Name: establishment of human epithelial enteroids and colonoids from whole tissue and biopsy
Uploaded: 2015-03-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
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We gratefully acknowledge Dr. Hans Clevers (Hubrecht Institute for Developmental Biology and Stem Cell Research, Netherlands) for the kind gift of TOPflash cells.
This project was supported in part by NIH-R01DK083325 (MAH); NIH P30 DK078392 (Digestive Health Center); NIH UL1RR026314 (CTSA).

NOTA: Etica Dichiarazione: Tutti sperimentazione utilizzando tessuti umani descritti nel presente documento è stato approvato da un IRB a CCHMC (IRB # 2012-2858; # 2.014-0.427). Il consenso informato per la raccolta dei tessuti, lo stoccaggio e l&#39;uso dei campioni è stato ottenuto da donatori a CCHMC. 1. Preparazione per la Cultura NOTA: Tutti i reagenti sono elencati nella tabella 1. <ol><li> Preparare soluzione stock EDTA come segue: preparare 0,5 M di acido etilendiamminotetraacetico, pH 8 (EDTA) in ultrapura H 2 O, filtro sterilizzato con 0,22 micron filtro. Facoltativamente, conservare la soluzione EDTA stock in RT a tempo indeterminato. </li><li> Preparare tampone chelante come segue: mescolare 2% sorbitolo, 1% di saccarosio, 1% frazione albumina sierica bovina V (BSA) e 1x Gentamicina / soluzione amfotericina in fosfato di Dulbecco tamponata salina senza Ca 2+ e Mg 2+ (DPBS), filtro sterilizzato con 0,22 micron filtro. Preparare il buf chelantefer fresco. </li><li> Preparare medio Wnt-3A condizionata come segue: media Wnt-3A-condizionata è fatta in casa utilizzando la linea cellulare L Wnt-3A secondo le istruzioni del produttore (ATCC, CRL-2647). Supplemento alla media con glutammina 2 mM, HEPES 10 mM, 100 U / ml di penicillina, 100 g / ml di streptomicina, 1 N2 supplemento, 1 B27 supplemento, 1% BSA e filtro sterilizzato con filtro 0,22 micron. NOTA: test ogni lotto per l&#39;attività Wnt usando un test TOPflash. Utilizzare una stabile linea cellulare HEK293 TOPflash (Hans Clevers laboratorio) con un kit di test luciferasi Renilla secondo le istruzioni del produttore. Normalizzare il saggio TOPflash con 100 ng / ml ricombinante Wnt-3A umana. Conferma almeno un&#39;attività di 10 volte cambiamento dei media condizionati rispetto al controllo. Dividere fresco medio Wnt-3A-condizionata in 10 ml aliquote in 15 ml provette coniche e congelare a -20 ° C per un massimo di 6 mesi. Conservare scongelato aliquote fino a 5 giorni a 4 ° C senza perdita di attività. </li><li> Prepare medio minigut umana come segue: Supplemento avanzata DMEM / F12 con glutammina 2 mM, HEPES 10 mM, 100 U / mL di penicillina, 100 g / mL di streptomicina, 1 N2 integratore, 1 B27 supplemento, 1% BSA e filtro sterilizzato con 0,22 Filtro micron. NOTA: Dividere mezzo fresco minigut umano in 10 ml aliquote in 15 ml provette coniche e congelare a -20 ° C per un massimo di 3 mesi. Conservare scongelato aliquote fino a 5 giorni a 4 ° C senza perdita di attività. </li><li> Preparare mezzo completo minigut umana come segue: Preparare fresco prima cultura cripta o medio cambiamento medio minigut umana (cfr 1,4) integrato con il 50% Wnt-3A-condizionata medie (vedi 1.3), 1 mg / ml di R-spondina 1 (1: 1.000 diluizione di 1 mg / ml di brodo), 100 ng Noggin / ml (1: 1.000 diluizione di 100 g / mL archivio), 50 ng / mL EGF (1: 10.000 diluizione di 500 mg / mL archivio), 500 nM A-83 -01 (1: 1.000 diluizione 500 m stock), 10 mM SB202190 (1: 3.000 diluizione 30 magazzino mM), 10 nM [Leu] 15-Gastrina 1 (1: 10.000 diluizione 100 micronazione), Nicotinamide 10 mm (1: 100 diluizione di 1 m stock) e 1 mm N-Acetilcisteina (1: 1.000 diluizione di 1 m stock). NOTA: Conservare i media minigut umani completi fino a 2 giorni a 4 ° C senza perdita di attività. </li></ol> 2. Cripta isolamento da tutto il tessuto NOTA: Dalla collezione tessuti, è essenziale mantenere il campione in soluzione salina. Si raccomanda di mantenere il tessuto in ghiaccio durante il trasporto. Preparazione del campione per l&#39;isolamento della cripta deve essere eseguita appena possibile. NOTA: Tutti i reagenti sono elencate nella Tabella 1, strumenti, attrezzature, e materiali di consumo sono elencate nella tabella 2. <ol><li> Preparare tutti i reagenti prima di iniziare l&#39;esperimento. Scongelare la matrice membrana basale su ghiaccio e pre-incubare una piastra da 24 pozzetti in un CO 2 incubatore a 37 ° C. NOTA: In alternativa fare un sottile strato di matrice membrana basale utilizzando 15 microlitri / pozzetto nel centro di un 24Piastra -well e collocarlo in un incubatore CO 2 a 37 ° C. Questo passaggio facoltativo mantiene seminterrato matrice di membrana come una goccia durante la polimerizzazione. </li><li> Lavare il tessuto con ghiacciata fosfato di Dulbecco tamponata salina senza Ca 2+ e Mg 2+ (DPBS). Proseguire fino al contenuto di DPBS è chiara. </li><li> Usando 0,2 millimetri di diametro minutien perni, fissare il tessuto su un vetro Petri dish siliconata riempito con DPBS gelide. Allungare e pin il tessuto piana con il lato rivolto verso l&#39;alto della mucosa. </li><li> Sotto un microscopio da dissezione, rimuovere la mucosa sovrastante dalla sottomucosa e tessuto connettivo con le forbici micro-dissezione e punta fine pinze curve (Figura 2A, B). </li><li> Allungare e pin la sezionato mucosa piatta sul piatto di vetro siliconato Petri con il lato rivolto verso l&#39;alto della mucosa. La sottomucosa rimanente e del tessuto connettivo possono essere scartati o utilizzati per ulteriori esperimenti (Figura 2C). </li><li> Delicatamenteraschiare la superficie della mucosa con pinze curve. Questo passo è necessario per migliorare la qualità della preparazione. <ol><li> Per tenue, raschiare delicatamente la mucosa per rimuovere i villi. </li><li> Per colon, raschiare delicatamente la mucosa per rimuovere muco e detriti. </li></ol></li><li> Lavare la mucosa 3-4 volte con tampone chelazione ghiacciato per rimuovere villi e detriti. </li><li> Coprire la mucosa con appena preparato tampone chelazione 2mM EDTA (200 ml 0.5 M EDTA in 49,6 ml tampone di chelazione). </li><li> Porre la capsula Petri sul ghiaccio e agitare delicatamente per 30 minuti su un agitatore orbitale orizzontale. </li><li> Lavare il tessuto 3-4 volte con tampone chelazione gelida, senza EDTA. Dopo il lavaggio, lasciare la mucosa in tampone chelazione gelida. </li><li> Elaborare la mucosa sotto un microscopio da dissezione con pinze curve e sottili. Raschiare delicatamente la mucosa per liberare cripte intestinali utilizzando le pinze curve. </li><li> Rimuovere delicatamente la sospensione cripta dalla capsula di Petri con un piPette e le trasferisce in una provetta conica da 50 ml. NOTA: controllare il tessuto per assicurarsi che quasi tutti cripte sono stati rimossi dalla mucosa. </li><li> Filtrare la sospensione cripte attraverso un 150 micron in rete 2 volte. NOTA: controllare il flusso attraverso cripta arricchimento al microscopio (Figura 2D). </li><li> Centrifugare la cripta di sospensione 5 min a 50 xg, 4 ° C. Scartare il surnatante. </li><li> Risospendere il pellet in 5 ml di tampone chelazione ghiacciata. </li><li> Contare il numero di cripte per caduta di 10 microlitri della sospensione dal punto 2.15. Trasferire il numero di cripte necessari per la placcatura a 5 ml tubo a fondo rotondo. Usa 200 a 500 cripte per pozzetto di un piatto 24 pozzetti per stabilire enteroids o colonoids. </li><li> Centrifugare la frazione cripta per 10 minuti a 150 g, 4 ° C. Rimuovere il surnatante. </li><li> Utilizzare cripte per la cultura successiva. </li></ol> 3. Cripta Isolamento da biopsia <ol><li> Preparare tutti i reagenti primainizio dell&#39;esperimento. Scongelare la matrice membrana basale su ghiaccio e pre-incubare una piastra da 24 pozzetti in un CO 2 incubatore a 37 ° C. </li><li> Lavare la biopsia con ghiacciata fosfato di Dulbecco tamponata salina senza Ca 2+ e Mg 2+ (DPBS). </li><li> Usando 0,1 millimetri di diametro minutien perni, fissare la biopsia su un vetro Petri dish siliconata riempito con DPBS gelide. Allungare e pin mucosa piatta con il lato rivolto verso l&#39;alto della mucosa (Figura 2E). </li><li> Raschiare delicatamente la superficie della mucosa con pinze curve per rimuovere villi e detriti. Questo passo è necessario per migliorare la qualità della preparazione. </li><li> Lavare la biopsia 3-4 volte con tampone chelazione ghiacciato per rimuovere villi e detriti. </li><li> Coprire la biopsia con appena preparato tampone chelazione 2mM EDTA (200 ml 0.5 M EDTA in 49,8 ml tampone di chelazione). </li><li> Porre la capsula Petri sul ghiaccio e agitare delicatamente per 30 minuti su un agitatore orbitale orizzontale. </li> &lt;li&gt; Lavare la biopsia 3-4 volte con tampone chelazione gelida, senza EDTA. Dopo il lavaggio, lasciare la biopsia nel buffer di chelazione gelida. </li><li> Elaborare la biopsia sotto un microscopio da dissezione con pinze curve e sottili. Raschiare delicatamente la mucosa per liberare le cripte intestinali con pinze curve. </li><li> Rimuovere delicatamente la sospensione cripta dalla capsula di Petri con una pipetta e trasferirlo in una provetta da 50 ml. NOTA: controllare il tessuto per assicurarsi che quasi tutti cripte sono stati rimossi dalla mucosa. </li><li> Filtrare la sospensione cripta attraverso un nylon 150 micron maglia 2 volte. NOTA: controllare il flusso attraverso cripta arricchimento al microscopio. </li><li> Centrifugare la cripta di sospensione 5 min a 50 xg, 4 ° C. Scartare il surnatante. </li><li> Risospendere il pellet in 1 ml ghiacciata buffer di chelazione. Trasferire la sospensione cripta in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga. </li><li> Centrifuga la frazione cripta per 10 minuti a 150 xg, 4 ° C. Rimuovere il surnatante. &lt;/ Li&gt; <li> Utilizzare cripte per la cultura successiva. </li></ol> 4. Cripta Cultura a matrice di membrana basale <ol><li> Utilizzando puntali pre-refrigerati, risospendere il pellet crypt (dal punto 2.18 o 3.15) in membrana basale matrice (200 a 500 cripte / 50 ml seminterrato matrice di membrana). </li><li> Applicare 50 ml di sospensione cripta a membrana matrice seminterrato per bene sul piatto pre-riscaldato. Lentamente estrarre la matrice di membrana basale nel centro del pozzo. </li><li> Posizionare la piastra a 24 pozzetti a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore per 30 min per permettere una completa polimerizzazione della matrice membrana basale. </li><li> Sovrapporre la matrice membrana basale con 500 ml di mezzo completo minigut umano integrato con 2,5 micron CHIR99021 (1: 4.000 diluizione 10 stock mM) e 2,5 micron Thiazovivin (1: 4.000 diluizione 10 stock mM). </li><li> Incubare la piastra a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore. </li><li> Sostituire il mezzo con Huma fresca completan minigut media ogni 2 giorni. </li></ol> 5. Passaging di Colta Enteroids e Colonoids. NOTA: Passage Enteroids e Colonoids ogni 7 a 10 giorni dopo la placcatura iniziale. In generale, dividere un bene nel 3 a 4 pozzi. <ol><li> Preparare tutti i reagenti prima dell&#39;inizio dell&#39;esperimento. Scongelare la matrice membrana basale su ghiaccio e pre-incubare una piastra da 24 pozzetti in un CO 2 incubatore a 37 ° C. </li><li> Rimuovere il supporto con punte sterili e overlay con 1 ml di DPBS ghiacciate. </li><li> Pipetta avanti e indietro con una punta di 1.000 ml. Trasferire la soluzione in un nuovo tubo da 15 ml. </li><li> Aggiungere 2 ml di terreno minigut umana integrata con 5% FBS per 1 ml di terreno. </li><li> Centrifugare la soluzione per 5 min a 50 xg, a 4 ° C. Scartare il surnatante. </li><li> Risospendere il pellet con 2 ml di dissociazione cellulare dell&#39;enzima supplementato con 10 mM Y-27632 (1: 1.000 diluizione 10 stock mM). Incubare per 5 min a 37 ° C in un bagno d&#39;acqua. </li><li> Dissociare il grumi di cellule utilizzando una siringa da 3 ml Luer-Lock dotato di un 18-G di riempimento / ago smussato. Pipetta delicatamente la soluzione avanti e indietro con la siringa per 10 volte. </li><li> Centrifugare la sospensione per 5 minuti a 500 xg, a 4 ° C. Scartare il surnatante. </li><li> Utilizzando puntali pre-refrigerati, risospendere il pellet cellulare in matrice di membrana basale. </li><li> Applicare 50 ml di sospensione cripta a membrana matrice seminterrato per bene sul piatto pre-riscaldato. Lentamente estrarre la matrice di membrana basale nel centro del pozzo. </li><li> Posizionare la piastra a 24 pozzetti a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore per 20 min per permettere una completa polimerizzazione della matrice membrana basale. </li><li> Sovrapporre la matrice membrana basale con 500 ml di mezzo completo minigut umano integrato con 10 pM Y-27632 (1: 1.000 diluizione 10 stock mM). </li><li> Incubare la piastra a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore. </li><li> Dopo 2 giorni, Sostituire il mezzo con fresco mezzo completo minigut umano supplementato con 10 micron Y-27632 (1: 1.000 diluizione 10 stock mM). Successivamente, sostituire il mezzo fresco con mezzo completo, minigut umana ogni altro giorno. </li></ol> 6. Il congelamento di Colta Enteroids e Colonoids NOTA: Di solito congelare un pozzetto in 2-3 cryovials. <ol><li> Ripetere i punti da 5.1 a 5.8. </li><li> Risospendere il pellet con il mezzo di congelamento freddo. Trasferire 1 ml di congelamento soluzione in una provetta Microbank ™ etichetta. Posizionare il esageratamente in un recipiente congelamento contenente 500 ml di alcool isopropilico. </li><li> Trasferire il contenitore di congelamento di un C congelatore 80 ° per 24 ore, poi il trasferimento esageratamente allo stoccaggio di azoto liquido. NOTA: Conservare Enteroids e Colonoids fino a 1 anno. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Questo metodo fornisce un sistema completo riprodurre linee dell&#39;epitelio intestinale e dinamiche epiteliali che costituiscono un utile strumento per studiare la biologia epiteliale intestinale. Il metodo presentato qui è stato adattato dallo studio murino originale di Sato e Clevers 22 che si traduce in modo efficiente in enteroids umani e colonoids. Qui, abbiamo scelto manualmente le cripte per microdissezione per evitare contaminanti cellulari. Questo metodo permette una visualizzazione diretta delle cripte e porta a consistenza straordinari rispetto alla raccolta cripta originale &quot;agitando&quot;. Altri gruppi hanno sviluppato tecniche simili utilizzando approcci leggermente diversi soprattutto sostituiscono la chelazione da EDTA con collagenasi 25. Oltre alle differenze di raccolta cripta, tali tecniche utilizzano un supporto definito che è necessaria per far crescere i enteroids umani in coltura 22. Per aumentare l&#39;efficienza crescita a crypt semina, aggiungiamo un inibitore GSK3 (CHIR99021)per i primi due giorni a 12. La movimentazione del tessuto o biopsie è importante e l&#39;isolamento cripta deve essere eseguita non appena il tessuto arriva in laboratorio. Tuttavia, ritardata isolamento e la coltura cripta potrebbero essere eseguite fino a 24 ore dopo la raccolta del tessuto (dati non mostrati) come precedentemente descritto per il tessuto murino 26. Il tessuto intestinale deve essere posto in una provetta conica completamente riempito con DPBS per evitare perturbazioni del tessuto devono essere mantenuti a 4 ° C. La preparazione ritardata permette per trasporto tessuto ma la variazione di temperatura deve essere evitato durante il trasporto. Il tempo complessivo necessario per il fasciame cripta iniziale è di circa 2 ore con 15 a 30 minuti per elaborare il tessuto e da 1 a 2 ore per isolare e piastra cripta. La microdissezione del tessuto è un fattore determinante e predicato di una preparazione crypt pulito. Tuttavia, il rilascio cripta mano tremare, come descritto in diversi protocolli è possibile 22,23. Nonostante le analogie con il sistema enteroid murino (enteroids), le enteroids umani richiedono specifiche molecole per migliorare e sostenere la loro crescita nel tempo. I fattori di crescita, EGF, Noggin, R-spondina vengono utilizzati in modo simile ai organoidi epiteliali murine. Tuttavia, l&#39;uso di Wnt-3A è critica. Abbiamo notato che la formazione e l&#39;efficienza di crescita è maggiore utilizzando un mezzo condizionato Wnt-3A rispetto alla proteina umana ricombinante. Contemporaneamente, abbiamo dimostrato condizioni di coltura migliorate utilizzando un inibitore della chinasi glicogeno sintasi 3 (CHIR99021) 12. Fattori di crescita ricombinanti potrebbero essere sostituiti da Wnt-3A, R-spondina, e Noggin condizionato-media. Una linea L-cell-Wnt-3A espressione è disponibile in commercio (ATCC). Altri gruppi hanno sviluppato R-spondina 1- 23,27, Noggin- 19, e Wnt-3A / R-spondin3 / Noggin- 28 esprimere linee cellulari. Due inibitori piccole molecole vengono utilizzati nella cultura media e sono necessari per il mantenimento della cultura 29. A-83-01 è un inibitore selettivo della trasformazione β fattore di crescita e Activin / recettori nodali (activina-like chinasi 4, 5, 7) e SB202190 è un inibitore della proteina chinasi p38 mitogeno-attivata (MAPK). Entrambi gli inibitori sono stati utilizzati rispettivamente per sostenere umana indotte pluripotenti cellule staminali di auto-rinnovamento e di stabilire naïve cellule staminali pluripotenti umane 30-32. Inoltre, nicotinamide, un precursore di nicotinamide adenina dinucleotide, è necessario per mantenere enteroids ed espansione colonoids in modo lungo termine 22,29. La chelazione EDTA è un passo importante in quanto determina il rendimento dalla preparazione cripta. Abbiamo avuto successo con 2 trattamento mM EDTA. Tuttavia, la concentrazione EDTA può essere modificato da 2 mM a 15 mM relative al tipo di tessuto. In tal caso, il tempo di incubazione deve essere determinato empiricamente. Dopo la placcatura iniziale, la cripta arrotonderà-up e alla fine formano enteroids. Tuttavia, i enteroids o colonoids spesso mostrano un fenotipo &quot;radice&quot; formando sfere con poco o nessun cellule differenziate. In tal caso, la differenziazione può essere avviata prelevando Wnt-3A, nicotinamide e l&#39;inibitore p38 MAPK. L&#39;uso di inibitori Notch come DAPT o DBZ aiuta migliorare la differenziazione all&#39;interno dei enteroids 22. Questo modello ricapitola la fisiologia intestinale con eventi-cripta erba continui derivanti da un compartimento di cellule staminali e domini epiteliali dei villi-like contenenti sia di assorbimento e di secrezione differenziata lignaggi. È interessante notare che questo sistema non contiene cellule mesenchimali e utilizza specifiche condizioni dei media per soddisfare i requisiti del segnale di nicchia. Come il modello murino, enteroids umani possono essere generati da isolate cellule epiteliali intestinali per testare la capacità di queste cellule di funzionare come una cellula staminale. Sevestudi ral hanno utilizzato gruppo di marcatori di differenziazione (CD44, CD24 e CD166) e le cellule positive EphB2 per arricchire per le cellule con proprietà staminali 12,23,33. Insieme, questi studi dimostrano l&#39;utilità di enteroids umane culture per testare la staminalità. Altri ricercatori stanno utilizzando questo modello per studiare malattie intestinali quali le malattie infettive diarroiche, la fibrosi cistica, o tumori colorettali 22,34-37. Questi studi dimostrano che enteroids umani costituiscono un modello affidabile malattia umana con la possibilità di muoversi in direzione di uno screening personalizzato. Enteroids umani possono essere geneticamente modificati utilizzando trasfezione DNA o infezione con particelle virali 38. Ciò fornisce un potente strumento per studiare le funzioni specifiche del gene nei organoidi epiteliali umane o correggere le mutazioni genetiche. Recentemente, Schwank e colleghi hanno dimostrato la possibilità di modificare il genoma con il sistema CRISPR / Cas9 e correggere la mutazione sul gene CFTR causando acfibrosi ystic 24. Enteroids umane costituiscono un sistema prezioso per lo studio delle cellule staminali intestinali e epiteliali della mucosa biologia e servire come un sistema sperimentale romanzo di studiare sia normale e anormale fisiologia gastrointestinale.

L&#39;epitelio rivestimento del tratto gastrointestinale è in costante rinnovamento. Questo processo è innescato da proliferazione delle cellule staminali intestinali (ISC) che producono continuamente progenie di sostituire rapidamente l&#39;epitelio intestinale come si gira. Il vano proliferativa comprendente le ISC si limita al fondo delle cripte. Le ISC danno origine a una progenie che alla fine differenziarsi in assorbimento o lignaggi secretoria. Spostamento dalla cripta e sulla villi o la superficie epitelio, cellule si differenziano progressivamente quando migrano verso l&#39;alto prima di esfoliazione nel lume 1. ISC danno origine a tutti i tipi di cellule epiteliali intestinali tra cui enterociti, cellule, cellule microfold enteroendocrine, cellule del calice, cellule ciuffo e cellule Paneth. Il colon è caratterizzato da cripte allungati composte principalmente di colonociti e cellule calice, con enteroendocrine sparse e cellule ciuffo 2. Ex vivo culsistemi ture costituiscono strumento promettente per lo studio ISC manutenzione e omeostasi tessuto intestinale. Tuttavia, è difficile fare affidamento su tecnologie di coltura di tessuti come condizioni fisiologiche non sono completamente riprodotti e il microambiente epiteliale spesso alterati 3,4. Un grande passo avanti nel campo ISC è stata la creazione di tecniche di coltura di tessuti per mantenere ed espandere i singoli CSI murini utilizzando fattori di crescita definiti per sostituire i normali segnali di nicchia intestinale. Condizioni di coltura a lungo termine sono stati descritti da Sato et al., In cui singoli cripte o cellule staminali isolate dalla epitelio intestinale crescono a formare strutture epiteliali 3-dimensionale compresa più domini cripta simili 5-7. Queste strutture tridimensionali subiscono eventi di fissione per espandere continuamente. È interessante notare, tutti i tipi di cellule intestinali specifici del tessuto di origine vengono prodotti e così vengono estrusi in un lume 8. Usando modifiche di questo sistema, epitelialeorganoidi possono essere generati dallo stomaco, intestino tenue e colon. Più specificamente, organoidi epiteliali dell&#39;intestino tenue sono enteroids 9, e quelli del colon sono colonoids 9,10. Questi epiteliali sistemi di coltura organoide sono stati utilizzati per testare la capacità di isolate cellule singole a funzionare come cellule staminali in vitro, testando così la &quot;staminalità&quot; di cellule isolate 5,6,10-15. Altri ricercatori hanno usato sia enteroids e colonoids per studiare la funzione di singole cellule epiteliali 16-21. Così, le culture e enteroid colonoid possono essere utilizzati per valutare sia le funzioni di staminali e di cellule non-staminali e dare una nuova visione delle interazioni cellulari fondamentali all&#39;interno dell&#39;intestino. Nel 2011, Sato e colleghi generato cultura a lungo termine di organoidi epiteliali derivati ​​dal piccolo intestino umano e colon 22,23. Oltre alle differenze nella composizione media, le enteroids epiteliali umanee colonoids presentano le stesse caratteristiche come la loro controparte murina. Inoltre, possono essere generati da tessuti malati come l&#39;esofago di Barrett, adenoma o adenocarcinoma, e fibrosi cistica 22,24. Enteroids umane costituiscono un sistema prezioso per lo studio delle cellule staminali intestinali e epiteliali della mucosa biologia e servire come un sistema sperimentale romanzo studiare la fisiologia gastrointestinale sia normale e anormale 3. Qui si descrivono i metodi per stabilire enteroids e colonoids dal piccolo intestino umano e cripte del colon (Figura 1). In questa recensione metodologica, sottolineiamo la raccolta cripta dal tessuto insieme e biopsie. Abbiamo Ricapitoliamo le modalità di coltura che sono essenziali per la crescita e il mantenimento di enteroids e colonoids umani e le possibili strategie sperimentali svolte da questo modello di successo.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Phosphate buffered saline Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt;, Mg&lt;sup&gt;2+ &lt;/sup&gt;free (DPBS)</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>431788</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Fischer Scientific</td><td>BP439-500</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Fischer Scientific</td><td>BP220-1</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA) Fraction V</td><td>Fischer Scientific</td><td>BP1600-100</td><td></td></tr><tr><td>Gzntamycin/Amphotericin B solution</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>R-015-10</td><td></td></tr><tr><td>Wnt-3A conditioned medium</td><td>in house</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Advanced DMEM/F12</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>12634-028</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 1M</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX (glutamine)</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>N2 Supplement</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 Supplement</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>N-Acetylcysteine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9165-5G</td><td></td></tr><tr><td>Nicotidamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>N0636</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel, GFR, Phenol free (basement membrane matrix)</td><td>Corning</td><td>356231</td><td></td></tr><tr><td>human recombinant Noggin</td><td>R&amp;amp;D</td><td>6057-NG/CF</td><td></td></tr><tr><td>human recombinant R-Spondin</td><td>Preprotech</td><td>120-38</td><td></td></tr><tr><td>human recombinant EGF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9644-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Y0503-1MG</td><td></td></tr><tr><td>A-83-01</td><td>Tocris</td><td>2939</td><td></td></tr><tr><td>SB202190</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7067-5MG</td><td></td></tr><tr><td>human [Leu]15-Gastrin 1</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G9145-.1MG</td><td></td></tr><tr><td>CHIR99021</td><td>Stemgent</td><td>04-0004</td><td></td></tr><tr><td>Thiazovivin</td><td>Stemgent</td><td>04-0017</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE Express Enzyme (1X), phenol red (cell dissociation enzyme)</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>12605-010</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>10082-147</td><td></td></tr><tr><td>CTS Synth-a-Freeze Medium (freezing medium)</td><td>Life technologies; Gibco</td><td>A13713-01</td><td></td></tr><tr><td>L Wnt-3A cell line</td><td>ATCC</td><td>CRL-2647</td><td></td></tr><tr><td>Renilla luciferase assay</td><td>Promega</td><td>E2710</td><td></td></tr><tr><td>human recombinant Wnt-3A</td><td>R&amp;amp;D</td><td>5036-WN/CF</td><td></td></tr><tr><td>HEK293 TOPflash cell line</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

establishment of human epithelial enteroids and colonoids from whole tissue and biopsy

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem cells (ISCs) and progeny that progressively migrate and differentiate toward the tip of the villi. These processes, essential for gastrointestinal homeostasis, have been extensively studied using multiple approaches. Ex vivo technologies, especially primary cell cultures have proven to be promising for understanding intestinal epithelial functions. A long-term primary culture system for mouse intestinal crypts has been established to generate 3-dimensional epithelial organoids. These epithelial structures contain crypt- and villus-like domains reminiscent of normal gut epithelium. Commonly, termed &#8220;enteroids&#8221; when derived from small intestine and &#8220;colonoids&#8221; when derived from colon, they are different from organoids that also contain mesenchyme tissue. Additionally, these enteroids/colonoids continuously produce all cell types found normally within the intestinal epithelium. This in vitro organ-like culture system is rapidly becoming the new gold standard for investigation of intestinal stem cell biology and epithelial cell physiology. This technology has been recently transferred to the study of human gut. The establishment of human derived epithelial enteroids and colonoids from small intestine and colon has been possible through the utilization of specific culture media that allow their growth and maintenance over time. Here, we describe a method to establish a small intestinal and colon crypt-derived system from human whole tissue or biopsies. We emphasize the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

La figura 2D mostra un tipico esempio di cripte appena isolate da tutto il tessuto (Figura 2D). Il numero di cripte isolate da una biopsia è inferiore nel tessuto intero. Utilizzando pinze capacità standard di biopsia con ago, di solito effettuiamo due morsi biopsia su un unico passaggio. Ogni risultati morso biopsia in una superficie 10 mm 2 con una media di 50 a 100 cripte per biopsia (Figura 2F). Dopo la cultura in matrice membrana basale, le cripte completano a formare enterospheres per tenue e colonospheres per colon. La cripta erba di solito si verifica entro 5 o 6 giorni, dopo la semina. Tuttavia non è raro vedere sia enteroids (enteroids) o colonoids (colonoids) formano sfere della matrice membrana basale (Figura 3A-C, Movie 1). Il passaging può essere effettuata dopo 7 giorni, a seconda delle dimensioni delle enteroids. Il enteroids o colonoids establmentata da biopsie subiscono lo stesso sviluppo della cultura. Tuttavia, poiché la densità cripta di semina è inferiore, il passaging viene di solito effettuata dopo 10 a 12 giorni di coltura (figura 4a, b). Enteroids e colonoids culture espandono in modo riproducibile. Entrambi enteroids e colonoids presentano un lato luminale e sono rivestiti con un epitelio (Figura 5A, B). Le cellule proliferative si possono osservare nei enteroids e si trovano all&#39;interno delle punte del germoglio (figura 5C, D). Confocale di enteroids colorati con E-caderina (Ecad) mostra le cellule epiteliali (Figura 5E). Sia enteroids e colonoids possono essere stabiliti dal tessuto ottenuti da pazienti affetti da malattie genetiche / congenite. La figura 6 mostra enteroids rappresentativi che crescono da un paziente con fibrosi cistica (Figura 6A) e una enteropatia trapunto a causa di una mutazione congenita nell&#39;annuncio cellule epitelialigene coesio molecola (EpCAM) (Figura 6B). Oltre al difetto genetico, i enteroids non presentano differenze di condizioni basali. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig1highres.jpg" /> Figura 1. Flusso di lavoro di cripte dissociazione e la generazione di enteroids umani e colonoids in coltura. Cripte (dal piccolo intestino o colon umano) sono isolati dal EDTA chelazione. Cripte coltivate formano enteroids per l&#39;intestino tenue e colonoids per il colon. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig2highres.jpg" /> Figura 2. processo di dissezione per l&#39;isolamento cripta. (A) L&#39;intestino tenue specimen è allungata e appuntato piatta in una capsula di Petri siliconata. (B) La mucosa è separata dalla sottomucosa sottostante. (C) La mucosa sezionato è allungata e appuntato piatta in una capsula di Petri siliconata. (D) Dopo EDTA chelazione, cripte sono isolate dal tessuto. (E) Una biopsia è allungata e appuntato piatta in una capsula di Petri siliconata. (F) Dopo EDTA chelazione, cripte sono isolati dalla biopsia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig3highres.jpg" /> Figura 3. cultura Cripta e enteroid umana e la generazione colonoid dal tessuto intero. (A) cripte digiunale placcato in matrice membrana basale dopo l&#39;isolamento. Le cripte stanno chiudendo dopo 3 a 4 ore e iniziano a palloncino fino a formare enterospheres oltre tale termine. In 7 giorni, le enteroids digiunali si formano. (B) Dopo l&#39;isolamento e la cultura, cripte ileali si comportano come le cripte digiunali e forma enteroids ileale. (C) cripte del colon sono placcati in matrice membrana basale dopo l&#39;isolamento. Le cripte stretti e formano colonoids dopo 7 giorni (bar Scala: 100 micron). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig4highres.jpg" /> Figura 4. cultura Cripta e enteroid umana e la generazione colonoid dalla biopsia. (A) cripte duodenali placcato in matrice membrana basale dopo l&#39;isolamento. Le cripte stanno chiudendo dopo 3 a 4 ore e iniziano a palloncino fino Beyond questa volta a formare enterospheres. In 7 giorni, le enteroids si formano. (B) Dopo l&#39;isolamento e la cultura, cripte del colon sono placcati in matrice di membrana basale. Le cripte vicino a formare colonospheres poi colonoids dopo 7 giorni (bar Scala: 100 micron). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig5highres.jpg" /> Figura 5. intestinali lignaggi dei enteroids umane. (A) enteroid umana dopo 6 giorni di coltura. (B) sezioni ematossilina-eosina dei enteroids in (A) dimostrare l&#39;epiteliali che rivestono (bar Scala: 100 micron). (CD) confocale di enteroids dopo EdU colorazione (magenta) indica la presenza di cellule proliferative. (E </strong&gt;) confocale del enteroids dimostra la presenza di: E-caderina per le cellule epiteliali (ECAD, verde) (bar Scala:. 50 micron) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52483/52483fig6highres.jpg" /> Figura 6. cultura Cripta e la generazione enteroid umana dal tessuto malato. (A) Enteroids stabilito da un campione di fibrosi cistica. (B) Enteroids stabilito da un congenito esemplare tufting enteropatia (barre di scala: 100 micron). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/52483fig6large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Movie 1. Enterosphere formando enteroid umano nella cultura. 32 hr temporali girie filmato mostra un enterosphere stabilita dal piccolo intestino umano scomparsa per formare un enteroid in cultura. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/52483/Movie1_v2.mp4" target="_blank">Clicca qui per vedere il video.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Solvente </td><td> Archivio Concentrazione </td><td> Concentrazione finale </td><td> Commento </td></tr><tr><td> Fosfato di Dulbecco tamponata salina Ca 2+, Mg 2+ gratuito (DPBS) </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 14190-144 </td><td> - </td><td> - </td><td> 1x </td><td></td></tr><tr><td> Etilendiammina tetraacetico (EDTA) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 431.788 </td><td> Ultrapure dH 2 O </td><td&gt; 0.5 M </td><td> 2 mm </td><td></td></tr><tr><td> Sorbitolo </td><td> Fischer Scientific </td><td> BP439-500 </td><td> DPBS </td><td> Polvere </td><td> 2% </td><td></td></tr><tr><td> Saccarosio </td><td> Fischer Scientific </td><td> BP220-1 </td><td> DPBS </td><td> Polvere </td><td> 1% </td><td></td></tr><tr><td> Albumina di siero bovino (BSA) Frazione V </td><td> Fischer Scientific </td><td> BP1600-100 </td><td> DPBS </td><td> Polvere </td><td> 1% </td><td></td></tr><tr><td> Soluzione Gzntamycin / amfotericina B </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> R-015-10 </td><td> - </td><td> 500x </td><td> 1x </td><td></td></tr><tr><td> Wnt-3A conditionned medio </td><td> in casa </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td></td></tr><tr><td> Avanzate DMEM / F12 </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 12634-028 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td></td></tr><tr><td> HEPES 1M </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 15630-080 </td><td> - </td><td> 1 M </td><td> 10 mM </td><td></td></tr><tr><td> Glutamax (glutamina) </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 35050-061 </td><td> - </td><td> 100X </td><td> 1X </td><td></td></tr><tr><td> Penicillina-streptomicina (10.000 U / mL) </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 15140-148 </td><td> - </td><td> 100X </td><td> 1X </td><td></td></tr><tr><td> N2 Supplemento </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 17502-048 </td><td> - </td><td> 100X </td><td> 1X </td><td></td></tr><tr><td> B27 Supplemento </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 17504-044 </td><td> - </td><td> 50X </td><td> 1X </td><td></td></tr><tr><td> N-Acetilcisteina </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A9165-5G </td><td> DPBS </td><td> 1 M </td><td> 1 mM </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Nicotidamide </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> N0636 </td><td> DPBS </td><td> 1 M </td><td> 10 mM </td><td></td></tr><tr><td> Matrigel, GFR, fenolo (matrice membrana basale) gratis </td><td> Corning </td><td> 356.231 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> RICHIESTO </td></tr><tr><td> Noggin ricombinante umana </td><td> R &amp; S </td><td> 6057-NG / CF </td><td> DPBS </td><td> 100 ug / ml </td><td> 100 ng / ml </td><td rowspan="3"> Altri fornitori: R &amp; S; Anaspec e Preprotech </td></tr><tr><td> umana ricombinante R-spondina </td><td> Preprotech </td><td> 120-38 </td><td> DPBS </td><td> 1 mg / ml </td><td> 1 ug / ml </td></tr><tr><td> EGF ricombinante umana </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> E9644-.2MG </td><td> DBPs </td><td> 500 mg / ml </td><td> 50 ng / ml </td></tr><tr><td> Y-27632 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> Y0503-1MG </td><td> DPBS </td><td> 10 mM </td><td> 10 mM </td><td></td></tr><tr><td> A-83-01 </td><td> Tocris </td><td> 2939 </td><td> DMSO </td><td> 500 micron </td><td> 500 nM </td><td></td></tr><tr><td> SB202190 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S7067-5MG </td><td> DMSO </td><td> 30 mM </td><td> 10 mM </td><td></td></tr><tr><td> umana [Leu] 15-Gastrin 1 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G9145-.1MG </td><td> DPBS </td><td> 100 pM </td><td> 10 nM </td><td></td></tr><tr><td> CHIR99021 </td><td> Stemgent </td><td> 04-0004 </td><td> DMSO </td><td> 10 mM </td><td> 2,5 micron </td><td></td></tr><tr><td> Thiazovivin </td><td> Stemgent </td><td> 04-0017 </td><td> DMSO </td><td> 10 mM </td><td> 2,5 micron </td><td></td></tr><tr><td> TrypLE espresso Enzyme (1X), rosso fenolo (cellule dissociazione enzimatica) </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 12605-010 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Per passaging </td></tr><tr><td> Siero fetale bovino </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> 10082-147 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Per passaging </td></tr><tr><td> CTS Synth-a-Freeze (media di congelamento) Medium </td><td> Life Technology; Gibco </td><td> A13713-01 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Per il congelamento </td></tr><tr><td> Linea cellulare L Wnt-3A </td><td> ATCC </td><td> CRL-2647 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Wnt-3A conditionned produzione di media </td></tr><tr><td> Renilla test luciferasi </td><td> Promega </td><td> E2710 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Wnt-3A conditionned attività dei media </td></tr><tr><td> umana ricombinante Wnt-3A </td><td> R &amp; S </td><td> 5036-WN / CF </td><td> DPBS </td><td> 100 ug / ml </td><td> 100 ng / ml </td><td&gt; Wnt-3A conditionned attività dei media </td></tr><tr><td> Linea cellulare HEK293 TOPflash </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> Wnt-3A conditionned attività dei media; Regalo da laboratorio di Hans Clevers </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Elenco dei reagenti dettagliato con il produttore preferito e numero di catalogo. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Attrezzatura </td><td> Consumabili </td><td> Strumenti </td></tr><tr><td> Cappa a flusso laminare </td><td> 15 e 50 ml provette coniche </td><td> Dumont # 5 pinze normali (FST; # 11251-20) </td></tr><tr><td> CO 2 Incubatore </td><td> Tubi microcentrifuga </td><td> Dumont # 7, curve pinza sottile (FST; # 11274-20) </td></tr><tr><td> Stereomicroscopio </td><td> Piastre da 24 pozzetti </td><td> Forbici Belle (FST; # 14060-09) </td></tr><tr&gt; <td> Centrifuga </td><td> 0.22 micron filtri (Sartorius) </td><td> Forbici primavera Vännäs (FST; # 15018-10) </td></tr><tr><td> Shaker orbitale </td><td> Pipette sierologiche </td><td> 0,2 millimetri di diametro minutien perni (FST; # 26002-20) </td></tr><tr><td> Contenitore congelamento (Nalgene) </td><td> Suggerimenti micropipetta </td><td> 0,1 millimetri di diametro minutien perni (FST; # 26002-10) </td></tr><tr><td> Sylgard 184 Silicone (Dow Corning) </td><td> 150 micron aperture di maglia, lo screening di nylon (Dynamic Aqua-fornitura) </td><td></td></tr><tr><td> Piatto di vetro Petri </td><td> 5 ml tubi in polipropilene a fondo tondo (Falcon) </td><td></td></tr><tr><td> Pipetta sierologica </td><td> 18G ago riempimento smussato (BD) </td><td></td></tr><tr><td> Micropipetta </td><td> 3 ml lsyringes con punte Luer-Lock (BD) </td><td></td></tr><tr><td></td><td> Cryovials </td><td></td></tr></tbody></table><strong&gt; Tabella 2. dettagliata di consumo, strumenti, e le attrezzature necessarie per l&#39;isolamento e la coltura cripta.

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Establishment of Human Epithelial Enteroids and Colonoids from Whole Tissue and Biopsy

We describe a method to establish human enteroids from small intestinal crypts and colonoids from colon crypts collected from both surgical tissue and biopsies. In this methodological article, we present the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

Istituzione di umano epiteliali Enteroids e Colonoids dal tessuto intero e biopsia

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem ...

establishment-human-epithelial-enteroids-colonoids-from-whole-tissue

Research

JoVE Journal

Medicine

34.7K Views.  Cincinnati Children's Hospital Medical Center. We describe a method to establish human enteroids from small intestinal crypts and colonoids from colon crypts collected from both surgical tissue and biopsies. In this methodological article, we present the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

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Real-time Measurement of Epithelial Barrier Permeability in Human Intestinal Organoids

Advances in 3D culture of intestinal tissues obtained through biopsy or generated from pluripotent stem cells via directed differentiation, have resulted in sophisticated in vitro models of the intestinal mucosa. Leveraging these emerging model systems will require adaptation of tools and techniques developed for 2D culture systems and animals. Here, we describe a technique for measuring epithelial barrier permeability in human intestinal organoids in real-time. This is accomplished by microinjection of fluorescently-labeled dextran and imaging on an inverted microscope fitted with epifluorescent filters. Real-time measurement of the barrier permeability in intestinal organoids facilitates the generation of high-resolution temporal data in human intestinal epithelial tissue, although this technique can also be applied to fixed timepoint imaging approaches. This protocol is readily adaptable for the measurement of epithelial barrier permeability following exposure to pharmacologic agents, bacterial products or toxins, or live microorganisms. With minor modifications, this protocol can also serve as a general primer on microinjection of intestinal organoids and users may choose to supplement this protocol with additional or alternative downstream applications following microinjection.

This protocol describes the measurement of epithelial barrier permeability in real-time following pharmacologic treatment in human intestinal organoids using fluorescent microscopy and live cell microscopy.

Misura in tempo reale di permeabilità della barriera epiteliale in Organoids intestinale umana

Advances in 3D culture of intestinal tissues obtained through biopsy or generated from pluripotent stem cells via directed differentiation, have resulted ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

A Novel Human Epithelial Enteroid Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is a devastating disease of newborn infants. It is characterized by multiple pathophysiologic alterations in the human intestinal epithelium, leading to increased intestinal permeability, impaired restitution, and increased cell death. Although there are numerous animal models of NEC, response to injury and therapeutic interventions may be highly variable between species. Furthermore, it is ethically challenging to study disease pathophysiology or novel therapeutic agents directly in human subjects, especially children. Therefore, it is highly desirable to develop a novel model of NEC using human tissue. Enteroids are 3-dimensional organoids derived from intestinal epithelial cells. They are ideal for the study of complex physiologic interactions, cell signaling, and host-pathogen defense. In this manuscript we describe a protocol that cultures human enteroids after isolating intestinal stem cells from patients undergoing bowel resection. The crypt cells are cultured in media containing growth factors that encourage differentiation into the various cell types native of the human intestinal epithelium. These cells are grown in a synthetic, collagenous mix of proteins that serve as a scaffold, mimicking the extra-cellular basement membrane. As a result, enteroids develop apical-basolateral polarity. Co-administration of lipopolysaccharide (LPS) in media causes an inflammatory response in the enteroids, leading to histologic, genetic, and protein expression alterations similar to those seen in human NEC. An experimental model of NEC using human tissue may provide a more accurate platform for drug and treatment testing prior to human trials, as we strive to identify a cure for this disease.

Enteroids are emerging as a novel model in the study of human disease. The protocol describes how to simulate an enteroid model of human necrotizing enterocolitis using lipopolysaccharide (LPS) treatment of enteroids generated from neonatal tissue. Collected enteroids demonstrate inflammatory changes akin to those seen in human necrotizing enterocolitis.

Un nuovo modello Enteroid epiteliali umane di enterocolite necrotizzantesi

Necrotizing enterocolitis (NEC) is a devastating disease of newborn infants. It is characterized by multiple pathophysiologic alterations in the human ...

Immunologia e infezioni

Human Colonoid Monolayers to Study Interactions Between Pathogens, Commensals, and Host Intestinal Epithelium

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal epithelium. Due to their closed structures and significant supporting extracellular matrix, 3D cultures are not ideal for host-pathogen studies. Enteroids or colonoids can be grown as epithelial monolayers on permeable tissue culture membranes to allow manipulation of both luminal and basolateral cell surfaces and accompanying fluids. This enhanced luminal surface accessibility facilitates modeling bacterial-host epithelial interactions such as the mucus-degrading ability of enterohemorrhagic E. coli (EHEC) on colonic epithelium. A method for 3D culture fragmentation, monolayer seeding, and transepithelial electrical resistance (TER) measurements to monitor the progress towards confluency and differentiation are described. Colonoid monolayer differentiation yields secreted mucus that can be studied by the immunofluorescence or immunoblotting techniques. More generally, enteroid or colonoid monolayers enable a physiologically-relevant platform to evaluate specific cell populations that may be targeted by pathogenic or commensal microbiota.

Here, we present a protocol to culture human enteroid or colonoid monolayers that have intact barrier function to study host epithelial-microbiota interactions at the cellular and biochemical level.

Monostrati Colonoid umana per studiare le interazioni tra gli agenti patogeni, Commensals ed epitelio intestinale Host

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal ...

Co-Culture of Murine Small Intestine Epithelial Organoids with Innate Lymphoid Cells

Complex co-cultures of organoids with immune cells provide a versatile tool for interrogating the bi-directional interactions that underpin the delicate balance of mucosal homeostasis. These 3D, multi-cellular systems offer a reductionist model for addressing multi-factorial diseases and resolving technical difficulties that arise when studying rare cell types such as tissue-resident innate lymphoid cells (ILCs). This article describes a murine system that combines small intestine organoids and small intestine lamina propria derived helper-like type-1 ILCs (ILC1s), which can be readily extended to other ILC or immune populations. ILCs are a tissue-resident population that is particularly enriched in the mucosa, where they promote homeostasis and rapidly respond to damage or infection. Organoid co-cultures with ILCs have already begun shedding light on new epithelial-immune signaling modules in the gut, revealing how different ILC subsets impact intestinal epithelial barrier integrity and regeneration. This protocol will enable further investigations into reciprocal interactions between epithelial and immune cells, which hold the potential to provide new insights into the mechanisms of mucosal homeostasis and inflammation.

This protocol offers detailed instructions for establishing murine small intestine organoids, isolating type-1 innate lymphoid cells from the murine small intestine lamina propria, and establishing 3-dimensional (3D) co-cultures between both cell types to study bi-directional interactions between intestinal epithelial cells and type-1 innate lymphoid cells.

Co-coltura di organoidi epiteliali murini dell'intestino tenue con cellule linfoidi innate

Complex co-cultures of organoids with immune cells provide a versatile tool for interrogating the bi-directional interactions that underpin the delicate ...

In Vitro Apical-Out Enteroid Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is a devastating disease affecting preterm infants, characterized by intestinal inflammation and necrosis. Enteroids have recently emerged as a promising system to model gastrointestinal pathologies. However, currently utilized methods for enteroid manipulation either lack access to the apical surface of the epithelium (three-dimensional [3D]) or are time-consuming and resource-intensive (two-dimensional [2D] monolayers). These methods often require additional steps, such as microinjection, for the model to become physiologically translatable. Here, we describe a physiologically relevant and inexpensive protocol for studying NEC in vitro by reversing enteroid polarity, resulting in the apical surface facing outward (apical-out). An immunofluorescent staining protocol to examine enteroid barrier integrity and junctional protein expression following exposure to tumor necrosis factor-alpha (TNF-&#945;) or lipopolysaccharide (LPS) under normoxic or hypoxic conditions is also provided. The viability of 3D apical-out enteroids exposed to normoxic or hypoxic LPS or TNF-&#945; for 24 h is also evaluated. Enteroids exposed to either LPS or TNF-&#945;, in combination with hypoxia, exhibited disruption of epithelial architecture, a loss of adherens junction protein expression, and a reduction in cell viability. This protocol describes a new apical-out NEC-in-a-dish model which presents a physiologically relevant and cost-effective platform to identify potential epithelial targets for NEC therapies and study the preterm intestinal response to therapeutics.

In Vitro Apical-Out Enteroid Model of Necrotizing Enterocolitis

This protocol describes an apical-out necrotizing enterocolitis (NEC)-in-a-dish model utilizing small intestinal enteroids with reversed polarity, allowing access to the apical surface. We provide an immunofluorescent staining protocol to detect NEC-related epithelial disruption and a method to determine the viability of apical-out enteroids subjected to the NEC-in-a-dish protocol.

In vitro Modello enteroide apical-out di enterocolite necrotizzante

Necrotizing enterocolitis (NEC) is a devastating disease affecting preterm infants, characterized by intestinal inflammation and necrosis. Enteroids have ...

Medicina

Testing Epithelial Permeability in Fetal Tissue-Derived Enteroids

Human fetal tissue-derived enteroids are emerging as a promising in vitro model to study intestinal injuries in preterm infants. Enteroids exhibit polarity, consisting of a lumen with an apical border, tight junctions, and a basolateral outer layer exposed to growth media. The consequences of intestinal injuries include mucosal inflammation and increased permeability. Testing intestinal permeability in vulnerable preterm human subjects is often not feasible. Thus, an in vitro fetal tissue-derived intestinal model is needed to study intestinal injuries in preterm infants. Enteroids can be used to test changes in epithelial permeability regulated by tight junction proteins. In enteroids, intestinal stem cells differentiate into all epithelial cell types and form a three-dimensional structure on a basement membrane matrix secreted by mouse sarcoma cells. In this article, we describe the methods used for establishing enteroids from fetal intestinal tissue, characterizing the enteroid tight junction proteins with immunofluorescent imaging, and testing epithelial permeability. As gram-negative dominant bacterial dysbiosis is a known risk factor for intestinal injury, we used lipopolysaccharide (LPS), an endotoxin produced by gram-negative bacteria, to induce permeability in the enteroids. Fluorescein-labeled dextran was microinjected into the enteroid lumen, and serial dextran concentrations leaked into the culture media were measured to quantify the changes in paracellular permeability. The experiment showed that apical exposure to LPS induces epithelial permeability in a concentration-dependent manner. These findings support the hypothesis that gram-negative dominant dysbiosis contributes to the mechanism of intestinal injury in preterm infants.

This protocol details the establishment of enteroids, a three-dimensional intestinal model, from fetal intestinal tissue. Immunofluorescent imaging of epithelial biomarkers was used for model characterization. Apical exposure of lipopolysaccharides, a bacterial endotoxin, using microinjection technique induced epithelial permeability in a dose-dependent manner measured by the leakage of fluorescent dextran.

Test della permeabilità epiteliale negli enteroidi derivati dal tessuto fetale

Human fetal tissue-derived enteroids are emerging as a promising in vitro model to study intestinal injuries in preterm infants. Enteroids exhibit ...

Organoid-Derived Epithelial Monolayer: A Clinically Relevant In Vitro Model for Intestinal Barrier Function

In the past, intestinal epithelial model systems were limited to transformed cell lines and primary tissue. These model systems have inherent limitations as the former do not faithfully represent original tissue physiology, and the availability of the latter is limited. Hence, their application hampers fundamental and drug development research. Adult stem-cell-based organoids (henceforth referred to as organoids) are miniatures of normal or diseased epithelial tissue from which they are derived. They can be established very efficiently from different gastrointestinal (GI) tract regions, have long-term expandability, and simulate tissue- and patient-specific responses to treatments in vitro. Here, the establishment of intestinal organoid-derived epithelial monolayers has been demonstrated along with methods to measure epithelial barrier integrity, permeability and transport,&#160;antimicrobial protein secretion, as well as histology. Moreover, intestinal organoid-derived monolayers can be enriched with proliferating stem and transit-amplifying cells as well as with key differentiated epithelial cells. Therefore, they represent a model system that can be tailored to study the effects of compounds on target cells and their mode of action. Although organoid cultures are technically more demanding than cell lines, once established, they can reduce failures in the later stages of drug development as they truly represent in vivo epithelium complexity and interpatient heterogeneity.

Here, we describe the preparation of human organoid-derived intestinal epithelial monolayers for studying intestinal barrier function, permeability, and transport. As organoids represent original epithelial tissue response to external stimuli, these models combine the advantages of expandability of cell lines and the relevance and complexity of primary tissue.

Monostrato epiteliale derivato da organoidi: un modello in vitro clinicamente rilevante per la funzione di barriera intestinale

In the past, intestinal epithelial model systems were limited to transformed cell lines and primary tissue. These model systems have inherent limitations ...

Biologia

Generation of Murine Primary Colon Epithelial Monolayers from Intestinal Crypts

The intestinal epithelium is comprised of a single layer of cells that act as a barrier between the gut lumen and the interior of the body. Disruption in the continuity of this barrier can result in inflammatory disorders such as inflammatory bowel disease. One of the limitations in the study of intestinal epithelial biology has been the lack of primary cell culture models, which has obliged researchers to use model cell lines derived from carcinomas. The advent of three dimensional (3D) enteroids has given epithelial biologists a powerful tool to generate primary cell cultures, nevertheless, these structures are embedded in extracellular matrix and lack the maturity characteristic of differentiated intestinal epithelial cells. Several techniques to generate intestinal epithelial monolayers have been published, but most are derived from established 3D enteroids making the process laborious and expensive. Here we describe a protocol to generate primary epithelial colon monolayers directly from murine intestinal crypts. We also detail experimental approaches that can be used with this model such as the generation of confluent cultures on permeable filters, confluent monolayer for scratch wound healing studies and sparse and confluent monolayers for immunofluorescence analysis.

In this protocol, we describe how to generate murine primary epithelial colon monolayers directly from intestinal crypts. We provide experimental approaches to generate confluent monolayers on permeable filters, confluent monolayers for scratch wound healing and biochemical studies, and sparse and confluent monolayers for immunofluorescence analysis.

Generazione di monostrati epiteliali del colon primario murino da cripte intestinali

The intestinal epithelium is comprised of a single layer of cells that act as a barrier between the gut lumen and the interior of the body. Disruption in ...

Culture Methods to Study Apical-Specific Interactions using Intestinal Organoid Models

The lining of the gut epithelium is made up of a simple layer of specialized epithelial cells that expose their apical side to the lumen and respond to external cues. Recent optimization of in vitro culture conditions allows for the re-creation of the intestinal stem cell niche and the development of advanced 3-dimensional (3D) culture systems that recapitulate the cell composition and the organization of the epithelium. Intestinal organoids embedded in an extracellular matrix (ECM) can be maintained for long-term and self-organize to generate a well-defined, polarized epithelium that encompasses an internal lumen and an external exposed basal side. This restrictive nature of the intestinal organoids presents challenges in accessing the apical surface of the epithelium in vitro and limits the investigation of biological mechanisms such as nutrient uptake and host-microbiota/host-pathogen interactions. Here, we describe two methods that facilitate access to the apical side of the organoid epithelium and support the differentiation of specific intestinal cell types. First, we show how ECM removal induces an inversion of the epithelial cell polarity and allows for the generation of apical-out 3D organoids. Second, we describe how to generate 2-dimensional (2D) monolayers from single cell suspensions derived from intestinal organoids, comprised of&#160;mature and differentiated cell types. These techniques provide novel tools to study apical-specific interactions of the epithelium with external cues in vitro and promote the use of organoids as a platform to facilitate precision medicine.

Here we present two protocols that allow the modeling of intestinal apical-specific interactions. Organoid-derived intestinal monolayers and Air-Liquid Interface (ALI) cultures facilitate the generation of well-differentiated epithelia accessible from both luminal and basolateral sides, whereas polarity-inverted intestinal organoids expose their apical side and are amenable to high throughput assays.

Metodi di coltura per studiare interazioni apicali-specifiche utilizzando modelli organoidi intestinali

The lining of the gut epithelium is made up of a simple layer of specialized epithelial cells that expose their apical side to the lumen and respond to ...

Generation and Characterization of Murine Oral Mucosal Organoid Cultures

The mucous lining covering the inside of our mouth, the oral mucosa, is a highly compartmentalized tissue and can be subdivided into the buccal mucosa, gingiva, lips, palate, and tongue. Its uppermost layer, the oral epithelium, is maintained by adult stem cells throughout life. Proliferation and differentiation of adult epithelial stem cells have been intensively studied using in vivo mouse models as well as two-dimensional (2D) feeder-cell based in vitro models. Complementary to these methods is organoid technology, where adult stem cells are embedded into an extracellular matrix (ECM)-rich hydrogel and provided with a culture medium containing a defined cocktail of growth factors. Under these conditions, adult stem cells proliferate and spontaneously form three-dimensional (3D) cell clusters, the so-called organoids. Organoid cultures were initially established from murine small intestinal epithelial stem cells. However, the method has since been adapted for other epithelial stem cell types. Here, we describe a protocol for the generation and characterization of murine oral mucosal organoid cultures. Primary epithelial cells are isolated from murine tongue tissue, embedded into an ECM hydrogel, and cultured in a medium containing: epidermal growth factor (EGF), R-spondin, and fibroblast growth factor (FGF) 10. Within 7 to 14 days of initial seeding, the resulting organoids can be passaged for further expansion and cryopreservation. We additionally present strategies for the characterization of established organoid cultures via 3D whole-mount imaging and gene-expression analysis. This protocol may serve as a tool to investigate oral epithelial stem cell behavior ex vivo in a reductionist manner.

<meta charset="utf8"></head><body>Generazione e caratterizzazione di colture di organoidi murini della mucosa orale

We present a method for the generation and characterization of oral mucosal organoid cultures derived from the tongue epithelium of adult mice.

Generazione e caratterizzazione di colture di organoidi murini della mucosa orale

The mucous lining covering the inside of our mouth, the oral mucosa, is a highly compartmentalized tissue and can be subdivided into the buccal mucosa, ...