Gli autori vorrei ringraziare Glenn Sanger-Hodgson, Media Specialist presso la FSU College of Medicine per tutta la sua opera nella produzione di video, l'editing e Voice-over.
Questo lavoro è stato supportato dal National Institutes of Health (R01GM100474 e R01GM072611).

I metodi descritti qui e nella sezione 2 sono stati approvati dalla Florida State University istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) e segue le linee guida stabilite in Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio, 8° edizione . Tutti gli animali utilizzati in questo in questo protocollo sono di casa in una struttura di animali di laboratorio dedicato fino all'utilizzo. Nessuna sperimentazione in vivo è stato eseguito prima del sacrificio. Numero di animali era basate su necessità sperimentali utilizzando media delle celle e collezioni di mielina come guida al fine di ridurre al minimo l'utilizzo.
Nota: Questo protocollo descrive la generazione dei macrofagi derivate da midollo osseo (BMDMs) (sezione 1), la preparazione dei residui del myelin fluorescente contrassegnati di cervello-derivato (sezione 2), la procedura generale per l'analisi di fagocitosi di detriti della mielina (sezione 3), e la procedura generale per l'analisi di accumulazione di mielina detriti del lipido (sezione 4). Preparazione dei reagenti, cella raccolta e manipolazione, raccolta di mielina ed etichettatura e performance test dovrebbe essere completati in una flusso d'aria laminare di biosicurezza.
1. generazione dei macrofagi primari derivanti dal midollo osseo
<ol>
	<li>Preparazione del terreno di coltura completa del macrofago (cm) Nota: generazione del macrofago dal midollo osseo richiede l'uso del fattore distimolazione del macrofago (M-CSF). Questa preparazione utilizza i L929 dei fibroblasti murini condizionato media come fonte di M-CSF.<ol>
		<li>Generare i media di fibroblasti murini condizionato L929 dalle cellule di coltura in piastre da 145 mm con 50 mL di alto glucosio (4500 mg/L L-glucosio) Dulbecco per volta Eagle Medium (DMEM) completati con siero di vitello nato nuovo 5% (NCS) e penicillina/streptomicina per 7 giorni.</li>
		<li>Raccogliere media da culture in provette centrifuga a fondo conico da 50 mL e centrifugare per 30 minuti a 3500 x g, 4 ° C.</li>
		<li>Filtrare i surnatanti attraverso un filtro per siringa 0,2 µm in una nuova provetta conica 50 mL. Media condizionati possa essere memorizzati a-80 ° C fino a 6 mesi.</li>
		<li>Ad alto glucosio DMEM, aggiungere 5% vol/vol NCS, 15% vol/vol L929 dei fibroblasti murini condizionata DMEM e 1% penicillina/streptomicina. Media può essere memorizzato a 4 ° C per 2-3 mesi. Calda a 37 ° C prima dell'uso.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Raccolta di cellule del midollo osseo primario e induzione del macrofago 
	Nota: Utilizzando questo protocollo un mouse genererà circa 20 milioni derivanti dal midollo osseo macrofagi (BMDMs).<ol>
		<li>Eutanasia il numero desiderato di 8-10 settimana vecchi topi utilizzando le linee guida standard CO2 asfissia seguiti da dislocazione cervicale.</li>
		<li>Sterilizzare l'animale utilizzando 70% etanolo (vol/vol): H2O, saturando la pelliccia.</li>
		<li>Fare un piccolo taglio nell'addome e attentamente tirare indietro la pelle per rivelare il tessuto sottostante. Fare attenzione a non forare la cavità peritoneale.</li>
		<li>Rimuovere entrambi i piedini posteriori a partire dell'anca e termina alla caviglia. Posto il tessuto raccolto in una capsula Petri 100 mm contenenti fosfato sterile 5-10 mL tampone salino (PBS) completato con 1% penicillina/streptomicina. 
		Nota: Quando l'elaborazione di diversi animali assicuratevi di mantenere i piatti sul ghiaccio per limitare la degradazione del tessuto.</li>
		<li>Togliere l'osso usando un bisturi muscolare e del tessuto connettivo. Solo il femore e la tibia sono utilizzati per la raccolta delle cellule, può essere scartato il perone.</li>
		<li>Esporre la cavità del midollo delle ossa raccolte tagliando una piccola sezione da ogni estremità con un bisturi.</li>
		<li>Utilizzando un ago 25g, sciacquare la cavità del midollo con 59cm in una provetta conica per centrifuga da 50 mL. Le ossa apparirà bianche una volta che essi sono state svuotate sufficientemente.</li>
		<li>Una volta ultimata la raccolta, agitare aspira con un ago da 18g per 30-90 s generare una sospensione unicellulare. 
		Nota: Un passaggio di lisi opzionale di globuli rossi (RBC) può essere eseguita a questo punto. Recentemente è stato suggerito che il contenuto intracellulare del ferro può influenzare gli effetti di residui del myelin sopra del macrofago polarizzazione16. Per ulteriori informazioni per quanto riguarda l'inclusione di un passo di lisi RBC fare Trouplin et al. 17.</li>
		<li>Filtrare la sospensione attraverso un colino di sterile cella 70 µm in una nuova provetta conica 50 mL.</li>
		<li>Seme raccolto cellule uniformemente in piastre di coltura cellulare 145 mm contenente mL 15-20 cm. Utilizzare circa tre piastre di coltura per topo sacrificato. Incubare le colture a 37 ° C, 5% CO2.</li>
		<li>Dopo 72 ore lavare le piastre una volta con PBS sterile per rimuovere le cellule non-aderenti, quindi aggiungere 15-20mL 59cm fresco. Incubare le colture per altri 4 giorni a 37 ° C, 5% CO2. Dopo 7 giorni di cultura totale, le cellule di midollo osseo ematopoietico inizialmente isolate sarà maturo BMDMs (Figura 1).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. generazione di residui del Myelin fluorescente contrassegnati cervello-derivato
Nota: Tutti i reagenti possono essere conservati a 4 ° C fino a 1 mese.
<ol>
	<li>Preparazione dei reagenti di raccolta detriti mielina
	<ol>
		<li>Preparare Tris· Soluzione tampone di cl.<ol>
			<li>A 800mL di acqua distillata deionizzata H2O (ddiH2O), aggiungere 20 mL di 1 M Tris· CL, pH 7,45 (concentrazione finale di 20 mM) e 20 mL di 100 mM Na2EDTA (concentrazione finale di 2 mM).</li>
			<li>Regolare il pH a 7,45. Regolare il volume a 1000 mL con ddiH2O. filtro soluzione attraverso un'unità di filtrazione 0,2 µm.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Preparare la soluzione di saccarosio 1m.<ol>
			<li>A 100 mL di Tris· CL soluzione tampone, aggiungere 68,46 g di saccarosio. Regolare il volume a 200 mL con Tris· Soluzione tampone di cl. Filtrare la soluzione attraverso un'unità di filtrazione di 0,2 µm.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Preparare 200 mL di soluzione di saccarosio 0,32 M diluendo la soluzione di 1m con il Tris· CL 0.83:0.16 di soluzione tampone (vol/vol).</li>
		<li>Preparare 150 mL di soluzione di saccarosio 0,83 M diluendo la soluzione di 1m con il Tris· CL 0.83:0.16 di soluzione tampone (vol/vol).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Raccolta di residui del myelin greggio cervello-derivato 
	Nota: Il metodo di prelievo descritto qui è per l'isolamento dei residui del myelin grezza.<ol>
		<li>Eutanasia, topi di 10-12 8-10 settimane di età utilizzando direttive standard di CO2 asfissia seguite da dislocazione cervicale.</li>
		<li>Sezionare i cervelli e metterli in un piatto di 100 mm contenente 10 mL di soluzione di saccarosio 0,32 M.</li></ol></li></ol>Tenere il piatto sul ghiaccio.
		<li>Usando le forbici chirurgiche sterili tagliare i cervelli in pezzi di circa 5 mm3 dimensioni.</li>
		<li>Trasferire il tessuto di una provetta conica per centrifuga da 50 mL e aggiungere circa 30 mL di soluzione di saccarosio 0,32 M.</li>
		<li>Omogeneizzare con un omogeneizzatore rotativo manuale sterile, finché non si ottiene una soluzione liscia.</li>
		<li>Diluire l'omogeneizzato cervelli ad un volume finale di 90 mL con una soluzione di saccarosio 0,32 M.</li>
		<li>A sei tubi di 38,5-mL con pareti sottili in polipropilene ultracentrifuga, aggiungere 20 mL di soluzione di saccarosio 0,83 M.</li>
		<li>Delicatamente aggiungere la soluzione di omogeneizzato cervello alla parte superiore della soluzione di saccarosio 0,83 M, facendo attenzione a non per mescolare i due strati.</li>
		<li>Equilibrio di ciascuna provetta con la soluzione di saccarosio 0,32 M.</li>
		<li>Centrifuga a 100.000 x g per 45 min a 4° C, utilizzando un appropriato preraffreddata rotore ultracentrifuga. Impostato sui valori minimi per ridurre la perdita di mielina detriti rotore accelerazione e decelerazione.</li>
		<li>Raccogliere i residui del myelin dall'interfaccia delle due densità di saccarosio. 
		Nota: detriti dovrebbero apparire come una banda bianca verso il centro del tubo.</li>
		<li>Combinare i residui del myelin grezzo in una provetta conica per centrifuga da 50 mL e regolare il volume a circa 35 mL utilizzando Tris· Soluzione tampone di cl.</li>
		<li>Omogeneizzare i residui del myelin grezzo con un omogeneizzatore rotativo manuale sterile per 30-60 s.</li>
		<li>Dividere equamente la sospensione tra 6 tubi di ultracentrifuga pulito ed equilibrio con un volume adeguato di Tris· Soluzione tampone di cl.</li>
		<li>Centrifuga a 100.000 x g per 45 min a 4° C, utilizzando un appropriato preraffreddata rotore ultracentrifuga. Impostato sui valori massimi rotore accelerazione e decelerazione.</li>
		<li>Come solido bianco pellet sarà ora visibile, eliminare il supernatante e risospendere il pellet in 10-15 mL di Tris· Soluzione tampone di cl.</li>
		<li>Dividere equamente la sospensione tra 2 tubi ultracentrifuga pulito ed equilibrio con un volume adeguato di Tris· Soluzione tampone di cl.</li>
		<li>Centrifugare nuovamente a 100.000 x g per 45 min a 4 ° C, utilizzando un appropriato preraffreddata rotore ultracentrifuga. Impostato sui valori massimi rotore accelerazione e decelerazione.</li>
		<li>Eliminare il supernatante e risospendere il pellet in 5-6 mL di PBS sterile e dividere la sospensione tra un numero adeguato di tubi micro-centrifuga pre-pesati 1,5 mL.</li>
		<li>Centrifuga a 22.000 x g per 10 min a 4 ° C.</li>
		<li>Scartare il surnatante e determinare il peso delle palline di detriti di mielina.</li>
		<li>Risospendere il pellet in PBS a una concentrazione finale di 100 mg/mL. 
		Nota: dieci-dodici cervelli è abbastanza per produrre 10-15ml di residui del myelin 100 mg/mL. Residui del myelin possono essere conservare a-80 ° C per 6 mesi.</li>
	
	
	<li>Contrassegno fluorescente di mielina detriti
	<ol>
		<li>Preparare la soluzione di 50 µM carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) immediatamente prima dell'uso.<ol>
			<li>Utilizzando PBS sterile, diluire una soluzione di riserva di 5 mM di CFSE preparati con 100% dimetilsolfossido (DMSO) a una concentrazione finale di lavoro di 50 µM.</li>
			<li>Filtrare la soluzione attraverso un filtro per siringa 0,2 µm.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Scongelare la quantità desiderata di residui del myelin 100 mg/mL e risospendere con un ago sterile 29 g. 
		Nota: i residui del myelin di congelamento provoca l'abbandonano la soluzione che richiede risospensione prima dell'uso.</li>
		<li>Trasferire i residui del myelin a una micro-centrifuga pre-pesati 1,5 mL.</li>
		<li>Centrifuga a 14.800 x g per 10 min a 4° C. Scartare il surnatante.</li>
		<li>Risospendere i residui del myelin in 200 µ l di soluzione di CFSE per 100 residui del myelin µ l pellettati.</li>
		<li>Incubare per 30 min a temperatura ambiente (TA) al riparo dalla luce.</li>
		<li>Centrifuga a 14.800 x g per 10 min a 4 ° C. Scartare il surnatante.</li>
		<li>Risospendere il pellet in 600-800 µ l di tampone di lavaggio (0,2 µm filtro sterilizzato glicina 100mm in PBS).</li>
		<li>Centrifuga a 14.800 x g per 10 min a 4 ° C. Scartare il surnatante.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 2.3.8-2.3.9 altre due volte.</li>
		<li>Dopo il lavaggio finale, determinare il peso del pellet di detriti di mielina e risospendere a 100 mg/mL con PBS sterile. Nota: Residui del myelin con etichetta possono essere conservare a-80 ° C fino a 6 mesi.</li>
	</ol>
	</li>

3. mielina detriti test di fagocitosi
Nota: Di seguito è riportato il metodo di base per l'osservazione di fagocitosi di residui del myelin fluorescente contrassegnati. Aggiunta di altri trattamenti e condizioni sperimentali dovrà essere ottimizzata dallo sperimentatore.
<ol>
	<li>Preparazione delle piastre di trattamento
	<ol>
		<li>Per ogni piastra 145mm, raccogliere BMDMs maturo in una provetta conica per centrifuga 15 mL con 5-6 mL di acido etilendiamminotetracetico 10mm (ed) in soluzione tampone fosfato di Dulbecco (dPBS) (pH 7.4). 
		Nota: Non utilizzare tripsina in quanto può alterare lo stato di attivazione delle cellule18.</li>
		<li>Aggiungere un volume uguale di 59cm pre-riscaldato a ciascuna provetta di cellule prelevate.</li>
		<li>Centrifugare a 180 x g per 8 min 20 ° C. Scartare il surnatante.</li>
		<li>Risospendere le cellule in 59cm e conteggio.</li>
		<li>A ciascun pozzetto di una piastra di coltura cellulare 24 pozzetti, aggiungere 1 x 105 cellule in 1 mL di 59cm.</li>
		<li>Incubare a 37 ° C, 5% CO2 per 24 h.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analisi e trattamento di detriti di mielina
	<ol>
		<li>Aggiungere 10 µ l di 100 mg/mL CFSE etichettato residui del myelin in ciascun pozzetto (concentrazione finale di 1 mg/mL).</li>
		<li>Incubare per 1-3 ore a 37 ° C, 5% CO2.</li>
		<li>Lavare la piastra 3 volte con PBS sterile per rimuovere residui del myelin non inghiottito.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di paraformaldeide al 4% ad ogni pozzetto. Incubare per 30 minuti a TA.</li>
		<li>Lavare la piastra 2 volte con PBS sterile.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di soluzione di Hoechst 33258 a ciascun pozzetto. Incubare per 5 min a temperatura ambiente al riparo dalla luce.</li>
		<li>Lavare le piastre 2 volte con PBS sterile.</li>
		<li>Aggiungere 200 µ l di Fluoro-gel con tampone Tris ad ogni pozzetto per ridurre photobleaching.</li>
		<li>Celle di immagine utilizzando un microscopio in grado di epi-fluorescenza invertito. 
		Nota: Lunghezze d'onda di eccitazione e di emissione della CFSE è 494 nm e 521 nm, rispettivamente.</li>
		<li>Dividere il numero di cellule positive CFSE per il numero di nuclei per determinare l'assorbimento di detriti di mielina relativa.</li>
		<li>Prima di formazione immagine, è possibile mantenere piastre fino a 7 giorni a 4 ° C al riparo dalla luce.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. quantificazione dei lipidi intracellulari tramite olio rosso-O macchiatura
Nota: Di seguito è riportato il metodo di base per l'osservazione intracellulari lipidi della mielina-detriti-derivati.L'uso di CFSE etichettato residui del myelin non è raccomandato per quantificazione fluorescente di ORO macchiatura dovuto sovrapposizione spettrale. Aggiunta di altri trattamenti e condizioni sperimentali dovrà essere ottimizzata dallo sperimentatore.
<ol>
	<li>Preparazione di soluzioni di colorazione
	<ol>
		<li>Preparare soluzione colorante di 0,5% olio rosso-O (ORO).<ol>
			<li>Lentamente aggiungere 100 mL del 100% di glicole propilenico (1,2-propandiolo) a 0,5 g di ORO (1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-naphthol) continuando a mescolare.</li>
			<li>Riscaldare la soluzione a 95 ° C per 15 minuti o fino a quando tutte le particelle più grandi vengono sciolti. 
			Nota: non riscaldare oltre i 100 ° C.</li>
			<li>Filtrare la soluzione attraverso un pezzo di carta da filtro mentre ancora caldo in un nuovo contenitore.</li>
			<li>Consentire la soluzione di fresca durante la notte a RT. soluzione può essere conservata fino a 1 anno a TA.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Preparare la soluzione di glicole propilenico 85%.<ol>
			<li>Aggiungere 85 mL di glicole propilenico 100% a 15 mL di ddiH2O. mescolare fino misto. Soluzione può essere conservata fino a 1 anno a TA.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparazione delle piastre di trattamento
	<ol>
		<li>Preparare una piastra a 24 pozzetti seguendo il metodo descritto nella sezione 3.</li>
		<li>Incubare a 37 ° C, 5% CO2 per 24 h.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Trattamento di detriti di mielina
	<ol>
		<li>Aggiungere 10 µ l di residui del myelin 100mg/mL ad ogni pozzetto (concentrazione finale di 1 mg/mL).</li>
		<li>Incubare per 1-3 h a 37 ° C, 5% CO2.</li>
		<li>Lavare la piastra 3 volte con PBS sterile per rimuovere residui del myelin non digerito. Nota: A questo punto, piastre possono sottoporsi sia fissazione immediata o 59cm fresche possono essere aggiunti e celle restituite a incubazione per i punti di tempo aggiuntivo.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di paraformaldeide al 4% ad ogni pozzetto. Incubare per 30 minuti a TA.</li>
		<li>Lavare la piastra 2 volte con PBS sterile poi dirette alla macchiatura.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>ORO di colorazione e analisi
	<ol>
		<li>Lavare la piastra fissa 3 volte con ddiH2O.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di 100% di glicole propilenico in ogni pozzetto e incubare per 5 minuti a TA. 
		Nota: questo ridurrà il riporto di ddiH2O.</li>
		<li>Aspirare il glicole propilenico e aggiungere 400 µ l di soluzione ORO in ciascun pozzetto.</li>
		<li>Incubare per 8 min a 60 ° C.</li>
		<li>Aspirare la soluzione ORO. Quindi, aggiungere 400 µ l di 85% di glicole propilenico in ogni pozzetto e incubare per 5 minumintes a TA.</li>
		<li>Lavare la piastra 3 volte con ddiH2O.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di soluzione di Hoechst 33258 a ciascun pozzetto. Incubare per 5 min a RT, al riparo dalla luce.</li>
		<li>Lavare le piastre 2 volte con PBS sterile.</li>
		<li>Aggiungere 200 µ l di Fluoro-gel con tampone Tris in ciascun pozzetto.</li>
		<li>Celle di immagine utilizzando un microscopio in grado di epi-fluorescenza invertito. ORO possa essere imaged utilizzando un set di filtri standard Texas Red o DsRed.</li>
		<li>Quantificare ritenzione del lipido relativa determinazione della superficie ORO positiva in ogni campo di immagine e dividendolo per il numero dei nuclei.</li>
		<li>Mantenere piastre per 7 giorni a 4 ° C al riparo dalla luce.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
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A., Ensenauer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+image+analysis+approach+for+lipid+droplet+size+quantitation+of+Oil+Red+O-stained+cultured+cells.">Digital image analysis approach for lipid droplet size quantitation of Oil Red O-stained cultured cells.</a> Anal Biochem. 445, 87-89 (2014).</li><li>Kroner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TNF+and+increased+intracellular+iron+alter+macrophage+polarization+to+a+detrimental+M1+phenotype+in+the+injured+spinal+cord.">TNF and increased intracellular iron alter macrophage polarization to a detrimental M1 phenotype in the injured spinal cord.</a> Neuron. 83 (5), 1098-1116 (2014).</li><li>Trouplin, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marrow-derived+Macrophage+Production.">Marrow-derived Macrophage Production.</a> J Vis Exp. (81), e50966 (2013).</li><li>Chen, S., So, E. C., Strome, S. E., Zhang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+Detachment+Methods+on+M2+Macrophage+Phenotype+and+Function.">Impact of Detachment Methods on M2 Macrophage Phenotype and Function.</a> J Immunol Methods. 426, 56-61 (2015).</li><li>Guo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescuing+macrophage+normal+function+in+spinal+cord+injury+with+embryonic+stem+cell+conditioned+media.">Rescuing macrophage normal function in spinal cord injury with embryonic stem cell conditioned media.</a> Mol Brain. 9 (1), 48 (2016).</li><li>Bosco, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+synthetic+matrix+metalloproteinase+inhibitor+reduces+human+mesenchymal+stem+cell+adipogenesis.">A new synthetic matrix metalloproteinase inhibitor reduces human mesenchymal stem cell adipogenesis.</a> PLOS ONE. 12 (2), e0172925 (2017).</li><li>Ram&#237;rez-Zacar&#237;as, J. L., Castro-Mu&#241;ozledo, F., Kuri-Harcuch, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitation+of+adipose+conversion+and+triglycerides+by+staining+intracytoplasmic+lipids+with+oil+red+O.">Quantitation of adipose conversion and triglycerides by staining intracytoplasmic lipids with oil red O.</a> Histochem. 97 (6), 493-497 (1992).</li><li>Koopman, R., Schaart, G., Hesselink, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimisation+of+oil+red+staining+permits+combination+with+immunofluorescence+and+automated+quantification+of+lipids.">Optimisation of oil red staining permits combination with immunofluorescence and automated quantification of lipids.</a> Histochem Cell Biol. 116 (1), 63-68 (2001).</li><li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipopolysaccharide-Induced+Macrophage+Inflammatory+Response+Is+Regulated+by+SHIP.">Lipopolysaccharide-Induced Macrophage Inflammatory Response Is Regulated by SHIP.</a> J Immunol. 173 (1), (2004).</li><li>Martinez, F. O., Sica, A., Mantovani, A., Locati, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+activation+and+polarization.">Macrophage activation and polarization.</a> Front Biosci. 13, (2008).</li><li>Mosser, D. M., Edwards, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploring+the+full+spectrum+of+macrophage+activation.">Exploring the full spectrum of macrophage activation.</a> Nat Rev Immunol. 8 (12), 958-969 (2008).</li></ol>

Gli autori non hanno alcuna informazioni integrative.

Le procedure descritte qui utilizzano entrambi appena isolato residui del myelin CNS grezza e macrofagi primari derivanti dal midollo osseo. Per ridurre le spese di animale, che si consiglia di entrambi i cervelli e le cellule del midollo osseo raccolte da ogni mouse al momento del sacrificio. Due ricercatori lavorano insieme possono preparare contemporaneamente entrambi i materiali. In alternativa, cervelli possono essere conservati a-80 ° C in PBS completati con antibiotici prima dell'isolamento di detriti di mielina....

Derivate da midollo osseo macrofagi (BMDMs) sono un importante collegamento tra il sistema immunitario innato e adattivo. Come antigene che presenta le cellule (APC), possono comunicare con i linfociti tramite entrambi presentazione dell'antigene e rilascio di citochine1,2,3. Tuttavia, come fagociti professionali, la loro funzione primaria è di eliminare gli agenti patogeni, le cellule invecchiate e detriti cellulari1,4. A seguito di una ferita del midollo spinale (SCI), notevoli quantità di residui del myelin viene generato dai oligodendrocytes morente, il tipo di cellula responsabile della CNS assone mielinizzazione5. Noi ed altri abbiamo indicato che la liquidazione dei residui del myelin è principalmente la responsabilità di infiltrazione del BMDMs5,6,7. Tuttavia, all'interno di ferita del midollo spinale engulfment siti di residui del myelin è stato suggerito di spostare queste cellule antinfiammatorie normalmente verso un stato pro-infiammatorio5,8,9. Come mediatori chiave della neuro-infiammazione nel midollo spinale danneggiato, BMDMs sono obiettivi clinici importanti.
Al fine di studiare l'influenza della BMDMs nel midollo spinale danneggiato, abbiamo sviluppato un modello in vitro per studiare direttamente come BMDMs rispondere a residui del myelin. Per migliorare la rilevanza biologica, sia primario BMDMs murino e residui del myelin appena isolate sono utilizzati in queste indagini. Come tale, i metodi presentati qui dettaglio anche l'isolamento e coltura di BMDMs murino primario e derivato una tecnica gradiente di saccarosio modificate usata per isolare murino CNS mielina detriti10,11,12. Residui del myelin possono essere prontamente etichettato con un colorante fluorescente, carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE), per rilevare che l'internalizzazione di BMDMs. CFSE è adatto per questa applicazione perché è non citotossica e suoi permessi stretto spettro fluorescente Multiplexing con altri fluorescente sonde13,14. A seguito di fagocitosi, mielina detriti i lipidi sono trasportati attraverso i lisosomi e confezionati come lipidi neutri in goccioline di lipidi intracellulari5. Per quantificare questo accumulo di lipidi intracellulari, presentiamo un olio rosso O (ORO) che macchia il metodo ottimizzato per l'analisi quantitativa delle immagini. Questo semplice metodo di macchiatura produce robusti risultati riproducibili e quantificazione15. Questi metodi facilitano lo studio di ritenzione di fagocitosi e del lipido di detriti della mielina con limitate attrezzature specializzate.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>SH30243.01</td><td>High glucose with L-glutamine, sodium pyruvate</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin Solution</td><td>Corning</td><td>30-002-CI</td><td>100X Solution</td></tr><tr><td>New Born Calf Serum (NCS)</td><td>Rocky Mountain Biologics</td><td>NBS-BBT-5XM</td><td>United States Origin</td></tr><tr><td>NCTC clone 929 [L cell, L-929, derivative of Strain L]&amp;nbsp;</td><td>ATCC</td><td>CCL-1</td><td>L929 Cell Line of Conditioned Media Preparation</td></tr><tr><td>24-well Cell Culture Plates</td><td>VWR</td><td>10062-896&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cell Culture Dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>639960</td><td>Polystyrine, 145/20mm</td></tr><tr><td>CFSE Cell Proliferation Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>C34570</td><td>DMSO for Reconsitution Provided</td></tr><tr><td>Fluoro-gel with Tris Buffer&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>17985-11</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>O0625</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Ultracentrifuge Tubes</td><td>Beckman Coulter</td><td>326823</td><td>Thinwall, Polypropylene, 38.5 mL, 25 x 89 mm</td></tr><tr><td>SW 32 Ti Ultracentrifuge Rotor</td><td>Beckman Coulter</td><td>369650</td><td>SW 32 Ti Rotor, Swinging Bucket, Titanium</td></tr><tr><td>Hand Held Rotary Homogenizer</td><td>Fisher Science</td><td>08-451-71</td><td></td></tr></tbody></table>

in vitro phagocytosis of myelin debris by bone marrow-derived macrophages

Derivate da midollo osseo macrofagi (BMDMs) sono leucociti maturi che servono un ruolo fisiologico critico come fagociti professionali in grado di cancellare una varietà di particelle. Normalmente, BMDMs sono limitati dal sistema nervoso centrale (SNC), ma a seguito di un infortunio, essi possono facilmente infiltrarsi. Una volta all'interno il tessuto danneggiato del CNS, BMDMs sono il tipo di cellula primaria responsabile per la liquidazione del pregiudizio-derivato di detriti cellulari, tra cui grandi quantità di residui del myelin ricca di lipidi. Le ramificazioni neuropathological della fagocitosi BMDM infiltrazione e mielina detriti all'interno del SNC sono complesse e non ben compreso. I protocolli descritti qui, consentono lo studio diretto in vitro di BMDMs nel contesto della lesione dello SNC. Copriamo murino BMDM isolamento e cultura, preparazione di detriti di mielina e saggi per valutare la fagocitosi di detriti BMDM della mielina. Queste tecniche producono risultati quantificabili robusti senza bisogno di attrezzature specializzate significativa o materiali, eppure possono essere facilmente personalizzate per soddisfare le esigenze dei ricercatori.

Trattamento di BMDMs con CFSE etichettato residui del myelin dovrebbe produrre chiaro internalizzazione (Figura 2). Mentre un tempo di 3 ore di interazione è sufficiente per BMDMs a fagocitare abbastanza residui del myelin aggiunto per rilevamento affidabile a valle, accumulo intracellulare può essere osservata con un minimo di 1 ora di interazione. Tuttavia, alcuni residui del myelin possono ancora essere presenti sulla superficie delle cellule dopo il lavaggio. Questo potrebbe essere a c...

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In Vitro Phagocytosis of Myelin Debris by Bone Marrow-Derived Macrophages

Vi presentiamo metodi per valutare la capacità fagocitica di primari macrofagi murini derivate da midollo osseo, utilizzando residui del myelin fluorescente contrassegnati e lipido intracellulare gocciolina macchiatura.

In Vitro Fagocitosi di residui del Myelin dai macrofagi derivate da midollo osseo

Bone marrow-derived macrophages (BMDMs) are mature leukocytes that serve a critical physiological role as professional phagocytes capable of clearing a ...

in-vitro-phagocytosis-myelin-debris-bone-marrow-derived

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vitro Phagocytosis of Myelin Debris by Bone Marrow-Derived Macrophages

12.7K Views.  Florida State University. Vi presentiamo metodi per valutare la capacità fagocitica di primari macrofagi murini derivate da midollo osseo, utilizzando residui del myelin fluorescente contrassegnati e lipido intracellulare gocciolina macchiatura.

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Depletion and Reconstitution of Macrophages in Mice

Macrophages are critical players in the innate immune response to infectious challenge or injury, initiating the innate immune response and directing the acquired immune response. Macrophage dysfunction can lead to an inability to mount an appropriate immune response and as such, has been implicated in many disease processes, including inflammatory bowel diseases. Macrophages display polarized phenotypes that are broadly divided into two categories. Classically activated macrophages, activated by stimulation with IFN&gamma; or LPS, play an essential role in response to bacterial challenge whereas alternatively activated macrophages, activated by IL-4 or IL-13, participate in debris scavenging and tissue remodeling and have been implicated in the resolution phase of inflammation. During an inflammatory response in vivo, macrophages are found amid a complex mixture of infiltrating immune cells and may participate by exacerbating or resolving inflammation. To define the role of macrophages in situ in a whole animal model, it is necessary to examine the effect of depleting macrophages from the complex environment. To ask questions about the role of macrophage phenotype in situ, phenotypically defined polarized macrophages can be derived ex vivo, from bone marrow aspirates and added back to mice, with or without prior depletion of macrophages. In the protocol presented here clodronate-containing liposomes, versus PBS injected controls, were used to deplete colonic macrophages during dextran sodium sulfate (DSS)-induced colitis in mice. In addition, polarized macrophages were derived ex vivo and transferred to mice by intravenous injection. A caveat to this approach is that clodronate-containing liposomes deplete all professional phagocytes, including both dendritic cells and macrophages so to ensure the effect observed by depletion is macrophage-specific, reconstitution of phenotype by adoptive transfer of macrophages is necessary. Systemic macrophage depletion in mice can also be achieved by backcrossing mice onto a CD11b-DTR background, which is an excellent complementary approach. The advantage of clodronate-containing liposome-mediated depletion is that it does not require the time and expense involved in backcrossing mice and it can be used in mice regardless of the background of the mice (C57BL/6, BALB/c, or mixed background).

Macrophages play a central role in homeostasis and pathology in many tissues. The protocol presented here describes methods for depleting macrophages in vivo, deriving polarized macrophages from bone marrow aspirates, and adoptively transferring macrophages into mice. These techniques allow determination of the role that polarized macrophages play in health and disease.

Esaurimento e Ricostituzione dei macrofagi nei topi

Macrophages are critical players in the innate  immune response to infectious challenge or injury, initiating the innate immune  response and directing ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Bone Marrow-derived Macrophage Production

Macrophages are critical components of the innate and adaptive immune responses, and they are the first line of defense against foreign invaders because of their powerful microbicidal activities. Macrophages are widely distributed throughout the body and are present in the lymphoid organs, liver, lungs, gastrointestinal tract, central nervous system, bone, and skin. Because of their repartition, they participate in a wide range of physiological and pathological processes. Macrophages are highly versatile cells that are able to recognize microenvironmental alterations and to maintain tissue homeostasis. Numerous pathogens have evolved mechanisms to use macrophages as Trojan horses to survive, replicate in, and infect both humans and animals and to propagate throughout the body. The recent explosion of interest in evolutionary, genetic, and biochemical aspects of host-pathogen interactions has renewed scientific attention regarding macrophages. Here, we describe a procedure to isolate and cultivate macrophages from murine bone marrow that will provide large numbers of macrophages for studying host-pathogen interactions as well as other processes.

Macrophages have long been recognized as a critical component of the innate and adaptive immune responses. The recent explosion of knowledge pertaining to evolutionary, genetic, and biochemical aspects of the interaction between macrophages and microbes has renewed scientific attention to macrophages. This article describes a method to differentiate macrophages from mouse bone marrow.

Derivate dal midollo osseo macrofagi Production

Macrophages are critical components of the innate and adaptive immune responses, and they are the first line of defense against foreign invaders because ...

Study of Phagolysosome Biogenesis in Live Macrophages

Phagocytic cells play a major role in the innate immune system by removing and eliminating invading microorganisms in their phagosomes. Phagosome maturation is the complex and tightly regulated process during which a nascent phagosome undergoes drastic transformation through well-orchestrated interactions with various cellular organelles and compartments in the cytoplasm. This process, which is essential for the physiological function of phagocytic cells by endowing phagosomes with their lytic and bactericidal properties, culminates in fusion of phagosomes with lysosomes and biogenesis of phagolysosomes which is considered to be the last and critical stage of maturation for phagosomes. In this report, we describe a live cell imaging based method for qualitative and quantitative analysis of the dynamic process of lysosome to phagosome content delivery, which is a hallmark of phagolysosome biogenesis. This approach uses IgG-coated microbeads as a model for phagocytosis and fluorophore-conjugated dextran molecules as a luminal lysosomal cargo probe, in order to follow the dynamic delivery of lysosmal content to the phagosomes in real time in live macrophages using time-lapse imaging and confocal laser scanning microscopy. Here we describe in detail the background, the preparation steps and the step-by-step experimental setup to enable easy and precise deployment of this method in other labs. Our described method is simple, robust, and most importantly, can be easily adapted to study phagosomal interactions and maturation in different systems and under various experimental settings such as use of various phagocytic cells types, loss-of-function experiments, different probes, and phagocytic particles.

Studio di fagolisosoma Biogenesis nei macrofagi in diretta

Phagocytic cells play a major role in the innate immune system by removing and eliminating invading microorganisms in their phagosomes. Phagosome ...

An Engulfment Assay: A Protocol to Assess Interactions Between CNS Phagocytes and Neurons

Phagocytosis is a process in which a cell engulfs material (entire cell, parts of a cell, debris, etc.) in its surrounding extracellular environment and subsequently digests this material, commonly through lysosomal degradation. Microglia are the resident immune cells of the central nervous system (CNS) whose phagocytic function has been described in a broad range of conditions from neurodegenerative disease (e.g., beta-amyloid clearance in Alzheimer&#8217;s disease) to development of the healthy brain (e.g., synaptic pruning)1-6. The following protocol is an engulfment assay developed to visualize and quantify microglia-mediated engulfment of presynaptic inputs in the developing mouse retinogeniculate system7. While this assay was used to assess microglia function in this particular context, a similar approach may be used to assess other phagocytes throughout the brain (e.g., astrocytes) and the rest of the body (e.g., peripheral macrophages) as well as other contexts in which synaptic remodeling occurs (e.g. ,brain injury/disease).

Microglia are the resident immune cells of the central nervous system (CNS) with a high capacity to phagocytose or engulf material in their extracellular environment. Here, a broadly applicable, reliable, and highly quantitative assay for visualizing and measuring microglia-mediated engulfment of synaptic components is described.

Un test Engulfment: un protocollo per valutare le interazioni tra sistema nervoso centrale fagociti e neuroni

Phagocytosis is a process in which a cell engulfs material (entire cell, parts of a cell, debris, etc.) in its surrounding extracellular environment and ...

Neuroscienze

Metabolic Characterization of Polarized M1 and M2 Bone Marrow-derived Macrophages Using Real-time Extracellular Flux Analysis

Specific metabolic pathways are increasingly being recognized as critical hallmarks of macrophage subsets. While LPS-induced classically activated M1 or M(LPS) macrophages are pro-inflammatory, IL-4 induces alternative macrophage activation and these so-called M2 or M(IL-4) support resolution of inflammation and wound healing. Recent evidence shows the crucial role of metabolic reprogramming in the regulation of M1 and M2 macrophage polarization. 
In this manuscript, an extracellular flux analyzer is applied to assess the metabolic characteristics of naive, M1 and M2 polarized mouse bone marrow-derived macrophages. This instrument uses pH and oxygen sensors to measure the extracellular acidification rate (ECAR) and oxygen consumption rate (OCR), which can be related to glycolytic and mitochondrial oxidative metabolism. As such, both glycolysis and mitochondrial oxidative metabolism can be measured in real-time in one single assay.
Using this technique, we demonstrate here that inflammatory M1 macrophages display enhanced glycolytic metabolism and reduced mitochondrial activity. Conversely, anti-inflammatory M2 macrophages show high mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) and are characterized by an enhanced spare respiratory capacity (SRC). 
The presented functional assay serves as a framework to investigate how particular cytokines, pharmacological compounds, gene knock outs or other interventions affect the macrophage&#8217;s metabolic phenotype and inflammatory status.

Metabolic reprogramming is a characteristic and prerequisite for M1 and M2 macrophage polarization. This manuscript describes an assay for the measurement of fundamental parameters of glycolysis and mitochondrial function in mouse bone marrow-derived macrophages. This tool can be applied to investigate how particular factors affect the macrophage&#8217;s metabolism and phenotype.

Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux

Specific metabolic pathways are increasingly being recognized as critical hallmarks of macrophage subsets. While LPS-induced classically activated M1 or ...

Mesenchymal Stem Cell Regulation of Macrophage Phagocytosis; Quantitation and Imaging

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics have been at the forefront. They interact with and regulate immune cell activity. The focus of this study is the MSC regulation of macrophage phagocytic activity. Macrophage (M&#934;) phagocytosis is an important part of the innate immune system response to infection, and the mechanisms through which MSC modulate this response are under active investigation. Presented here is a method to study M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan particles conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule while in co-culture with MSC. As phagocytic activity increases and the labeled zymosan particles are enclosed within the acidic environment of the phagolysosome, the fluorescence intensity of the pH-sensitive molecule increases. With the appropriate excitation and emission wavelengths, phagocytic activity is measured using a fluorescent spectrophotometer and kinetic data is presented as changes in relative fluorescent units over a 70 min period. To support this quantitative data, the change in the phagocytic activity is visualized using dynamic imaging. Results using this method demonstrate that when in co-culture, MSC enhance M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan of both naive and IFN-&#947; treated M&#934;. These data add to the current knowledge of MSC regulation of the innate immune system. This method can be applied in future investigations to fully delineate the underlying cellular and molecular mechanisms.

Presented here is a protocol to quantify and produce dynamic images of mesenchymal stem cell (MSC) mediated regulation of macrophage (M&#934;) phagocytosis of non-opsonized yeast (zymosan) particles that are conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule.

Regolazione mesenchimale delle cellule staminali della fagocitosi dei macrofagi; Quantificazione e imaging

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics ...

Flow Cytometry Approach to Characterize Phagocytic Properties of Acutely-Isolated Adult Microglia and Brain Macrophages In Vitro

Microglia and central nervous system (CNS)-infiltrating macrophages, collectively called CNS mononuclear phagocytes (CNS-MPs), play central roles in neurological diseases including neurodegeneration and stroke. CNS-MPs are involved in phagocytic clearance of pathological proteins, debris and neuronal synapses, each with distinct underlying molecular pathways. Characterizing these phagocytic properties can provide a functional readout that compliments molecular profiling of microglia using traditional flow cytometry, transcriptomics and proteomics approaches. Phagocytic profiling of microglia has relied on microscopic visualization and in vitro cultures of mouse neonatal microglia. The former approach suffers from limited sampling while the latter approach is inherently poorly reflective of the true in vivo state of adult CNS-MPs. This paper describes optimized protocols to phenotype phagocytic properties of acutely-isolated mouse CNS-MPs by flow cytometry. CNS-MPs are acutely isolated from adult mouse brain using mechanical dissociation followed by density gradient centrifugation, incubated with fluorescent microspheres or fluorescent A&#946; fibrils, washed, and then labeled with panels of antibodies against surface markers (CD11b, CD45). Using this approach, it is possible to compare phagocytic properties of brain-resident microglia with CNS-infiltrating macrophages and then assess the effect of aging and disease pathology on these phagocytic phenotypes. This rapid method also holds potential to functionally phenotype acutely-isolated human CNS-MPs from post-mortem or surgical brain specimens. Additionally, specific mechanisms of phagocytosis by CNS-MP subsets can be investigated by inhibiting select phagocytic pathways.

<meta charset="utf8"></head><body>Approccio di citometria a flusso per caratterizzare le proprietà fagocitiche della microglia adulta acutamente isolata e dei macrofagi cerebrali in vitro

Assessment of phagocytic properties of microglia and brain macrophages can provide a valuable functional dimension to molecular profiling studies. We describe a validated protocol that uses flow cytometry to rapidly and reliably quantify phagocytosis of fluorescent microspheres and amyloid beta fibrils by acutely-isolated microglia and brain macrophages from mouse models.

Approccio di citometria a flusso per caratterizzare le proprietà fagocitiche della microglia adulta acutamente isolata e dei macrofagi cerebrali in vitro

Microglia and central nervous system (CNS)-infiltrating macrophages, collectively called CNS mononuclear phagocytes (CNS-MPs), play central roles in ...

Isolation and Culture of Bone Marrow-Derived Macrophages from Mice

Macrophages have important effector functions in homeostasis and inflammation. These cells are present in every tissue in the body and have the important ability to change their profile according to the stimuli present in the microenvironment. Cytokines can profoundly affect macrophage physiology, especially IFN-&#947; and interleukin 4, generating M1 and M2 types respectively. Because of the versatility of these cells, the production of a population of bone marrow-derived macrophages can be a basic step in many experimental models of cell biology. The aim of this protocol is to help researchers in the isolation and culture of macrophages derived from bone marrow progenitors. Bone marrow progenitors from pathogen-free C57BL/6 mice are transformed into macrophages upon exposure to macrophage colony-stimulating factor (M-CSF) that, in this protocol, is obtained from the supernatant of the murine fibroblast lineage L-929. After incubation, mature macrophages are available for use from the 7th to the 10th day. A single animal can be the source of approximately 2 x 107 macrophages. Therefore, it is an ideal protocol for obtaining large amounts of primary macrophages using basic methods of cell culture.

The present protocol describes the isolation and culture of bone marrow-derived macrophages from mice.

Isolamento e coltura di macrofagi derivati dal midollo osseo da topi

Macrophages have important effector functions in homeostasis and inflammation. These cells are present in every tissue in the body and have the important ...

In vitro Quantitative Imaging Assay for Phagocytosis of Dead Neuroblastoma Cells by iPSC-Macrophages

Microglia orchestrate neuroimmune responses in several neurodegenerative diseases, including Parkinson&#39;s disease and Alzheimer&#39;s disease. Microglia clear up dead and dying neurons through the process of efferocytosis, a specialized form of phagocytosis. The phagocytosis function can be disrupted by environmental or genetic risk factors that affect microglia. This paper presents a rapid and simple in vitro&#160;microscopy protocol for studying microglial efferocytosis in an induced pluripotent stem cell (iPSC) model of microglia, using a human neuroblastoma cell line (SH-SY5Y) labeled with a pH-sensitive dye for the phagocytic cargo. The procedure results in a high yield of dead neuroblastoma cells, which display surface phosphatidylserine, recognized as an &#34;eat-me&#34; signal by phagocytes. The 96-well plate assay is suitable for live-cell time-lapse imaging, or the plate can be successfully fixed prior to further processing and quantified by high-content microscopy. Fixed-cell high-content microscopy enables the assay to be scaled up for screening of small molecule inhibitors or assessing the phagocytic function of genetic variant iPSC lines. While this assay was developed to study phagocytosis of whole dead neuroblastoma cells by iPSC-macrophages, the assay can be easily adapted for other cargoes relevant to neurodegenerative diseases, such as synaptosomes and myelin, and other phagocytic cell types.

Neurodegenerative diseases are associated with dysregulated microglia functions. This article outlines an in vitro assay of phagocytosis of neuroblastoma cells by iPSC-macrophages. Quantitative microscopy readouts are described for both live-cell time-lapse imaging and fixed-cell high-content imaging.

In Vitro Fagocitosi di residui del Myelin dai macrofagi derivate da midollo osseo

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Esaurimento e Ricostituzione dei macrofagi nei topi

Derivate dal midollo osseo macrofagi Production

Studio di fagolisosoma Biogenesis nei macrofagi in diretta

Un test Engulfment: un protocollo per valutare le interazioni tra sistema nervoso centrale fagociti e neuroni

Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux

Regolazione mesenchimale delle cellule staminali della fagocitosi dei macrofagi; Quantificazione e imaging

Approccio di citometria a flusso per caratterizzare le proprietà fagocitiche della microglia adulta acutamente isolata e dei macrofagi cerebrali in vitro

Approccio di citometria a flusso per caratterizzare le proprietà fagocitiche della microglia adulta acutamente isolata e dei macrofagi cerebrali in vitro

Isolamento e coltura di macrofagi derivati dal midollo osseo da topi

Test di imaging quantitativo in vitro per la fagocitosi delle cellule morte del neuroblastoma da parte di iPSC-Macrophages