JoVE Logo

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

このプロトコルでは、ミニポンプを使用して制御されたレトロゾール放出を通じて、マウスに多嚢胞性卵巣症候群 (PCOS) モデルを誘導する技術を紹介します。十分な麻酔下でミニポンプを皮下に移植し、ミニポンプを一定時間放出した後、マウスにPCOSを成功裏に誘導しました。

要約

多嚢胞性卵巣症候群(PCOS)は、女性の不妊症の主な原因の1つです。動物モデルは、PCOSの病因メカニズムの研究や関連する医薬品開発に広く使用されています。レトロゾール誘導マウスモデルは、PCOS患者の代謝および生殖表現型を再現します。PCOSマウスにおけるレトロゾール治療の従来の方法は、一定期間にわたって毎日投与する必要があり、これは労働集約的であり、マウスに大きなストレスを引き起こす可能性があります。この研究では、制御されたレトロゾール放出ミニポンプを埋め込むことにより、マウスにPCOSを誘導するための簡単で効果的な方法について説明します。定量的な量のレトロゾールを安定して連続的に放出できるミニポンプを作製し、麻酔下マウスに皮下移植しました。この研究では、マウスモデルがレトロゾールミニポンプ移植後のPCOSの特徴をうまく模倣したことが示されました。この研究で使用された材料と機器は、ほとんどのラボですぐに入手でき、特別なカスタマイズは必要ありません。まとめて、この記事では、マウスでPCOSを誘導するためのユニークで実行しやすい方法を提供します。

概要

多嚢胞性卵巣症候群(PCOS)は、生殖年齢1の女性に最も一般的な疾患の1つです。これは、世界の女性の最大18%が罹患しており、世界中の女性の不妊の主な原因です2,3。PCOSは、ゴナドトロピン分泌障害、慢性無排卵、アンドロゲン産生の増加、多嚢胞性卵巣形態など、相互に関連する一連の生殖異常を特徴としています4。婦人科疾患に加えて、PCOSは心血管疾患のリスクも増加させます5,6。何十年にもわたる研究にもかかわらず、PCOSの病因は不明のままです7,8

PCOSの病因についてより深い洞察を得て、新しい治療法を開発するためには、人間の生理学を厳密に模倣した動物モデルを作成することが非常に重要です9。現在報告されているPCOSのげっ歯類モデルには、テストステロン、レトロゾール、吉草酸エストラジオールなどの治療によって誘発されるモデルが含まれます。テストステロンは高アンドロゲン血症を誘発し、ラットのPCOS誘導剤としてより一般的に使用されています10。DHEAは、げっ歯類のPCOSを誘発するために使用され、テストステロンレベル、LH / FSH(黄体形成ホルモン/卵胞刺激ホルモン)比を増加させ、不規則な発情周期を引き起こします11。エストラジオール吉草酸エストーゲン(EV)は長時間作用型エストロゲンであり、この方法を使用した研究では、性ステロイドホルモンと性腺刺激ホルモンのレベルが投与されたEVの用量によって異なることが示されています12,13,14。レトロゾールは非ステロイド性アロマターゼ阻害剤です15。レトロゾール治療は、非周期的な発情を誘発し、卵巣の重量、体重を増加させ、脂肪細胞を拡大し、卵胞の発達を最大化し、ラットのテストステロンレベルを上昇させます16,17。レトロゾールで治療したマウスは、副鼻腔卵胞と出血性嚢胞の数が増加し、LH、FSH、エストラジオール、およびプロゲステロンの濃度が上昇します18,19

現在、レトロゾール誘発性PCOSモデリングの主な方法は、経口投与と皮下注射を含み、どちらも毎日繰り返し投与する必要があります20,21,22。これらの方法は時間と労力を要し、反復投与は動物に大きなストレスを与える可能性が高い23。一部の研究ではレトロゾールペレット24,25を使用していますが、これらの製品はカスタマイズする必要があり、高価です。本報告では、ミニポンプを用いてマウスにPCOSを誘導する技術について述べる。この方法はシンプルで時間を節約し、ほとんどの検査室ですぐに入手できる手術器具や機器を使用します。

プロトコル

この研究のすべての動物実験プロトコルは、復旦大学の動物倫理委員会によって承認されました。ここでは、4週齢の雌C57BL/6Jマウスを使用しました。この研究で使用された動物、試薬、および機器の詳細は、 資料表に記載されています。

1.ミニポンプの準備

  1. 元の包装ボトルに保存されたレトロゾール粉末(50 mg)を取り、ボトル内のレトロゾール粉末を300 x g で5秒間(室温)遠心分離し、キャップを開けます。.
  2. レトロゾール粉末に625μLのDMSOをピペットでゆっくりと加え、よく混合して8 mg/100 μL、合計625 μLの濃度のストック溶液を得ます。
    注:異なるパッケージサイズのレトロゾール粉末を使用する場合は、ストックソリューションを構成するために事前にDMSOの必要量を計算してください。レトロゾール粉末、DMSO、およびその他の関連化合物は、滅菌グレードでなければなりません。ピペットの先端、チューブ、およびその他の関連アイテムは、使用前に滅菌または滅菌する必要があります。
  3. 実験計画に従って必要なマウスの数を数えます。
  4. 必要なマウスの数に応じて、必要なレトロゾール原液の総量をピペットで汲み上げ、ゆっくりと遠心チューブに注入します。
    注:8週間の曝露のための4週齢マウスは、PCOSマウスモデルを誘導するために選択されました。レトロゾールの総用量はマウス1匹につき8mgであり、これには2つの連続したポンプを移植する必要があります(1つのポンプは4週間放出されます)、つまり、ポンプごとに4mg / 4週間です。.ステップ1.2で述べたように、レトロゾール原液の濃度は8 mg/100 μLです。ポンプを調製するには、以下の計算で各ポンプに50 μLのストック溶液が必要です:合計4 mgのレトロゾールを8 mg / 100 μLで割った値。
  5. 等量のPEG300を吸い上げ、レトロゾール溶液に加え、よく混ぜます(適切にボルテックスできます)。
  6. 対照群用の制御ビヒクル溶液を調製します(レトロゾールを含まない各ポンプに対して50μLのDMSO+50μLのPEG300)。
  7. 必要なポンプの数に応じて、適切な数の滅菌遠心分離チューブを準備します。各ポンプに15 mLの遠心分離チューブを1本用意する必要があります。
  8. シリンジで生理食塩水を抜き、各遠心チューブに5mLの生理食塩水を加えます。次に、遠心分離チューブにキャップをして、さらに使用するためにチューブラックに置きます。
  9. 新しい滅菌手袋を着用し、ミニポンプを希望の量だけ取り出し、清潔で滅菌済みのカウンタートップまたは容器に置きます。
  10. ポンプ本体に合うキャップを親指と人差し指でそっとつまみ、もう一方の手でポンプ本体を持ちます。
  11. 細いチューブをキャップに取り付けた状態で、ポンプの充填ポートをゆっくりと数回突きます(図1B)。
    注:目詰まりが解消されていないと、充填後に液体がチューブ内を自由に流れない場合があります。
  12. ポンプと一致する針と1mLの滅菌シリンジを取ります。針をシリンジに取り付けてしっかりとします(図1C)。
  13. 上記で設定したレトロゾールの最終溶液を、新しく組み立てたシリンジで慎重にゆっくりと引き上げます(図1D)。
    注:レトロゾール溶液の吸引は、ゆっくりと均一に行う必要があります。.急速な吸引は気泡を発生させることがあり、その後の薬液注入に影響を与える可能性があります。
  14. レトロゾール溶液をミニポンプに注入します。
    1. ミニポンプを片手で慎重につまんで直立させ、もう一方の手で前述の1mLシリンジを持ってポンプの一番下にゆっくりと挿入します(図1E)。
      注:針がポンプの底に挿入されていない場合、ポンプ内の液体は注射中に簡単に泡立ち、ポンプのその後の薬物の放出に影響を与えます。
    2. 次に、構成された溶液をゆっくりと注入します。ポンプの開口部がわずかに泡立つと、注入に気付くことができます。
    3. 注入量が90μLに近づいたら、よりゆっくりと注入します。ポンプが完全に満たされたら(約100μL)、シリンジを引き出します。
    4. キャップをポンプ本体に慎重に挿入し、しっかりと締めます。このとき、少量の溶液がこぼれ落ちます。丁寧に拭き取ります。
  15. 薬物を装填したポンプを、出口を上に向けて(キャップのある端)、前に準備した遠心分離チューブを取り、ポンプを滅菌生理食塩水に完全に浸します(図1F)。次に、遠心分離チューブにキャップをして、チューブラックに置きます。
    注意: プロセス全体でポンプが汚染されないように注意してください。
  16. すべてのミニポンプが完成したら、すべての遠心分離管を37°Cのサーモスタットに48時間入れます。

2.手術と麻酔の準備

  1. 手術当日には、鉗子、止血器、手術用ハサミ、ニードルホルダー、4-0吸収性外科用縫合糸など、必要なすべての器具を準備し、滅菌してください。
  2. イソフルラン麻酔器(図2B)を使用する前に、パイプラインの接続が正しいかどうかを注意深く確認し、パイプラインが無傷で漏れていないことを確認してください。
  3. 麻酔器の蒸発器にある充填シーリングキャップを緩め、麻酔薬をゆっくりと追加します。
  4. 麻酔器にラベル付けされた上限と下限の間の麻酔レベルを保ちます。
  5. 三方弁スイッチを変換して、麻酔器の蒸発器からの空気の流れが麻酔誘導ボックスに接続されていることを確認します。
  6. エアポンプとエバポレーターを開き、麻酔導入用のイソフルランの濃度を調整します(通常は3%〜4%)。
  7. 麻酔薬が誘導ボックスを満たすまで約1分間待ってから、マウスを誘導ボックスに入れて、完全な麻酔まで待ちます(このプロセスには約2〜3分かかります)。
  8. マウスが十分に麻酔されていることを確認して、ボックスをそっと傾けます。.マウスをひっくり返して横臥位に戻る兆候が見られない場合は、麻酔が誘発されます。

3.レトロゾールミニポンプの埋め込み

  1. サージカルマスクと滅菌手袋を着用してください。
  2. 麻酔前のマウスを誘導ボックスから取り出し、脱毛クリームをマウスの背中に塗布し、1分間待ちます。脱毛クリームと髪を濡れたガーゼでやさしく拭き取ります。
  3. 同時に、三方弁スイッチを変更して、麻酔器の蒸発器からの空気の流れが麻酔マスクに接続されていることを確認し、メンテナンス濃度(通常は2%)を調整します。
  4. 脱毛後、利き手でマウスを持ち、頭/鼻を麻酔マスクに入れます。
  5. ペダル離脱反射をテストして、麻酔の深さを確認します。
    注:麻酔を含むすべての手順は、活性炭タブレットを取り付けたガスフィルターを使用して行う必要があり、手順はドラフト内で実行する必要があります。
  6. マウスを操作プレートの腹臥位に固定し、両目にアイ潤滑剤を塗布します。
  7. ポビドンヨードスワブを露出した皮膚に3回塗布します(図2C)。次に、メロキシカムを2 mg / kgの用量で皮下注射します。.
  8. つま先をつまんで麻酔の深さを再度確認します。次に、首の後ろの正中線で、無毛側の皮膚に有利になるように、鉗子で皮膚をつまみ、メスや手術用ハサミで横方向に約0.5cm切開します(図2D)。
  9. 次に、切開部の下の表皮を開き、止血器または針ホルダーでアクセスして皮膚を解放し、ミニポンプ(切開部から約2cm離れた場所)用のスペースを確保します(図2E)。
  10. 滅菌鉗子を使用して遠心分離管の生理食塩水からポンプを取り出し、ポンプの開放端を下に向けて、マウスにポンプを皮下挿入する準備をします(図2F)。
  11. 皮膚切開部の片側を鉗子で固定し、ポンプを皮下腔に押し込みます。ポンプに入るときに抵抗があってはなりません。中に入ったら、指を使ってポンプをできるだけ内側に少しゆっくりと押し込みます(図1G)。
  12. 4-0外科用縫合糸を使用して、切開部位を慎重に縫合します(図2H)。
    注意:縫合の際は、皮下ポンプ本体を傷つけないように注意してください。
  13. 縫合後、ヨードフォア綿棒で手術部位の皮膚を2回消毒します。

4. 動物の回復

  1. 手術後、麻酔中に使用したマットレスからマウスを乾燥した清潔なマットレスにそっと移します。マウスが暖かく静かな環境にいることを確認してください。
  2. マウスの呼吸の深さや頻度など、マウスの状態を注意深く監視します。
  3. マウスの可動性が戻り始めるときのマウスの行動を観察します。最後に、めまいや協調性のない動きなどの明らかな異常な行動なしに、立ったり歩いたりできることを確認してください。
  4. マウスが回復したら、事前に準備したケージにマウスを静かに移します。マウスが餌を食べられるように、滅菌ゼリーと餌をケージの底に置きます。
    注:手術部位を伸ばすと、術後早期にマウスが飲みやすく食べなくなる可能性があるため、ケージの底にゼリーと餌を置きます。
  5. メロキシカムを2 mg / kgの用量で皮下注射します(手術後最初の3日間は24時間ごと)。8週間のレトロゾール治療(すなわち、2回連続したミニポンプ移植)の後、マウスモデルをテストします。

結果

実験プロトコルといくつかの重要なステップを 図1図2に示します。血清テストステロンレベルは 図3Aに示されています。レトロゾールミニポンプ処理マウス(以下、LTZマウス)は、雌の対照マウスと比較して、血清テストステロンレベルが有意に上昇しました。.一方、卵巣の組織学的解析では、LTZ?...

ディスカッション

この報告では、簡単に入手できる材料を使用してマウスにPCOSを誘導するための簡単なプロトコルを示しています。マウスPCOSモデルは、PCOSメカニズムの探索と薬物のスクリーニングに不可欠です26。マウスでPCOSモデルを誘導するために利用可能な方法の中で、レトロゾール誘導は最も一般的に使用される方法の1つです。レトロゾールの使用は、テ?...

開示事項

著者は何も開示していません。

謝辞

この研究は、中国の国家重点研究開発プログラム(助成金2021YFC2700701)、中国国家自然科学基金会(助成金82088102、82071731、82171613、8227034、81601238)、中国医学院医学イノベーション基金(助成金2019-I2M-5-064)、上海市科学技術委員会(助成金21Y11907600)、上海市健康家族計画委員会(助成金20215Y0216)、 上海市衛生委員会の共同イノベーションプログラム(助成金2020CXJQ01)、上海病院開発センターの臨床研究計画(助成金SHDC2020CR1008A)、上海婦人科疾患臨床研究センター(助成金22MC1940200)、上海泌尿生殖器系疾患研究センター(助成金2022ZZ01012)、上海フロンティア生殖開発科学研究基地、曲州市科学技術委員会(助成金2022K54)、 浙江大学教育部生殖遺伝学重点研究室オープンファンドプロジェクト(助成金KY2022035)、および広東医科学院オープンファンドプロジェクト(助成金YKY-KF202202)。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
SyringeBofeng BiotechBD3008411ML (sterile)
Centrifugation tubeBiological Hope1850-K15ML (sterile)
PipetteEppendorf3123000268-A100μL-1000μL (sterile)
PipetteTopPette701010100810μL-100μL (sterile)
Letrozole powderSigmaL6545-50MGPrimary acting drugs (sterile)
PEG(Poly(ethylene glycol))SolarbioP8250Used for dissolution (sterile)
Sterile Physiological Saline SolutionBiosharpBL158AMini-pump storage
Osmotic PumpsALZET1004Letrozole storage and sustained release (sterile)
Dimethyl sulfoxideBiosharpBS087Used for dissolution (sterile)
Small Animal Anesthesia MachineRWD R500IPUsed for anesthesia
Isoflurane RWD20071302Used for anesthesia
HemostatsBiosharpBS-HF-S-125Surgical instrument
ScissorsBiosharpBS-SOR-S-100PSurgical instrument
Needle holderShangHaiJZJ32010Surgical instrument
ForcepsRWD F12028Surgical instrument
Needle and the 4-0 absorbable sutureJINGHUANCR413Surgical instrument
Povidone-iodine swabsSingleLadyGB26368-2010Skin disinfection
Depilatory creamZIKER BIOTECHNOLOGYZK-L2701 Depilation agent for laboratory animals
Nitrile GlovesBiosharpBC040-LUsed for aseptic operation
Sterile gauzeZHENDEBA69087Used for wiping liquids
C57BL/6J MiceShanghai Model Organisms CenterN/AAge: 4 weeks
Pet Eye LubricantBAITESHF021153Used for mouse eye lubricant
Meloxicam InjectionMEIDAJIAR21064-21Used for mouse analgesia (sterile)

参考文献

  1. Dapas, M., Dunaif, A. Deconstructing a syndrome: Genomic insights into PCOS causal mechanisms and classification. Endocr Rev. 43 (6), 927-965 (2022).
  2. Teede, H., et al. Anti-müllerian hormone in PCOS: A review informing international guidelines. Trends Endocrinol Metab. 30 (7), 467-478 (2019).
  3. Joham, A. E., et al. Polycystic ovary syndrome. Lancet Diabetes Endocrinol. 10 (9), 668-680 (2022).
  4. Pan, J. X., et al. Aberrant expression and DNA methylation of lipid metabolism genes in PCOS: A new insight into its pathogenesis. Clin Epigenetics. 10, 6 (2018).
  5. Gao, L., et al. Calcitriol attenuates cardiac remodeling and dysfunction in a murine model of polycystic ovary syndrome. Endocrine. 52 (2), 363-373 (2016).
  6. Gao, L., et al. Polycystic ovary syndrome fuels cardiovascular inflammation and aggravates ischemic cardiac injury. Circulation. 148 (24), 1958-1973 (2023).
  7. Rosenfield, R. L., Ehrmann, D. A. The pathogenesis of polycystic ovary syndrome (PCOS): The hypothesis of PCOS as functional ovarian hyperandrogenism revisited. Endocr Rev. 37 (5), 467-520 (2016).
  8. Wang, F., et al. Alternative splicing of the androgen receptor in polycystic ovary syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (15), 4743-4748 (2015).
  9. Noroozzadeh, M., Behboudi-Gandevani, S., Zadeh-Vakili, A., Ramezani Tehrani, F. Hormone-induced rat model of polycystic ovary syndrome: A systematic review. Life Sci. 191, 259-272 (2017).
  10. Tyndall, V., et al. Effect of androgen treatment during foetal and/or neonatal life on ovarian function in prepubertal and adult rats. Reproduction. 143 (1), 21-33 (2012).
  11. Jang, M., et al. Oriental medicine Kyung-ok-ko prevents and alleviates dehydroepiandrosterone-induced polycystic ovarian syndrome in rats. PLoS One. 9 (2), e87623 (2014).
  12. Brawer, J. R., Munoz, M., Farookhi, R. Development of the polycystic ovarian condition (PCO) in the estradiol valerate-treated rat. Biol Reprod. 35 (3), 647-655 (1986).
  13. Mirabolghasemi, G., Kamyab, Z. Changes of the uterine tissue in rats with polycystic ovary syndrome induced by estradiol valerate. Int J Fertil Steril. 11 (1), 47-55 (2017).
  14. Li, X., et al. Amitriptyline plays important roles in modifying the ovarian morphology and improving its functions in rats with estradiol valerate-induced polycystic ovary. Arch Pharm Res. 42 (4), 344-358 (2019).
  15. Mamounas, E. P., et al. Use of letrozole after aromatase inhibitor-based therapy in postmenopausal breast cancer (NRG oncology/NSABP B-42): A randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet Oncol. 20 (1), 88-99 (2019).
  16. Deveci, H. S., et al. Histological evaluation of rat larynx in experimental polycystic ovary syndrome model. Eur Arch Otorhinolaryngol. 269 (8), 1945-1950 (2012).
  17. Du, D. F., Li, X. L., Fang, F., Du, M. R. Expression of anti-müllerian hormone in letrozole rat model of polycystic ovary syndrome. Gynecol Endocrinol. 30 (12), 885-889 (2014).
  18. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The gut microbiome is altered in a letrozole-induced mouse model of polycystic ovary syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509 (2016).
  19. Arroyo, P., Ho, B. S., Sau, L., Kelley, S. T., Thackray, V. G. Letrozole treatment of pubertal female mice results in activational effects on reproduction, metabolism and the gut microbiome. PLoS One. 14 (9), e0223274 (2019).
  20. Pyun, B. J., et al. Tetragonia tetragonioides (pall.) Kuntze regulates androgen production in a letrozole-induced polycystic ovary syndrome model. Molecules. 23 (5), 1173 (2018).
  21. Patel, R., Shah, G. Insulin sensitizers modulate GNRH receptor expression in PCOS rats. Arch Med Res. 49 (3), 154-163 (2018).
  22. Chaudhari, N., Dawalbhakta, M., Nampoothiri, L. GNRH dysregulation in polycystic ovarian syndrome (PCOS) is a manifestation of an altered neurotransmitter profile. Reprod Biol Endocrinol. 16 (1), 37 (2018).
  23. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  24. Lee, Y. H., et al. Welsh onion root (Allium fistulosum) restores ovarian functions from letrozole induced-polycystic ovary syndrome. Nutrients. 10 (10), 1430 (2018).
  25. Yang, H., et al. Traditional medicine (mahuang-tang) improves ovarian dysfunction and the regulation of steroidogenic genes in letrozole-induced PCOS rats. J Ethnopharmacol. 248, 112300 (2020).
  26. Corrie, L., et al. Recent updates on animal models for understanding the etiopathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Life Sci. 280, 119753 (2021).
  27. Corbin, C. J., Trant, J. M., Walters, K. W., Conley, A. J. Changes in testosterone metabolism associated with the evolution of placental and gonadal isozymes of porcine aromatase cytochrome p450. Endocrinology. 140 (11), 5202-5210 (1999).
  28. Ryan, G. E., Malik, S., Mellon, P. L. Antiandrogen treatment ameliorates reproductive and metabolic phenotypes in the letrozole-induced mouse model of PCOS. Endocrinology. 159 (4), 1734-1747 (2018).
  29. Bhattarai, P., Rijal, S., Bhattarai, J. P., Cho, D. H., Han, S. K. Suppression of neurotransmission on gonadotropin-releasing hormone neurons in letrozole-induced polycystic ovary syndrome: A mouse model. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1059255 (2022).
  30. Annie, L., Gurusubramanian, G., Roy, V. K. Inhibition of visfatin by fk866 mitigates pathogenesis of cystic ovary in letrozole-induced hyperandrogenised mice. Life Sci. 276, 119409 (2021).
  31. Mcdonald, L. T., et al. Early blood profile of C57BL/6 mice exposed to chronic unpredictable stress. Front Psychiatry. 10, 230 (2019).
  32. Torres, P. J., et al. Exposure to a healthy gut microbiome protects against reproductive and metabolic dysregulation in a PCOS mouse model. Endocrinology. 160 (5), 1193-1204 (2019).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

PCOS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

研究

教育

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved