This work was supported in part by the US National Institutes of Health (R01 HL 111600) and the American Heart Association (12SDG9010015).

Tutte le procedure che coinvolgono gli animali sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso Comitato Animale dell&#39;Università di California, Davis, e aderito alla Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio pubblicato dal National Institutes of Health. 1. Preparazione <ol><li> Preparare due (25X) le scorte concentrati di soluzione Tyrode modificato in anticipo e conservare a 4 ° C: (1) Stock I (in mm: NaCl 3205, CaCl 2 32.5, KCl 117,5, NaH 2 PO 4 29.75, MgCl 2 26.25) e (2) Stock II (in mM: NaHCO3 500). <ol><li> Appena preparare la soluzione di 2 L Tyrode della seguente composizione (in mM): NaCl 128,2, CaCl 2 1,3, KCl 4,7, MgCl 2 1.05, NaH 2 PO 4 1.19, NaHCO3 20 e glucosio 11,1 combinando 1840 ml di acqua deionizzata (DI) acqua, 80 ml Stock I, 80 ml di Fotografico II, e 4 g di glucosio. Non miscelare direttamente I Stock e della II; aggiungere ilm 1.840 ml DI per evitare la precipitazione. </li></ol></li><li> Preparare soluzione di riserva della eccitazione-contrazione disaccoppiatore blebbistatin a 10 mg / ml in anidra di-methylsulfoxide (DMSO) in anticipo e conservare la soluzione di riserva a 4 ° C. </li><li> Preparare soluzioni di coloranti fluorescenti: (1) RH237 tensione sensibili dye (1 mg / ml in DMSO) e (2) Indicatore di affinità calcio Fluo-5N AM (2 mg / ml in DMSO) secondo le raccomandazioni del fabbricante. Utilizzare immediatamente i preparativi per evitare la decomposizione, con conseguente perdita di capacità di carico. </li><li> Prime il ricircolo sistema di perfusione Langendorff con ossigenata (95% O 2, 2 5% di CO) soluzione Tyrode. Regolare il flusso di O 2 / CO 2 per mantenere il pH della soluzione di Tyrode a 7,4 ± 0,05. Utilizzare un filtro a rete in filo di nylon tessuto (dimensione dei pori: 11 micron) per filtrare continuamente il perfusato. <ol><li> Prime il sistema di perfusione a temperatura ambiente, come la successiva loading di Fluo-5N AM viene eseguita a temperatura ambiente. Per Fluo-5N AM caricamento, utilizzare un piccolo volume di ricircolo perfusato (~ 150 ml). Dopo colorante carico, utilizzare un volume maggiore di perfusato (1 - 2 L, vedere Figura 1C). </li></ol></li><li> Accendere il sistema di acquisizione dati e di preparare per il monitoraggio continuo di ECG e pressione di perfusione. Preparare il sistema di pressione di monitoraggio: collegare un trasduttore di pressione alla linea di perfusione e monitorare la pressione di perfusione con un amplificatore transbridge. Regolare la pressione di perfusione basale a 0 mmHg quando il cuore non è collegato al sistema di perfusione. </li><li> Allineare le telecamere di mappatura ottica per garantire l&#39;allineamento spaziale tra il V m e SR Ca 2 + segnali. <ol><li> In primo luogo, mettere a fuoco le telecamere posizionando un sovrano o di un oggetto con il testo nel piatto perfusione. Girare le telecamere di mapping in una modalità di visualizzazione dal vivo e regolare la messa a fuoco fino a quando il testo è nitido e chiaro. Acquisire un&#39;immagine singolo fotogramma da ogni telecamera. </li><li> Sovrapposizionequeste immagini e regolare la trasparenza dell&#39;immagine superiore in modo che entrambe le immagini sono visibili. Il testo delle immagini dovrebbe sovrapporsi esattamente. Se non perfettamente allineati, regolare l&#39;angolo dello specchio dicroico o la posizione di ciascuna telecamera fino a quando le due immagini vengono allineate. </li></ol></li></ol> 2. la raccolta, Perfusione, e Dye-caricamento di Rabbit Heart <ol><li> Fissare il coniglio in un dispositivo di immobilizzazione di coniglio approvato. Profondamente anestetizzare tramite iniezione endovenosa (vena marginale dell&#39;orecchio) di sodio pentobarbital (50 mg / kg) ed eparina (1000 IU). <ol><li> Quando viene visualizzato il coniglio mancanza di riflessi nocicettivi, fare una incisione cutanea mediana per esporre lo sterno e costole. Tagliare lo sterno con blunt punta forbici chirurgiche dal xifoidea al manubrio. Fare attenzione a non danneggiare il cuore durante l&#39;apertura dello sterno. Stendere le costole per esporre il cuore. </li><li> Accise rapidamente l&#39;intero blocco cuore-polmone per rapidamente tagliando tutte le navi e tessuto connettivo. Immediatamente posizionare il blocco cuore-polmone in soluzione Tyrode ghiacciata. </li></ol></li><li> Individuare l&#39;aorta per perfusione retrograda. Tagliare l&#39;aorta ascendente prossimale solo per i tre rami dell&#39;arco aortico. Incannulare l&#39;aorta di una cannula 8 G connesso al sistema di perfusione. Usare un pezzo di USP sutura di seta 0 per fissare l&#39;aorta sulla cannula. </li><li> Sezionare con cura la trachea, polmoni, e il grasso epicardico dal cuore. Con una pinza taglienti e forbici dissezione, localizzare la valvola mitrale e accuratamente danneggiare o rimuovere un foglio per prevenire la congestione soluzione nel ventricolo sinistro. </li><li> Immergere il cuore nella camera di perfusione di vetro rivestito orizzontalmente con la superficie anteriore del cuore rivolto verso l&#39;alto per l&#39;imaging. Fissare la cannula di un pezzo di Sylgard con perni a forma di U sul fondo del piatto di silicio per impedire il movimento del cuore durante la mappatura (Figura 1D). Se lo si desidera, inserire un piccolo perno insetto all&#39;apice del cuore per STAbilization. </li><li> Posizione elettrocardiogramma (ECG) elettrodi nel bagno sul lato destro e sinistro del cuore. Immergere completamente gli elettrodi nel bagno e assicurarsi che non sono in contatto con la superficie del cuore di fornire un ECG volume analogo condotto ad una configurazione che piombo. Verifica di un lead normale che ECG morfologia. Regolare il flusso (25 - 35 ml / min) per garantire che la pressione aortica è mantenuta a 60 - 70 mmHg. </li><li> Spegnere le luci della stanza e aggiungere ,3-0,6 ml di soluzione madre blebbistatin (passo 1.2) al perfusato (concentrazione finale 10-20 micron). <ol><li> Spegnere luci della stanza per evitare photoinactivation di blebbistatin. Se necessario, una piccola riflettore o proiettore possono essere utilizzati per fornire l&#39;illuminazione di operazione. Nota: blebbistatin è un inibitore ATPasi miosina e un disaccoppiatore eccitazione-contrazione. Perché Fluo-5N di carico richiede estesi (60 min) RT (ipotermia) le condizioni (vedi i punti 2.8 - 2.10), la produzione di energia cardiaco può essere compromessa. Therefore, l&#39;aggiunta di blebbistatin nella prima perfusato per tingere di carico può ridurre la domanda di energia 16 ed eliminare gli artefatti da movimento durante le successive registrazioni ottiche 17. </li></ol></li><li> Quando la contrazione del cuore ha cessato (10 - 15 min, verificato sulla registrazione pressione aortica), passare al sistema di ricircolo perfusione piccolo volume (vedi punto 1.4.1). </li><li> Preparare e caricare la soluzione di carico Fluo-5N AM: Aggiungere 0,25 ml di Fluo-5N AM soluzione madre (passo 1,3) a 0,25 ml caldo del 20% F127 Pluronic. Aggiungere 0,5 ml di soluzione calda Tyrode al composto, mescolare bene e aggiungere al sistema di ricircolo perfusione piccoli volumi. </li><li> Monitorare continuamente pressione di perfusione e ECG e regolare il flusso, se necessario. Dye caricamento dura circa 1 ora a temperatura ambiente. 45 minuti dopo il caricamento è iniziato, accendere il bagno di acqua circolante per iniziare il riscaldamento del sistema di perfusione e perfusato a 37 ° C. </li><li> Dopo 60 min di Fluo-5N AM caricamento, SWItch la perfusione per il volume del sistema di ricircolo perfusione più grande (vedi punto 1.4). </li><li> Diluire 50 ml di soluzione colorante sensibile RH237 magazzino tensione (passo 1.3) in 1 ml di soluzione calda di Tyrode e aggiungere lentamente (sopra ~ 5 min) a una porta di iniezione prossimale alla cannula. </li></ol> 3. mappatura ottica <ol><li> Durante i momenti finali di colorante carico, posizionare il cuore e mettere a fuoco le telecamere di mappatura ottica per garantire campo appropriato della vista per l&#39;esperimento. </li><li> Se lo si desidera, posizionare un elettrodo di stimolazione bipolare sulla superficie epicardica del cuore per la stimolazione. </li><li> Posizionare una custodia di plastica o di vetro sulla superficie della camera di perfusione per ridurre artefatti da movimento sulla superficie del liquido che può essere presente a causa di ricircolo del perfusato. Nota: In alternativa un vetrino, utilizzare una plastica di copertura pulito 50 millimetri Petri piatto. </li><li> Focalizzare le guide di luce per illuminare uniformemente la superficie del cuore con eluce xcitation. Utilizzare diodi emettitori di luce blu (LED) fonti di luce e filtrare ulteriormente la luce con un 475-495 filtro passa-banda nm (Figura 1A). </li><li> Raccogliere fluorescenza emessa con un macroscope e due complementari metallo-ossido-semiconduttore (CMOS) telecamere mappatura ottica. Dividere la luce emessa con uno specchio dicroico a 545 nm. <ol><li> -Pass filtro lungo la lunghezza d&#39;onda più lunga porzione, contenente il segnale V m, a 700 nm. Filtro passa-banda della lunghezza d&#39;onda più corta porzione, contenente il segnale SR Ca 2+, da 502 - 534 nm (Figura 1A). Impostare la frequenza di acquisizione dati ottici a 0,5 - 1 kHz. </li></ol></li><li> Per ogni registrazione ottica, prima di avviare il protocollo di stimolazione desiderata, accendere la luce di eccitazione, e raccogliere 1-4 sec di dati. Se lo si desidera, sincronizzare i protocolli di stimolazione e acquisizione dati. Nota: Non è possibile ricaricare il Fluo-5N AM, quindi il rapporto segnale-rumore (SNR) si decrease tutto l&#39;esperimento a causa di perdite dal tingere SR. Limitare protocollo sperimentale per 1-2 ore per garantire elevati valori di SNR. </li><li> Dopo l&#39;esperimento, lavare il sistema di perfusione nella sequenza di acqua deionizzata, 70% alcool reagente, e di nuovo con acqua deionizzata. </li><li> Filtro ogni insieme di dati con un filtro gaussiano spaziale (raggio 3 pixel) utilizzando i pacchetti software disponibili in commercio secondo il protocollo del produttore. </li><li> Se necessario, spazialmente allineare il V m e SR Ca 2+ insiemi di dati. Come al punto 1.6, sovrapporre le immagini da ogni telecamera e verificare che le strutture anatomiche del cuore (es., Vascolare coronarico, bordi di atri o ventricoli) o altri oggetti nel campo visivo (ad esempio, la cannula, elettrodi di stimolazione) esattamente sovrapposizione. In caso contrario, l&#39;allineamento spaziale delle serie di dati è necessario. </li><li> Spostare l&#39;immagine in alto trasparente si ottiene X e Y-direzione fino sovrapposizione esatta, prendendo nota del numero di pixell&#39;immagine deve essere spostata in ciascuna direzione. L&#39;intero insieme di dati corrispondente all&#39;immagine superiore (o V mo SR Ca 2+) deve quindi essere spostata dal numero determinato di pixel in ogni direzione per assicurare un allineamento preciso tra V m e SR Ca 2+ set di dati. </li></ol>

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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++ATPase+2a+gene+delivery+to+restore+electrical+stability+in+the+failing+heart.">Targeted sarcoplasmic reticulum Ca2+ ATPase 2a gene delivery to restore electrical stability in the failing heart.</a> Circulation. 126, 2095-2104 (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Le chiavi del successo Fluo-5N colorante di caricamento sono configurazione ricircolo perfusione piccolo volume, che consente una elevata concentrazione Fluo-5N, senza la necessità di grandi quantità di colorante, la lunghezza del tempo di caricamento (1 ora), ed eseguire il caricamento a RT. Se il caricamento viene eseguito a temperature fisiologiche, attività enzimatica cellulare rapidamente scinde il tag -AM quando il colorante attraversa la membrana cellulare, intrappolando le molecole di colorante nel citosol e ...

Dual optical mapping of intracellular Ca2+ and transmembrane potential (Vm) in the intact Langendorff-perfused heart has become a mainstay of investigations in cardiac electrophysiology, including mechanisms of arrhythmia and excitation-contraction coupling1-4. This approach has provided unprecedented knowledge into normal and abnormal electrophysiology and, importantly, into the bidirectional relationship between Vm and intracellular Ca2+. However, optical mapping of intracellular Ca2+ with high-affinity fluorescent indicators (such as Rhod-2 and Fluo-4) only reports on bulk changes in intracellular Ca2+ and is unable to distinguish whether these changes are due to transmembrane Ca2+ flux, release and reuptake into intracellular stores, or in most instances, some combination of both. Furthermore, high-affinity Ca2+ indicators have slow on-off kinetics and may not accurately report rapid changes in Ca2+ concentration5.
Each action potential triggers a rise in intracellular Ca2+, known as the intracellular Ca2+ transient (CaT). In the mammalian heart, approximately 70 &#8211; 90% of the total CaT is due to release of Ca2+ from the sarcoplasmic reticulum (SR) via opening of ryanodine receptors (RyRs)6. Within the SR, approximately half of the total Ca2+ is bound to calsequestrin (CSQ) and other intra-SR buffers7, which play an important role in SR Ca2+ homeostasis8,9. The amount of free SR Ca2+ dictates the driving force for SR Ca2+ release as well as gating of RyR, and therefore has a significant impact on the intracellular CaT. Furthermore, alterations in SR Ca2+ release or reuptake can, in turn, impact Vm via the electrogenic Na+-Ca2+ exchange, which may have arrhythmogenic consequences. Therefore, in addition to the CaT, monitoring of free SR Ca2+ can provide important insights into contractile and electrophysiological dysfunction.
Over the past several years, investigators have made significant advances in the monitoring of SR Ca2+ in isolated cardiac myocytes and from a single location on the intact heart. One such method requires rapid pulses of caffeine to open RyRs and the SR Ca2+ content is then inferred or calculated from the immediate rise in intracellular Ca2+10. Another intriguing approach uses low-affinity Ca2+ indicators, such as Fluo-5N11 or Mag-Fluo412, which bind to free SR Ca2+. These indicators have dissociation constants (Kd) in the range of 10 &#8211; 400 &#956;M and therefore exhibit minimal fluorescence in the cytosol compared to the SR lumen, where the Ca2+ concentration ([Ca2+]SR) is in the millimolar range. Using low-affinity Ca2+ indicators, several aspects of SR Ca2+ cycling have been investigated at the level of the isolated myocyte, including fractional SR Ca2+ release and the mechanisms of Ca2+ alternans13,14. However, in order to fully understand the heterogeneous nature of SR Ca2+ cycling in the intact heart and the role of SR Ca2+ in spatially distinct arrhythmic phenomena, methods for imaging SR Ca2+ across the epicardial surface of the intact heart are required15.
This article describes methodology for dual optical mapping of free SR Ca2+ and Vm in the intact Langendorff-perfused rabbit heart with the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="956">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaCl</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S271-1</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">CaCl2 (2H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">C79-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">KCl</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S217-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">MgCl2 (6H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">M33-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaH2PO4 (H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S369-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaHCO3</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S233-3</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">D-Glucose</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">D16-1</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">95% O2 5% CO2</td>
			<td style="width:167px;">AirGas</td>
			<td style="width:151px;">carbogen</td>
			<td style="width:423px;">For oxygenation and pH of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Blebbistatin</td>
			<td style="width:167px;">Tocris Bioscience</td>
			<td style="width:151px;">1760</td>
			<td style="width:423px;">Excitation-contraction uncoupler</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">RH237</td>
			<td style="width:167px;">Biotium</td>
			<td style="width:151px;">61018</td>
			<td style="width:423px;">Voltage-sensitive dye</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Fluo-5N AM</td>
			<td style="width:167px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:151px;">F-26915</td>
			<td style="width:423px;">Low-affinity Ca2+ indicator; Alternative: Invitrogen F-14204; Loading must be performed at room temperature</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Pluronic F127</td>
			<td style="width:167px;">Biotium</td>
			<td style="width:151px;">59004</td>
			<td style="width:423px;">For Ca2+ indicator loading; Warm until the solutiion is clear before use</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Dimethyl sulphoxide (DMSO)</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">D2650</td>
			<td style="width:423px;">For dissolving blebbistatin and dyes</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Filter</td>
			<td style="width:167px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:151px;">NY1104700</td>
			<td style="width:423px;">11um in-line filter</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Pressure Transducer</td>
			<td style="width:167px;">WPI</td>
			<td style="width:151px;">BLPR2</td>
			<td style="width:423px;">For measuring perfusion pressure</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Transbridge Transducer Amplifier</td>
			<td style="width:167px;">WPI</td>
			<td style="width:151px;">SYS-TBM4M</td>
			<td style="width:423px;">For transducing/amplifing pressure signal; PowerLab may also be used with appropriate BioAmp</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">PowerLab 26T</td>
			<td style="width:167px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">For continuous recording of pressure and ECG signals</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">THT Macroscope</td>
			<td style="width:167px;">SciMedia</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">Macroscopic optical setup. Details: 0.63x objective (NA=0.31), 2x condensing objective, resultant field of view = 3.1x3.1 cm, depth of focus = ~1.5mm</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">MiCam Ultima-L CMOS</td>
			<td style="width:167px;">SciMedia</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">Optical mapping cameras</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Precision LED Spot Light</td>
			<td style="width:167px;">Mightex</td>
			<td style="width:151px;">PLS-0470-030-15-S</td>
			<td style="width:423px;">LED light source</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optical mapping of intra-sarcoplasmic reticulum ca2+ and transmembrane potential in the langendorff-perfused rabbit heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

La figura 1A mostra un diagramma schematico della configurazione ottica per la doppia V m e SR Ca 2+ mappatura. Con questa configurazione, vi è la completa separazione spettrale del Vm e SR Ca 2 + segnali (Figura 1B). Lo schema del sistema di perfusione a doppio loop usato per Fluo-5N colorante carico è illustrato nella Figura 1C. Figura 1D mostra l&#39;orientamento orizzontale del cuore nel piatto perfusion...

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Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Questo articolo viene descritto il protocollo dettagliato e le attrezzature necessarie per la mappatura ottica doppio di transmembrana potenziale (V m) e senza reticolo intra-sarcoplasmatico (SR) Ca 2+ nel cuore di coniglio Langendorff-perfusione. Questo metodo consente l&#39;osservazione diretta e la quantificazione delle Vm e SR Ca 2+ dinamica nel cuore intatto.

Mappatura ottica di Intra-reticolo sarcoplasmatico Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; E transmembrana potenziale nel Rabbit Heart Langendorff-perfuso

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

9.1K Views.  University of California Davis.  Questo articolo viene descritto il protocollo dettagliato e le attrezzature necessarie per la mappatura ottica doppio di transmembrana potenziale (V m) e senza reticolo intra-sarcoplasmatico (SR) Ca 2+ nel cuore di coniglio Langendorff-perfusione. Questo metodo consente l'osservazione diretta e la quantificazione delle Vm e SR Ca 2+ dinamica nel cuore intatto. 