Gli autori desiderano ringraziare Steven Gray, Matthew Rioux, Nanda Regmi e Lacey Stearman dell'UT Southwestern per una discussione produttiva sulla sfida posta dai ratti giovani per l'iniezione intratecale. Questo lavoro è stato in parte sostenuto da finanziamenti di Jaguar Gene Therapy (a JLFK).

Questo studio è stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Emory University (IACUC). Nel presente studio sono stati utilizzati ratti Sprague-Dawley (28-30 giorni di età, massa nell'intervallo di circa 90-135 g, maschi e femmine).
1. Preparazione del vettore
<ol><li>Scongelare il vettore AAV9 (vedi Tabella dei materiali) su ghiaccio all'inizio della procedura.</li>
	<li>Centrifugare brevemente la provetta per microcentrifuga contenente il vettore in una centrifuga da tavolo per assicurarsi che tutto il liquido si trovi sul fondo della provetta.</li>
	<li>Agitare delicatamente la provetta per microcentrifuga per assicurarsi che la soluzione sia ben miscelata.</li>
</ol>2. Preparazione della gabbia di recupero
<ol><li>Posizionare una gabbia pulita su una coperta elettrica (vedi Tabella dei materiali) in modo che solo metà della gabbia sia a contatto con la coperta.</li>
	<li>Impostare la temperatura della coperta a ~37 °C.</li>
</ol>3. Preparazione della piattaforma chirurgica
<ol><li>Scaldare un tampone isotermico (vedi Tabella dei materiali) a 39 °C in un forno a microonde o a bagnomaria in modo che il contenuto diventi liquido.</li>
	<li>Posizionare il tampone isotermico sulla piattaforma chirurgica e coprirlo con un tampone assorbente pulito.</li>
</ol>4. Preparazione degli animali
<ol><li>Anestetizzare i ratti con isoflurano in una scatola trasparente (seguendo i protocolli approvati istituzionalmente). Iniziare l'induzione dell'anestesia utilizzando isoflurano al 5% e diminuire dell'1% al minuto fino a raggiungere il 2%. Tenere l'animale al 2% per altri 3 minuti.</li>
	<li>Sposta la scatola che tiene l'animale su una cappa aspirante e apri la scatola. NOTA: Questo limita l'esposizione del chirurgo all'anestetico.</li>
	<li>Rimuovere i peli dalla parte posteriore dell'animale utilizzando un tagliacapelli elettrico. NOTA: In alternativa è possibile utilizzare una crema depilatoria o un rasoio manuale e una crema da barba.</li>
	<li>Posizionare l'animale sulla piattaforma chirurgica con il muso nel cono del naso per anestesia. NOTA: L'animale può iniziare a riprendere conoscenza mentre il pelo viene rimosso dal sito chirurgico. Se ciò accade, anestetizzarlo nuovamente come descritto sopra.</li>
	<li>Applicare un unguento lubrificante su ciascun occhio per prevenire l'essiccazione delle cornee durante la procedura.</li>
	<li>Disinfettare l'area chirurgica utilizzando tre applicazioni alternate di salviette iodio povidone e isopropanolo.</li>
	<li>Iniettare l'analgesico per via sottocutanea. NOTA: La buprenorfina viene generalmente utilizzata alla dose di 0,01-0,05 mg/kg, somministrata ogni 12 ore. In alternativa, una forma a lento rilascio di questo farmaco può essere somministrata una volta a 1 mg/kg per fornire un adeguato controllo del dolore per 72 ore. Consultare l'IACUC dell'istituto per le loro linee guida in merito alla gestione del dolore.</li>
	<li>Iniettare 100 μl di lidocaina all'1% per via sottocutanea sopra i processi spinosi da L2 a L6 per fornire l'anestesia locale.</li>
	<li>Posizionare un rotolo di carta assorbente o un tubo di 1,5 cm di diametro sotto l'animale, appena rostrale ai fianchi. Questo aiuta a flettere la colonna vertebrale, facilitando l'inserimento dell'ago tra le due lamine.</li>
	<li>Posizionare un telo fenestrato (vedi Tabella dei materiali) sull'animale, centrando la fenestrazione sulla colonna lombare.</li>
</ol>5. Esposizione della colonna lombare
<ol><li>Conferma la profondità dell'anestesia pizzicando ciascuna delle zampe dell'animale e cercando l'assenza di una risposta di astinenza.</li>
	<li>Utilizzando una lama di bisturi #11, creare un'incisione di circa 3 cm di lunghezza nella pelle lungo la linea mediana da L2 a L6.</li>
	<li>Allenta la pelle dal muscolo inserendo un paio di forbici chirurgiche curve sterili tra il muscolo e la pelle e poi aprendo le punte.</li>
	<li>Rimuovere la fascia che copre i processi spinosi L2-L5.</li>
</ol>6. Caricamento della siringa
<ol><li>Pipettare 25-35 μL del vettore (per ottenere la dose desiderata) nel tappo di una provetta sterile per microcentrifuga.</li>
	<li>Aspirare l'intero volume nella siringa da insulina. NOTA: Fare attenzione a non aspirare aria durante questo processo.</li>
</ol>7. Esecuzione dell'iniezione
<ol><li>Identificare i processi spinosi L5 e L4. NOTA: L6 si trova direttamente tra le due creste iliache e il suo processo spinoso dovrebbe essere facile da identificare sondando con uno strumento smussato. Lo strumento può quindi essere fatto scorrere delicatamente sulla schiena per trovare i confini dei processi L5 e L4.</li>
	<li>Metti una mano in modo che il pollice poggi delicatamente sulla coda e su una gamba dell'animale. Utilizzare un dito per tenere ferma la siringa.</li>
	<li>Posizionare l'ago della siringa in modo che si trovi a sinistra del processo spinoso L5 e allineato con la sua estremità caudale. Posizionare la siringa in modo che si trovi a circa 30° dalla linea mediana e a 30° dal piano del tavolo. NOTA: Può essere utile utilizzare un microscopio operatorio per identificare meglio i punti di riferimento e posizionare la punta dell'ago.</li>
	<li>Far avanzare l'ago della siringa in avanti di circa 8 mm, sopra la parte superiore della lamina L5 e poi sotto la lamina L4 nella cassetta lombare fino a quando l'osso non viene colpito. Il posizionamento corretto provocherà una contrazione della gamba e/o della coda che può essere vista o sentita dal pollice appoggiato sulla gamba/coda. Se non ci sono contrazioni, rimuovere l'ago e tentare la procedura dal lato sinistro. Se non ci sono ancora contrazioni, ripetere la procedura tra L4/L3 e L3/L2 se necessario.</li>
	<li>Premere lentamente lo stantuffo per circa 5 s. NOTA: Durante l'iniezione potrebbe verificarsi una contrazione della gamba o della coda.</li>
	<li>Tenere la siringa in posizione per circa 30 secondi dopo aver premuto completamente lo stantuffo per consentire alla pressione di equilibrarsi e ridurre al minimo il reflusso dell'iniettato quando l'ago viene estratto.</li>
	<li>Rimuovere lentamente l'ago.</li>
</ol>8. Chiusura dell'incisione
<ol><li>Approssimare i bordi dell'incisione.</li>
	<li>Iniziando da un'estremità della ferita, utilizzare una sutura 4-0 (vedi Tabella dei materiali) o graffette chirurgiche per chiudere l'incisione.</li>
</ol>9. Recupero e monitoraggio
<ol><li>Metti l'animale nella gabbia preriscaldata.</li>
	<li>Controllare l'animale almeno ogni 15 minuti fino a quando non è completamente deambulante. NOTA: Questo dovrebbe richiedere tra 15 minuti e 45 minuti.</li>
	<li>Per i prossimi tre giorni, eseguire controlli di benessere almeno una volta al giorno. Fornire analgesici per i primi 2 giorni dopo l'intervento chirurgico o come richiesto dall'IACUC.</li>
	<li>Una settimana dopo l'intervento, rimuovere i punti di sutura o le graffette.</li>
</ol>10. Procedura di follow-up
NOTA: Per determinare l'accuratezza della tecnica di iniezione, iniettare il colorante blu di tripano come descritto sopra e quindi sopprimere immediatamente l'animale (seguendo i protocolli approvati istituzionalmente) ed eseguire una laminectomia per visualizzare il risultato.
<ol><li>Mentre l'animale rimane sotto anestesia, sopprimerlo somministrando una dose letale di pentobarbital tramite iniezione intraperitoneale alla dose di 150 mg/kg.</li>
	<li>Una volta cessata la respirazione e l'attività cardiaca, aprire la cavità toracica per garantire la morte. Estendere l'incisione chirurgica lungo la schiena fino al collo.</li>
	<li>Praticare un'incisione lunga 4 cm nel muscolo parallelo alla colonna vertebrale su entrambi i lati dei processi spinosi, mantenendosi il più vicino possibile ai processi.</li>
	<li>Usando una pinza fine o le forbici, rimuovi il muscolo tra i processi spinosi.</li>
	<li>Rimuovere i processi spinosi da L6 fino alla colonna vertebrale toracica inferiore utilizzando un rongeur (vedi Tabella dei materiali). Evitare movimenti di torsione, in quanto ciò potrebbe danneggiare i rongeur.</li>
	<li>Inserire la punta inferiore del rongeur sotto la lamina L5 e rimuovere l'osso sovrastante il midollo spinale prelevando diversi "morsi" da esso. NOTA: Tirare indietro il processo spinoso L6 può facilitare l'inserimento della punta del rongeur. È necessario prestare attenzione per evitare danni al midollo spinale.</li>
	<li>Continuare ad espandere la laminectomia almeno quattro lamine rostralmente. Ispezionare la superficie interna delle lamine per segni di colorante, che possono indicare un'iniezione fallita.</li>
</ol>

Somministrazione di AAV9 con puntura lombare in ratti giovani per la terapia genica del SNC

<ol>
	<li>Wurster, C., Petri, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+in+spinal+muscular+atrophy+research.">Progress in spinal muscular atrophy research.</a> Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).</li><li>Wu, K. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinitis+pigmentosa:+Novel+therapeutic+targets+and+drug+development.">Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development.</a> Pharmaceutics. 15 (2), 685 (2023).</li><li>Larkin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+FDA-approved+gene+therapy+for+hemophilia.">First FDA-approved gene therapy for hemophilia.</a> JAMA. 329 (1), 14 (2023).</li><li>Lee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nadofaragene+firadenovec:+First+approval.">Nadofaragene firadenovec: First approval.</a> Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).</li><li>Taghian, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+safe+and+reliable+technique+for+CNS+delivery+of+AAV+vectors+in+the+cisterna+magna.">A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna.</a> Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).</li><li>Donsante, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+delivery+of+self-complementary+adeno-associated+virus+serotype+9+to+the+adult+rat+brain.">Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain.</a> Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).</li><li>Pellot, J. E., Jesus, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suboccipital+puncture.+[Updated+2022+Jul+25].">Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25].</a> StatPearls [Internet]. , (2022).</li><li>Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elimination+of+lysosomal+storage+in+brains+of+MPS+vii+mice+treated+by+intrathecal+administration+of+an+adeno-associated+virus+vector.">Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector.</a> Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).</li><li>De La Calle, J. L., Paino, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+procedure+for+direct+lumbar+puncture+in+rats.">A procedure for direct lumbar puncture in rats.</a> Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).</li><li>O'connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lot-to-lot+variation+in+adeno-associated+virus+serotype+9+(AAV9)+preparations.">Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations.</a> Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).</li><li>Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV9:+A+potential+blood-brain+barrier+buster.">AAV9: A potential blood-brain barrier buster.</a> Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).</li><li>Hudry, E., Vandenberghe, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+AAV+gene+transfer+to+the+nervous+system:+A+clinical+reality.">Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality.</a> Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).</li><li>Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+proteins,+helper+dependence,+and+seroepidemiology+of+a+new+human+parvovirus.">Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus.</a> Virology. 134 (1), 64-71 (1984).</li><li>Schulz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Binding+and+neutralizing+anti-aav+antibodies:+Detection+and+implications+for+rAAV-mediated+gene+therapy.">Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy.</a> Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).</li><li>Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+CNS+gene+delivery+and+evasion+of+anti-aav-neutralizing+antibodies+by+intrathecal+aav+administration+in+non-human+primates.">Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates.</a> Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).</li><li>Meyer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+single+injection+CSF+delivery+of+AAV9-mediated+gene+therapy+for+sma:+A+dose-response+study+in+mice+and+non-human+primates.">Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates.</a> Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).</li><li>Hinderer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+intrathecal+routes+of+administration+for+adeno-associated+viral+vectors+in+large+animals.">Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals.</a> Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).</li><li>Wang, Y. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebrospinal+fluid+leakage+and+headache+after+lumbar+puncture:+A+prospective+non-invasive+imaging+study.">Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study.</a> Brain. 138, 1492-1498 (2015).</li><li>Hordeaux, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+virus-induced+dorsal+root+ganglion+pathology).">Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology).</a> Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).</li><li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).</li><li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+adeno-associated+virus+serotypes+and+delivery+methods+for+cardiac+gene+transfer.">Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer.</a> Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).</li></ol>

Il Dr. Donsante è un inventore di un brevetto in attesa di brevetto riguardante la somministrazione di vettori AAV9 nel liquido cerebrospinale.

Un'ampia varietà di malattie colpisce il SNC. Fornire una copia funzionale del gene pertinente tramite un vettore virale è una strategia di trattamento interessante per coloro che sono di natura recessiva e monogenica, come l'atrofia muscolare spinale. Tuttavia, la barriera emato-encefalica (BEE) esclude la maggior parte dei vettori di terapia genica somministrati per via endovenosa11. Quelli che possono attraversare la BEE, come l'AAV9, devono essere somministrati in dosi elevate per superare l...

La promessa delle terapie geniche mediate da virus è stata finalmente realizzata negli ultimi anni con l'approvazione da parte della FDA di trattamenti per l'atrofia muscolare spinale, la distrofia retinica, l'emofilia del fattore IX, il cancro e altro ancora. Innumerevoli altre terapie sono attualmente in fase di sviluppo. La terapia genica mira a fornire un gene terapeutico alle cellule di un paziente. I prodotti di questo nuovo gene possono sostituire l'attività mancante di un gene endogeno carente, inibire un gene tossico, uccidere le cellule cancerose o fornire qualche altra funzione benefica.
Per le malattie che colpiscono il sistema nervoso centrale (SNC), è spesso auspicabile somministrare il vettore della terapia genica direttamente al tessuto bersaglio. Gli approcci non sistemici offrono due vantaggi: riducono al minimo gli effetti collaterali fuori bersaglio che possono essere causati dalla trasduzione periferica e riducono notevolmente la quantità di vettore necessaria per raggiungere livelli adeguati di trasduzione nel tessuto bersaglio5.
Esistono diversi approcci per fornire vettori di terapia genica al SNC. L'iniezione intraparenchimale, l'iniezione di un vettore direttamente nel midollo spinale o nel tessuto cerebrale, può essere utilizzata per la consegna in una regione definita. Tuttavia, per molte malattie, è auspicabile un'ampia trasduzione del SNC. Ciò può essere ottenuto fornendo un vettore al liquido cerebrospinale (CSF)5, il fluido che scorre dentro e intorno al cervello e al midollo spinale. Esistono tre modi principali per fornire vettori al CSF. L'approccio più invasivo è la somministrazione intracerebroventricolare, che prevede la perforazione di un foro attraverso il cranio e l'avanzamento di un ago attraverso il cervello nei ventricoli laterali. Questo produce la trasduzione in tutto il cervello. Tuttavia, la procedura può causare emorragia intracranica e l'approccio generalmente produce solo una trasduzione limitata del midollo spinale6. L'iniezione nella cisterna magna alla base del cranio è meno invasiva, ma comporta il rischio di danni al tronco encefalico. Sebbene sia spesso utilizzata nella ricerca sugli animali5, l'iniezione nella cisterna magna non viene più utilizzata di routine in clinica7. La puntura lombare è l'approccio meno invasivo per accedere al liquido cerebrospinale. Ciò comporta il posizionamento di un ago tra due vertebre lombari e nella cassetta lombare.
La puntura lombare per la somministrazione del vettore viene eseguita di routine nei ratti e nei topi adulti e nei topi neonatali 8,9. Gli autori di questo studio hanno recentemente eseguito punture lombari in ratti giovani (28-30 giorni di età) per fornire vettori del sierotipo 9 del virus adeno-associato (AAV9). Nei ratti adulti, un ago per puntura lombare neonatale è stato posizionato verticalmente tra le vertebre L3 e L49. Il corretto posizionamento provoca un movimento della coda e un liquido cerebrospinale che scorre nel serbatoio dell'ago. Nei ratti giovani, tuttavia, non è stato possibile ottenere nessuna di queste letture. Gli autori hanno quindi tentato di adattare una procedura su un topo adulto utilizzando una siringa da insulina da 27 G inserita con un angolo compreso tra L5 e L610. Nei topi adulti, che sono in genere più piccoli dei ratti P28, questo non produce un movimento della coda, ma il posizionamento errato dell'ago è evidente dal riflusso dell'iniettato. Nei ratti giovani, tuttavia, questo approccio ha portato uniformemente alla somministrazione dell'iniettato per via epidurale, probabilmente a causa della diversa elasticità tra i topi adulti e i ratti giovani degli strati di tessuto che circondano il midollo spinale. Successivamente sono stati valutati gli approcci al catetere. Nello specifico, un catetere è stato introdotto attraverso un'incisione nella dura della cisterna lombare e fino al midollo spinale medio-toracico; Tuttavia, questo approccio ha portato a un sostanziale reflusso dell'iniettato fuori dal sito di incisione durante il parto. Anche i tentativi di posizionare il catetere nello spazio intratecale per via percutanea utilizzando un ago guida non hanno avuto successo. A causa della ristrettezza della larghezza interlaminare, il catetere probabilmente colpirebbe la lamina rostrale e non riuscirebbe ad avanzare.
Qui, viene descritto un metodo per ottenere una somministrazione di soluzione efficace e riproducibile tramite una puntura lombare nel ratto giovane. Questo approccio può essere utilizzato per vettori virali e probabilmente anche per cellule, prodotti farmaceutici e altre terapie.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>200 &#181;L filtered pipette tips</td>
			<td>MidSci</td>
			<td>PR-200RK-FL</td>
			<td>Pipetting virus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AAV9-GFP</td>
			<td>Vector Builder</td>
			<td>P200624-1005ynr</td>
			<td>AAV9 vector expressing GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 - 0 Braided</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>J422H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench pad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56616-031</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braintree Scientific Isothermal Pads, 8&#39;&#39; x 8&#39;&#39;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-195-4664</td>
			<td>Maintains body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>1013922</td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine-ER (1 mg/mL)</td>
			<td>Zoopharma</td>
			<td></td>
			<td>Extended-release analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>19-365-409</td>
			<td>Blood removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drape, Mouse, Clear Plastic, 12&#34; x 12&#34;, with Adhesive Fenestration</td>
			<td>Steris</td>
			<td>1212CPSTF</td>
			<td>Surgical drape</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td>Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric Blanket</td>
			<td>CVS Health</td>
			<td></td>
			<td>CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20&#8211;200 &#181;L</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>3123000055</td>
			<td>Pipetting virus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14059-11</td>
			<td>Curved surgical scissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Friedman-Pearson Rongeurs</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16121-14</td>
			<td>Laminectomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holders</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12001-13</td>
			<td>Needle driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc</td>
			<td>BD</td>
			<td>328431</td>
			<td>Syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>803250</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-031-350</td>
			<td>Skin disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine, 1%</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>239935</td>
			<td>Local anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge Tubes: 1.5mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-408-137</td>
			<td>Loading the syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-118-0481</td>
			<td>Skin disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle - #4</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10004-13</td>
			<td>Scalpel blade holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sure-Seal Induction Chamber</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>EZ-17</td>
			<td>Anesthesia box</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>4-111</td>
			<td>#11 Scalpel blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td></td>
			<td>Eye ointment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97063-702</td>
			<td>Injection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intrathecal vector delivery in juvenile rats via lumbar cistern injection

La terapia genica è una potente tecnologia per fornire nuovi geni a un paziente per il trattamento della malattia, sia per introdurre un gene funzionale, inattivare un gene tossico o fornire un gene il cui prodotto può modulare la biologia della malattia. Il metodo di somministrazione del vettore terapeutico può assumere molte forme, che vanno dall'infusione endovenosa per la somministrazione sistemica all'iniezione diretta nel tessuto bersaglio. Per le malattie neurodegenerative, è spesso auspicabile inclinare la trasduzione verso il cervello e/o il midollo spinale. L'approccio meno invasivo per colpire l'intero sistema nervoso centrale prevede l'iniezione nel liquido cerebrospinale (CSF), consentendo alla terapia di raggiungere un'ampia frazione del sistema nervoso centrale. L'approccio più sicuro per rilasciare un vettore nel liquido cerebrospinale è l'iniezione intratecale lombare, in cui un ago viene introdotto nella cisterna lombare del midollo spinale. Questa tecnica, nota anche come puntura lombare, è stata ampiamente utilizzata nei roditori neonatali e adulti e nei modelli animali di grandi dimensioni. Sebbene la tecnica sia simile tra le specie e gli stadi di sviluppo, sottili differenze nelle dimensioni, nella struttura e nell'elasticità dei tessuti che circondano lo spazio intratecale richiedono sistemazioni nell'approccio. Questo articolo descrive un metodo per eseguire la puntura lombare nei ratti giovani per fornire un vettore del sierotipo 9 adeno-associato. Qui, 25-35 μL di vettore sono stati iniettati nella cisterna lombare e un reporter di proteina fluorescente verde (GFP) è stato utilizzato per valutare il profilo di trasduzione risultante da ciascuna iniezione. Vengono discussi i vantaggi e le sfide di questo approccio.

The promise of viral-mediated gene therapies has finally been realized in recent years with the FDA approval of treatments for spinal muscular atrophy, retinal dystrophy, factor IX hemophilia, cancer, and more1,2,3,4. Countless other therapeutics are currently in development. Gene therapy aims to deliver a therapeutic gene to a patient&#39;s cells. The products of this new gene can replace the missing activity from a deficient endogenous gene, inhibit a toxic gene, kill cancerous cells, or provide some other beneficial function.
For diseases affecting the central nervous system (CNS), delivering the gene therapy vector directly to the target tissue is often desirable. Non-systemic approaches provide two benefits: they minimize off-target side effects that may be caused by peripheral transduction, and they greatly reduce the amount of vector needed to achieve adequate levels of transduction in the target tissue5.
There are a variety of approaches to delivering gene therapy vectors to the CNS. Intraparenchymal injection, the injection of a vector directly into the spinal cord or brain tissue, can be used for delivery to a defined region. However, for many diseases, broad transduction of the CNS is desired. This can be accomplished by delivering a vector to the cerebrospinal fluid (CSF)5, the fluid that flows in and around the brain and spinal cord. There are three primary ways to deliver vectors to the CSF. The most invasive approach is intracerebroventricular delivery, which involves drilling a burr hole through the skull and advancing a needle through the brain into the lateral ventricles. This yields transduction throughout the brain. However, the procedure may cause intracranial hemorrhage, and the approach generally produces only limited transduction of the spinal cord6. Injection into the cisterna magna at the base of the skull is less invasive, but carries the risk of damage to the brainstem. While often used in animal research5, injection into the cisterna magna is no longer used routinely in the clinic7. Lumbar puncture is the least invasive approach to access the CSF. This involves placing a needle between two lumbar vertebrae and into the lumbar cistern.
Lumbar puncture for vector delivery is routinely performed in adult rats and mice and in neonatal mice8,9. The authors of this study recently performed lumbar punctures in juvenile rats (28-30 days of age) to deliver adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) vectors. In adult rats, a neonatal lumbar puncture needle was placed vertically between the L3 and L4 vertebrae9. Proper placement results in a tail flick and CSF flowing up into the needle reservoir. In juvenile rats, though, neither of these read-outs could be achieved. The authors then attempted to adapt an adult mouse procedure using a 27 G insulin syringe inserted at an angle between L5 and L610. In adult mice, which are typically smaller than P28 rats, this does not produce a tail flick, but incorrect needle placement is evident by the backflow of the injectate. In juvenile rats, however, this approach uniformly led to the injectate being delivered epidurally, likely resulting from different elasticity between adult mice and juvenile rats of the tissue layers surrounding the spinal cord. Catheter approaches were evaluated next. Specifically, a catheter was introduced through an incision in the dura of the lumbar cistern and up to the mid-thoracic spinal cord; however, this approach led to substantial reflux of the injectate back out of the incision site during delivery. Attempts to place the catheter into the intrathecal space percutaneously using a guide needle were also unsuccessful. Due to the narrowness of the interlaminar width, the catheter would likely hit the rostral lamina and fail to advance.
Here, a method is described to achieve successful and reproducible solution delivery via a lumbar puncture in the juvenile rat. This approach can be used for viral vectors, and likely also for cells, pharmaceuticals, and other therapeutics.

Autore in primo piano: Valutazione dell'efficacia della terapia genica intratecale nei ratti giovani

Somministrazione intratecale di vettori in ratti giovani tramite iniezione nella cisterna lombare

Our research focuses on the development of gene therapies for diseases that affect the central nervous system. As of December, 2023, the FDA has approved AAV-based gene therapies for a handful of genetic stores, including spinal muscular atrophy, Leber congenital amaurosis, Duchenne muscular dystrophy, and Hemophilia A and B.Many more treatments are currently being investigated in preclinical and clinical trials. Devising safe and effective interventions for genetic diseases requires leveraging a range of approaches from careful natural history studies in patients to preclinical work in tissue culture and animal models, and gene therapy is really only one of several technologies that are used for this purpose.Many gene therapy experiments use neonatal or adult animals. Few evaluate treatments in juveniles, even though this represents a significant patient population for genetic disorders. So, for older children, body size and the immune system pose significant barriers to intravenous delivery of gene therapies.Intrathecal delivery may overcome this, but we need appropriate models to test this hypothesis. This procedure that we have developed will allow us to evaluate the efficacy of this approach in juvenile rats.

Per determinare l'accuratezza della tecnica di iniezione, è stato utilizzato un colorante, il blu di tripano, come surrogato della terapia. Questo colorante si lega facilmente alle proteine, quindi generalmente rimane all'interno della struttura in cui è stato iniettato. Ciò significa che il colorante potrebbe non prevedere con precisione la distribuzione post-iniezione della terapia; Viene semplicemente utilizzato per rivelare l'accuratezza dell'iniezione. Quando viene introdotto con successo nella cisterna lombare, ...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Assessing Intrathecal Gene Therapy Efficacy in Juvenile Rats at JoVE.com

Viene descritta una procedura chirurgica per eseguire iniezioni nella cisterna lombare del ratto giovane. Questo approccio è stato utilizzato per la somministrazione intratecale di vettori di terapia genica, ma si prevede che questo approccio possa essere utilizzato per una varietà di terapie, tra cui cellule e farmaci.

Gene therapy is a powerful technology to deliver new genes to a patient for the treatment of disease, be it to introduce a functional gene, inactivate a ...

La nostra ricerca si concentra sullo sviluppo di terapie geniche per le malattie che colpiscono il sistema nervoso centrale. A partire da dicembre 2023, la FDA ha approvato terapie geniche basate su AAV per una manciata di riserve genetiche, tra cui l'atrofia muscolare spinale, l'amaurosi congenita di Leber, la distrofia muscolare di Duchenne e l'emofilia A e B.Molti altri trattamenti sono attualmente in fase di studio in studi preclinici e clinici. L'ideazione di interventi sicuri ed efficaci per le malattie genetiche richiede l'utilizzo di una serie di approcci, da attenti studi di storia naturale nei pazienti al lavoro preclinico in colture tissutali e modelli animali, e la terapia genica è in realtà solo una delle numerose tecnologie utilizzate a questo scopo.Molti esperimenti di terapia genica utilizzano animali neonatali o adulti. Pochi valutano i trattamenti nei giovani, anche se questo rappresenta una popolazione significativa di pazienti per malattie genetiche. Quindi, per i bambini più grandi, le dimensioni del corpo e il sistema immunitario pongono ostacoli significativi alla somministrazione endovenosa di terapie geniche.La somministrazione intratecale può superare questo problema, ma abbiamo bisogno di modelli appropriati per testare questa ipotesi. Questa procedura che abbiamo sviluppato ci permetterà di valutare l'efficacia di questo approccio nei ratti giovani.

intrathecal-vector-delivery-juvenile-rats-via-lumbar-cistern

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Intrathecal Vector Delivery in Juvenile Rats via Lumbar Cistern Injection

576 Views.  Emory University. La nostra ricerca si concentra sullo sviluppo di terapie geniche per le malattie che colpiscono il sistema nervoso centrale. A partire da dicembre 2023, la FDA ha approvato terapie geniche basate su AAV per una manciata di riserve genetiche, tra cui l'atrofia muscolare spinale, l'amaurosi congenita di Leber, la distrofia muscolare di Duchenne e l'emofilia A e B.Molti altri trattamenti sono attualmente in fase di studio in studi preclinici e clinici. L'ideazione di interventi sicuri ed efficac...

Video: Autore in primo piano: Valutazione dell'efficacia della terapia genica intratecale nei ratti giovani

Gene therapy is a powerful technology to deliver new genes to a patient for the treatment of disease, be it to introduce a functional gene, inactivate a toxic gene, or provide a gene whose product can modulate the biology of the disease. The delivery method for the therapeutic vector can take many forms, ranging from intravenous infusion for systemic delivery to direct injection into the target tissue. For neurodegenerative disorders, it is often desirable to skew transduction towards the brain and/or spinal cord. The least invasive approach to target the entire central nervous system involves injection into the cerebrospinal fluid (CSF), allowing the therapeutic to reach a large fraction of the central nervous system. The safest approach to deliver a vector into the CSF is the lumbar intrathecal injection, where a needle is introduced into the lumbar cistern of the spinal cord. This technique, also known as a lumbar puncture, has been widely used in neonatal and adult rodents and in large animal models. While the technique is similar across species and developmental stages, subtle differences in size, structure, and elasticity of tissues surrounding the intrathecal space require accommodations in the approach. This article describes a method for performing lumbar puncture in juvenile rats to deliver an adeno-associated serotype 9 vector. Here, 25-35 &#181;L of vector were injected into the lumbar cistern, and a green fluorescent protein (GFP) reporter was used to evaluate the transduction profile resulting from each injection. The benefits and challenges of this approach are discussed.

A surgical procedure is described to perform injections into the lumbar cistern of the juvenile rat. This approach has been used for the intrathecal delivery of gene therapy vectors, but it is anticipated that this approach can be used for a variety of therapeutics, including cells and drugs.