads to a significant reduction of light scattering. Thus, in combination with long free working distance objectives, large tissue sections up to 1 mm in size can be imaged by conventional confocal laser scanning microscopy (CLSM) at high resolution. Here, we describe a protocol to apply deep-tissue imaging after tissue clearing to visualize rabies virus distribution in infected brains in order to study topics like virus pathogenesis, spread, tropism, and neuroinvasion.

Novel, immunostaining-compatible tissue clearing techniques like the ultimate 3D imaging of solvent-cleared organs allow the 3D visualization of rabies virus brain infection and its complex cellular environment. Thick, antibody-labeled brain tissue slices are made optically transparent to increase imaging depth and to enable 3D analysis by confocal laser scanning microscopy.

Imaging 3D ad alta risoluzione dell'infezione da virus della rabbia nel tessuto cerebrale con la rimozione del solvente

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and ...

In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy

Cerebrospinal fluid (CSF) flow in rodents has largely been studied using ex vivo quantification of tracers. Techniques such as two-photon microscopy and magnetic resonance imaging (MRI) have enabled in vivo quantification of CSF flow but they are limited by reduced imaging volumes and low spatial resolution, respectively. Recent work has found that CSF enters the brain parenchyma through a network of perivascular spaces surrounding the pial and penetrating arteries of the rodent cortex. This perivascular entry of CSF is a primary driver of the glymphatic system, a pathway implicated in the clearance of toxic metabolic solutes (e.g., amyloid-&#946;). Here, we illustrate a new macroscopic imaging technique that allows real-time, mesoscopic imaging of fluorescent CSF tracers through the intact skull of live mice. This minimally-invasive method facilitates a multitude of experimental designs and enables single or repeated testing of CSF dynamics. Macroscopes have high spatial and temporal resolution and their large gantry and working distance allow for imaging while performing tasks on behavioral devices. This imaging approach has been validated using two-photon imaging and fluorescence measurements obtained from this technique strongly correlate with ex vivo fluorescence and quantification of radio-labeled tracers. In this protocol, we describe how transcranial macroscopic imaging can be used to evaluate glymphatic transport in live mice, offering an accessible alternative to more costly imaging modalities.

Transcranial optical imaging allows wide-field imaging of cerebrospinal fluid transport in the cortex of live mice through an intact skull.

In vivo Imaging del trasporto del fluido cerebrospinale attraverso il teschio del topo intatto utilizzando la macroscopia di fluorescenza

Cerebrospinal fluid (CSF) flow in rodents has largely been studied using ex vivo quantification of tracers. Techniques such as two-photon microscopy and ...