著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

ここでは、重合ヒトヘモグロビン(PolyhHb)ベースの酸素キャリアを灌流液として適用する方法と、この灌流溶液をラット のex vivo 肺灌流モデルで試験できるプロトコルについて説明します。

要約

肺移植は、適切なドナーの不足によって妨げられています。以前は、限界的または不十分であると考えられていたドナーは破棄されていました。しかし、 ex vivo 肺灌流 (EVLP) などの新しくエキサイティングな技術により、肺移植提供者は限界ドナー同種移植片に対する評価を延長できます。このダイナミックな評価プラットフォームにより、肺移植が増加し、医療提供者は以前は廃棄されていたドナーを使用できるようになったため、ドナープールが拡大しました。現在の灌流技術は、細胞性灌流または無細胞性灌流物を使用しており、どちらにも明確な長所と短所があります。灌流組成物は、恒常性を維持し、適切な代謝サポートを提供し、炎症と細胞死を減少させ、最終的には臓器機能を改善するために重要です。灌流溶液には、適切な膠質浸透圧を維持するために十分なタンパク質濃度が含まれている必要があります。しかし、現在の灌流溶液は、肺内皮を介した体液の血管外漏出につながることが多く、不注意による肺水腫や損傷を引き起こします。したがって、適切な細胞恒常性を維持しながら過度の損傷を防ぐ新しい灌流ソリューションを開発する必要があります。ここでは、重合ヒトヘモグロビン(PolyhHb)ベースの酸素キャリアを灌流液として適用する方法と、この灌流溶液をラットEVLPのモデルで試験できるプロトコルについて説明します。この研究の目標は、肺移植コミュニティに、新しい灌流ソリューションの設計と開発における重要な情報と、臨床的に関連するトランスレーショナル移植モデルでそれらをテストするための適切なプロトコルを提供することです。

概要

固形臓器移植の他の分野と同様に、肺移植はドナー臓器の不足に悩まされています。ドナープールを増やすために、かつて移植に適さないと考えられていた同種移植片、すなわち拡張基準ドナー(ECD)の可能性を調査するために重要な研究が捧げられてきました。これらの同種移植片は、疑わしい品質、機能の低下、感染、外傷、長期にわたる温かくまたは寒い虚血性時間、高齢など、さまざまな理由でECDと見なすことができます1,2。場合によっては、これらの肺が即時移植3に適している場合、これらの肺をさらに評価して移植への適合性を判断することは、提供者とレシピエントの両方にとって有利であることがよくあります。Ex vivo 肺灌流 (EVLP) は、ドナー 2,4,5,6,7 の外部の閉回路で潜在的な肺同種移植片の拡張評価を可能にする技術であり、移植提供者が移植の適合性を判断できるようにします。EVLPは、ドナー臓器8,9,10,11を適切に評価する能力を示しており、虚血性再灌流障害(IRI)12,13の影響を減らし、ドナープール14,15を増加させることで、肺移植をすべての人にとってよりアクセスしやすい治療法にしています。

一般に、EVLPシステムは、換気回路(人工呼吸器を気管に接続してシステムに空気を導入することによって実現される)と血管回路(左心房(LA)を肺動脈(PA)にチューブで接続することによって実現される)を備えた閉鎖システムです7。血管回路には、冷却虚血時間(CIT)5,8,16,17を制限しながら、肺に重要な栄養素と酸素を供給するために、チューブを通って灌流液が流れています。この溶液は、血液ベース(すなわち、パック赤血球(PRBC)の添加による)16,17または無細胞ベース(すなわち、PRBCなし)4,5のいずれかである。ただし、PRBC を使用することにはいくつかの顕著な欠点があります。外傷または脳死ドナー(BDD)で死亡したドナーからのPRBCを使用する場合、これらの液体には炎症性サイトカインが大量に含まれていることが多く、EVLP中の細胞損傷を増加させるだけでなく、細胞にさらなる損傷を与える無細胞ヘモグロビン(Hb)、ヘム、鉄、および細胞断片のレベルを上昇させる可能性があります18,19.さらに、これらのドナーは多臓器であることが多いため、調達前にPRBCを収集すると、ドナーの血液量が減少し、その結果、すべての臓器の虚血が増加する可能性があります。別の供給源からのPRBCを使用する場合、これはそれ自体が希少な材料であるため、プロバイダーは血液不足に直面する可能性があります20,21。最後に、PRBCは、その発生源に関係なくEVLP回路上で機械的に溶解する傾向があり、Hbや細胞損傷の原因となる他の成分を放出します。

したがって、多くの理由から、灌流サプリメントとして人工赤血球代替品、すなわちヘモグロビンベースの酸素キャリア(HBOC)を使用することが有利になる可能性があります。特に有望なHBOCの1つは、重合ヒトヘモグロビン(PolyhHb)です。PolyhHbは、即時輸血に適さないと判断された期限切れのPRBCから精製されたHbから合成されます22。それらは、出血性ショック23および移植24において生存可能な血液代替品であることが示されており、大量に産生することができる22。しかし、PolyhHb の大規模な採用は、血管収縮、血圧上昇、心停止などの予期せぬ合併症のために失敗しています23,25。これらの発見の背後にある理由は、PolyhHb溶液中に無細胞Hbまたは低分子量Hbポリマー(<500kDa)が存在するためである可能性が高く、組織空間に血管外漏出する傾向があり、その結果、一酸化窒素の利用可能性が低下し、その後の血管収縮、全身性高血圧、そして最終的には酸化的組織損傷がもたらされました26,27。.これらの問題を改善するために、パーマー研究所は、最小限の低MW種と無細胞Hbを含む次世代のPolyhHbの開発に取り組んでおり、生物物理学的特性とin vivo応答の改善が実証されています22,28,29,30。動物でのいくつかの輸血研究では、低分子量HbポリマーがHBOCから排除されると、血管収縮、全身性高血圧、および酸化的損傷を軽減できることが示されています28,29,31,32,33,34,35。したがって、この次世代のPolyhHbは有望な灌流剤候補となっています。

ここでは、灌流液に使用する次世代PolyhHbのアプリケーションと、この灌流溶液をラットEVLPのモデルで試験するためのプロトコルについて説明します。この研究の目標は、肺移植コミュニティに新しい灌流ソリューションの設計と開発における重要な情報を提供するとともに、臨床的に関連するトランスレーショナル移植モデルでそれらをテストするためのプロトコルを提供することです。

プロトコル

Sprague-Dawleyラット(体重300g)は、オハイオ州立大学ウェクスナー医療センター動物施設で病原体のない条件下で商業的に入手され、飼育されました。すべての手順は、NIHおよびNational Research Council's Guide for the Humane Care and Use of Laboratory Animalsに従い、オハイオ州立大学施設動物管理および使用委員会(IACUC Protocol 2023A00000071)の承認を得て、人道的に行われました。

1. PolyhHbの合成および精製

注:以下のEVLP実験に使用されたPolyhHb材料の製造と合成は、2020年にCuddingtonらによって最初に発表されました22。PolyhHb合成の詳細な回路図と解析については、この資料を参照してください。以下は、パイロットスケールでのPolyhHbの合成と精製、およびその後の灌流剤としての調製についてまとめたものです。

  1. RBC洗浄、溶解、およびHb精製
    1. 18ユニットの呼気満了ヒトPRBCを調達し、20Lのろ過容器に注ぎ、0.9 wt%生理食塩水で希釈して最終ヘマトクリットを22%にします(図1B、C)。
    2. 0.65 μm の変性ポリエチレンスルホン(mPES)タンジェンシャルフローろ過(TFF)モジュールで、RBC 溶液に 0.9 wt% 生理食塩水を加えて、6 回のシステム容量交換(ダイアサイクル)を行います。注:この洗浄ステップの目的は、溶血前に損傷したRBC、膜片、およびその他の細胞外物質を除去することです(図1B、C)。
    3. RBC溶液を10 Lのリン酸緩衝液(PB、3.75 mM、pH 7.4)で4°Cで1時間、絶えず撹拌しながら溶解します。
    4. 500 kDaのTFFモジュールで溶液をろ過し、30 Lのバッチ反応器容器で透過液を回収することにより、溶解した膜断片と他の凝集体を除去します(図1A-C)。
    5. 480 gのHbが反応器に入ったら、塩チャージを追加してPBをリン酸緩衝生理食塩水(PBS)に変換します。
    6. 窒素が供給されたガスコンタクターを介してHbを再循環させ、反応器内の窒素ヘッドスペースを維持して、タンパク質を一晩脱酸素化します。14°Cに冷却して、メトヘモグロビン(metHb)の形成を制限します。
  2. Hb重合
    1. Hb溶液を生理学的温度(37°C)に加熱しながら、ガスコンタクタループ上で溶液を再循環させます。
      注:目標は、タンパク質を0〜10 mmHgのpO2 に脱酸素化して、Hbの大部分が緊張した四次状態にあることを確認することです(図1A)。
    2. 必要に応じて、ジチオン酸ナトリウムを1 gチャージして、効果的な脱酸素を確保します。
    3. 再循環ループを維持し、Hb溶液を脱気しながら、3 Lの脱酸素PBS(pH 7.4)で希釈したHbに対して、グルタルアルデヒド(GA)を30:1モル比で加えます。
    4. 反応器容器に溶液を3時間以上加え、さらに1時間の反応時間を設けます。
    5. シアノ水素化ホウ素ナトリウムとGAのモル比7:1で、3 L PBS(pH 7.4)で希釈して架橋反応をクエンします。反応器に10分以上加えます。
    6. 原子炉を14°Cで一晩冷やします。
  3. PolyhHbの精製
    1. 反応器の内容物を10 Lのろ過容器にポンプで送り込み、0.2 μmのポリエチレンスルホン(PES)TFFモジュール(ステージ1)を介して循環を開始します。この手順により、大きな骨材と望ましくない汚染物質が除去されます。
    2. 透過液を二次10Lろ過容器に供給し、満杯になると500 kDaのポリスルホン(PS)TFFモジュール(ステージ2)上を循環します。原子炉が空になるまで続けます(図1B、D)。
    3. リアクターが精製回路に空になったら、ステージ1で修飾乳酸リンゲル液(pH 7.4)と賦形剤交換を開始します。各全体積交換後、紫外可視分光法を使用してステージ1の透過液中のタンパク質濃度を測定します。
    4. ステージ1の透過液の濃度が1 mg Hb / mL未満の場合は、修飾したリンゲル液をステージ2に移します。.ステージ1でのホールドアップは無駄であり、適切に廃棄する必要があります。合計で、修正されたRingerの溶液の全量交換が両方のステージで12回行われることを確認します。
    5. ダイアサイクルの完了後、ステージ2の内容物を500kDaのTFFモジュールに少なくとも10g/dLまで濃縮します。
    6. 濃縮溶液を50mLのコニカルチューブに包装し、使用するまで-80°Cで保存します。

2.灌流剤の処方

  1. 灌流液を最終容量165mLまで調製します。PolyhHbをWilliam's E Mediumで最終濃度3.7 g/dLに希釈します。
  2. ヒト血清アルブミン(HSA)を最終濃度3%HSA重量まで添加します。最終溶液にヘパリン1mLを加えます。

3. Ex Vivo 肺灌流回路のセットアップ

  1. PolyhHb灌流液をEVLP回路リザーバーに入れ、温水浴を37°Cにオンにします。 ローラーポンプをオンにして、灌流液が回路内を循環していることを確認します。
  2. 脱酸素ガス(つまり、6%O2、8%CO2、84%N2)を中空糸酸素化器に接続して、灌流液を脱酸素します。これは、灌流液を酸素化する肺の能力を評価するために行われます。
  3. 近くのコンピュータでデータ集録ソフトウェアを開きます。肺動脈圧、気管差圧、呼吸流量差圧、肺重量、およびポンプ速度トランスデューサが回路とデータコンバータボックスの両方に接続されていることを確認します。
  4. すべてのチューブ接続を注意深く調べて、システム全体に漏れがないこと、および温水が全体に循環していることを確認します(図2)。データ収集ソフトウェアの Run を押して、すべての圧力トランスデューサが機能していることを確認します。システムが適切に機能したら、ローラーポンプの電源を切ります。

4. ドナーラット肺ブロックの調達

  1. 手術台を設置し、器具をレイアウトします(図3)。すべての機器を121°Cで30分間オートクレーブします。
  2. 1200 U / kgのヘパリン、麻酔薬用のケタミン/キシラジン混合物(60 mg / kgケタミンおよび5 mg / kg)、および5〜10 cmの長さの絹縫合糸(3-0または4-0)を準備します。
  3. ケタミン/キシラジン溶液を腹腔内にラットに注射します。.麻酔面が発達するまで5〜10分待ちます。適切な麻酔レベルを確保するために、ラットをつま先でつまんで反応を引き出します。反応がない場合は、適切な麻酔レベルが満たされています。
  4. ラットの腹部を剃り、ラットを手術ボードの仰臥位に置きます。ポビドンヨードと70%エタノールで腹部を洗浄します。乾燥を防ぐために、ラットの目の下に眼科用軟膏を置きます。.
  5. ラットを手術用ボードに移動し、ラットを所定の位置に固定します(図4A)。データ集録ソフトウェアの電源を入れ、録音を開始します。4 mL/kg で人工呼吸器をオンにし、呼気終末陽圧 (PEEP) が約 2 cm/H2O であることを確認します。
    注:これらの初期設定は実験固有です。個々の実験に最適な換気戦略を決定するのは、すべての研究者に委ねられています。
  6. 適切な麻酔の深さが満たされたら、はさみを使用して剣状突起から恥骨結合までの正中線開腹術を行います。次に、内側外側内臓回転を行い、鈍器械(IVC)36,37,38を用いて肝臓下下大静脈を可視化する(図4B)。20Gの針でIVCにヘパリンを注入します(図4C)。
  7. 首に注意を向け、ハサミで胸骨のノッチから下顎の角度のすぐ下まで皮膚を切り取ります。次に、気管に向かって解剖を開始します(図5A)。
  8. 首で、気管を露出させるために必要なストラップの筋肉をぶっきらぼうに解剖します(図5B)。気管内(ET)チューブ(数ミリメートル)に十分な大きさの軟骨リングの間の前気管にハサミで横切開を行いますが、気管の後部を切開しないでください。気管の周りに5-0シルク縫合糸を配置します(図5C)。
  9. 気管内チューブを挿入し、前述の5-0シルク縫合糸で所定の位置に固定します(図5D)。ETチューブを人工呼吸器に接続し、適切な胸部の上昇を確認します。
  10. 胸骨正中切開術を行い、ハサミを使用して再び胸腔に入ります。胸壁リトラクターを配置して、心臓と肺を露出させます(図6A)。肺は信じられないほどもろいので、肺の不注意な操作は避けてください。
  11. 鋭利な(はさみ)と鈍い解剖の組み合わせにより、前縦隔から胸腺を取り除きます。大きな血管や肺を傷つけないように注意してください。
  12. 肺動脈(PA; 図6B)そして、カニューレ挿入の準備をするために、その周りに5-0シルク縫合糸を置きます(図6C)。ラットの大血管の顕微鏡的な解剖学的構造により、PAと大動脈の周囲に縫合糸を同時に配置する方が容易であることがよくあります。
  13. はさみ(図2D-E)を使用して右心室流出トラック(RVOT)に6〜6mmの切開を行い、動脈カニューレをPA内に配置し、前のステップで説明した5-0縫合糸で所定の位置に固定します(図6F)。
  14. はさみを使用して、左心室 (LV) と肝下 IVC に 5 mm の切開を行い、ラットを安楽死させます。肺保存液を動脈カニューレにすばやく接続して、肺を約20mLで重力洗浄します(図7A-B)。肺保存液は動脈カニューレに接続する前に、空気塞栓が肺に非常に損傷を与えるため、肺保存液が空気を抜いていることを確認してください。
  15. 動脈カニューレをEVLP回路に接続します。ローラーポンプをオンにし、少量の灌流液が肺を通って左心室から胸腔に流れ込むのを待ちます。灌流液が左心房から流れ出始めたら、ローラーポンプをオフにします(図7C)。灌流液を流す際には、PAの圧力が急上昇しないようにしてください。これは、詰まりや誤った配置を示しています。
  16. 小さな鉗子をLVに置き、僧帽弁輪を静かに伸ばすと、左心房(LA)カニューレが導入されます(図8A)。5-0シルクネクタイを心臓の周りに置き、ゆるく結びます(図8B)。
  17. LAカニューレをLVに挿入し、アトリウム内に見えるまでLAカニューレを進めます。事前に結ばれた5-0縫合糸でLAを固定します(図8C)。
  18. 食道を特定し、横隔膜のできるだけ近くで止血器で固定します。止血器の下の食道を切って、胸腔にこぼれないようにします(図9A)。
  19. 脊椎をガイドとして使用して、はさみを使用して、心肺ブロックを周囲の構造に接続するすべての靭帯アタッチメントを切断します(図9B)。心肺ブロックが自由に可動するようになったら、首から気管を解剖し、最後にハサミを使用してETチューブの上の気管を切断し、心肺ブロックを解放します(図9C)。
  20. 心肺ブロックをEVLP回路内の胸部ジャケットに移動し、LAカニューレをEVLP回路に取り付けます(図9D)。ローラーポンプをオンにし、ベンチレーターモニターを接続します。
  21. バブルトラップをチェックして、システムに空気塞栓が導入されていないことを確認します。
  22. 最初の15分間36,37,38の間に、換気と灌流の設定を希望の実験レベルにゆっくりと変更します。さらに、この最初のランプアップフェーズでは、灌流流量を目的の速度および/または圧力まで増やします。
  23. 実験指定の時点で、灌流ガスレベルと肺機能検査を確認してください。

結果

当社のPolyhHbベースの灌流液の検証、さらにこの灌流液の数時間にわたる安定性を図10に示します。最初の1時間で、試験したすべての灌流液(PolyhHb、コントロール(Williams Media + 5% HSA)、RBCベース)では、LA pO2(Post pO2)がわずかに減少しました。しかし、RBCベースの灌流液は、PolyhHbと比較して1時間で有意な減少を示しました(p < 0.05)。?...

ディスカッション

灌流ソリューションの開発とテストは、世界中の多くの人々が着手している斬新な試みです。伝統的に、標準的な灌流剤は、虚血時間を中断し、虚血に伴う損傷を軽減する能力、および再灌流18を提供します。しかし、EVLPの次の進化は、現在の灌流技術を改善し、修復および再調整療法を組み込むことです39,40,41,42,43。

開示事項

この作品で提示されている資料については、A.F.P.、A.G.、およびC.C.は、米国特許出願PCT/US2022/041743の発明者です。A.F.P.、C.C.、B.A.W.、S.M.B.は、米国特許出願PCT/US2023/017765の発明者です。

謝辞

この研究は、ジュエル・アンド・フランク・ベンソン・ファミリー基金とジュエル・アンド・フランク・ベンソン研究教授職の多大な支援を受けました。B.A.W.は、米国国立衛生研究所(NIH)の助成金R01HL143000によって部分的にサポートされています。AFPは、NIHの助成金R01HL126945、R01EB021926、R01HL131720、R01HL138116、および米国陸軍医学研究および資材司令部の助成金W81XWH1810059によってサポートされています。S.M.B.はNIH R01 DK123475でサポートされています。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
10 cc insulin syringe 29 G x 1/2" needleB-D309301
30 L Glass Batch BioreactorAce Glass
30g NeedleMed NeedlesBD-305106
Baytril (enrofloxacin) Antibacterial TabletsElancoNA
Calcium Chloride dihydrate (CaCl2.2H2O)Sigma Aldrich10035-04-8For modified Ringer's lactate
CFBA carrier frequency bridge amplifier type 672Harvard Apparatus731747
Connect kit D150Cole-Parmer VK 73-3763
Dumont #5 ForcepsFine Science tools11252-50
Dumont Medical #5/45 Forceps - Angled 45°Fine Science tools11253-25
Ecoline Star Edition 003, E100 Water HeaterLaudaLCK 1879
Expired human leukoreduced, packed RBC unitsWexner Medical Center
Canadian Blood Services
Zen-Bio Inc
Fiberoxygenator D150Hugo Sachs ElektronikPY2 73-3762
ForcepsFine Science tools11027-12
Glutaraldehyde (C5H8O2 70 wt%)Sigma Aldrich111-30-8 (G7776)
Halsted-Mosquito HemostatRoboz SurgicalRS-7112
Heparin 30,000 units per 30 mlAPP Pharmaceuticals
Human Serum Albumin (HSA)OctaPharma PlasmaPerfusate additive
IL2 Tube set for perfusateHarvard Apparatus733842
IPL-2 Basic Lung Perfusion SystemHarvard Apparatus
Ketamine 500 mg per 5 mlJHP Pharmaceuticals
Left Atrium cannulaHarvard Apparatus730712
Liqui-Cel EXF Series G420 Membrane Contactor3MG420gas contactor
low potassium dextran glucose solution (perfadex)XVIVOsolution flushing the lung
Masterflex Platinum Coated Tubing(Size: 73,17,16,24)Cole-Palmer
N-Acetyl-L-cysteine (NALC, C5H9NO3S)Sigma Aldrich616-91-1 (A7250)For modified Ringer's lactate
Nalgene Vessels (10L, 20L)NalgeneFiltration vessels
Peristaltic Pump Ismatec ISM 827B
PES, 0.65 µm TFF moduleRepligenN02-E65U-07-N
PhysioSuiteKent Scientific CorporationPS-MSTAT-RT
polyethersulfone (PES), 0.2 µm TFF moduleRepligenN02-S20U-05-N
Polysulfone (PS), 500 kDa TFF moduleRepligenN02-P500-05-N
Potassium Chloride (KCl)Fisher Scientific7447-40-7For PBS
PowerLab 8/35 ADInstruments730045
Pulmonary Artery cannulaHarvard Apparatus730710
Pump Head tubing (Size: 73,17,16,24)PharMed BPT
Puralube Ophthalmic OintmentDechraNA
ScissorsFine Science tools14090-11
SCP Servo controller for perfusion type 704Harvard Apparatus732806
Small Animal Ventilator model 683Harvard Apparatus55-000
Sodium Chloride (NaCl)Fisher Scientific7647-14-5 (S271-10)For PBS and saline
Sodium cyanoborohydride (NaCNBH3)Sigma Aldrich25895-60-7
Sodium Dithionite (Na2S2O4)Sigma Aldrich7775-14-6
Sodium Hydroxide (NaOH)Fisher Scientific1310-73-2For modified Ringer's lactate
Sodium Lactate (NaC3H5O3)Sigma Aldrich867-56-1For modified Ringer's lactate
Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)Fisher Scientific7558-79-4For PBS
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)Fisher Scientific7558-80-7For PBS
SomnoSuite Small Animal Anesthesia SystemKent Scientific CorporationSS-MVG-Module
Sprague-Dawley ratsEnvigo
TAM-A transducer amplifier module type 705/1Harvard Apparatus73-0065
TAM-D transducer amplifier type 705/2Harvard Apparatus 73-1793
TCM time control module type 686Harvard Apparatus731750
Tracheal cannulaHarvard Apparatus733557
Tube set for moist chamberHarvard Apparatus 73V83157
Tubing CassetteCole-ParmerIS 0649
Tweezer #5 DumostarKent Scientific Corporation INS500085-A
Tweezer #5 stainless steel, curvedKent Scientific CorporationIND500232
Tweezer #7 TitaniumKent Scientific Corporation INS600187
Tygon E-3603 Tubing 2.4 mm IDHarvard Apparatus721017perfusate line entering lung
Tygon E-3603 Tubing 3.2 mm IDHarvard Apparatus721019perfusate line leaving lung
Vannas-Tubingen Spring ScissorsFine Science Tools15008-08
VCM ventilator control module type 681Harvard Apparatus731741
William's E MediaGibco, ThermoFisher ScientificA12176-01Perfusate additive
Xylazine 100 mg per 1 mlAkorn

参考文献

  1. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2021 annual data report: Lung. Am J Transplant. 23, S379-S442 (2023).
  2. Gouchoe, D. A., et al. Ex vivo lung perfusion in donation after circulatory death: A post hoc analysis of the normothermic Ex Vivo lung perfusion as an assessment of extended/marginal donors lungs trial. J Thorac Cardiovasc Surg. , (2024).
  3. Bobba, C. M., et al. Trends in donation after circulatory death in lung transplantation in the United States: Impact of era. Transpl Int. 35, 10172 (2022).
  4. Steen, S., et al. Transplantation of lungs from a non-heart-beating donor. Lancet. 357 (9259), 825-829 (2001).
  5. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  6. Cypel, M., Neyrinck, A., Machuca, T. N. Ex vivo perfusion techniques: state of the art and potential applications. Intens Care Med. 45 (3), 354-356 (2019).
  7. Gouchoe, D. A., et al. XPS™ Jensen lung as a low-cost, high-fidelity training adjunct to ex-vivo lung perfusion. Artif Organs. , (2023).
  8. Van Raemdonck, D., Rega, F., Rex, S., Neyrinck, A. Machine perfusion of thoracic organs. J Thorac Dis. 10, S910-S923 (2018).
  9. Andreasson, A. S., Dark, J. H., Fisher, A. J. Ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation--state of the art. Eur J Cardiothorac Surg. 46 (5), 779-788 (2014).
  10. Ahmad, K., Pluhacek, J. L., Brown, A. W. Ex vivo lung perfusion: A review of current and future application in lung transplantation. Pulm Ther. 8 (2), 149-165 (2022).
  11. Kim, J. L., et al. Biometric profiling to quantify lung injury through ex vivo lung perfusion following warm ischemia. Asaio j. 69 (8), e368-e375 (2023).
  12. Jeon, J. E., et al. Acellular ex vivo lung perfusate silences pro-inflammatory signaling in human lung endothelial and epithelial cells. J Transl Med. 21 (1), 729 (2023).
  13. Baciu, C., et al. Altered purine metabolism at reperfusion affects clinical outcome in lung transplantation. Thorax. 78 (3), 249-257 (2023).
  14. Peel, J. K., et al. Evaluating the impact of ex vivo lung perfusion on organ transplantation: A retrospective cohort study. Ann Surg. 278 (2), 288-296 (2023).
  15. Peel, J. K., et al. Determining the impact of ex vivo lung perfusion on hospital costs for lung transplantation: A retrospective cohort study. J Heart Lung Transpl. 42 (3), 356-367 (2023).
  16. Warnecke, G., et al. Normothermic ex vivo preservation with the portable Organ Care System Lung device for bilateral lung transplantation (INSPIRE): a randomised, open-label, non-inferiority, phase 3 study. Lancet Respir Med. 6 (5), 357-367 (2018).
  17. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the Organ Care System on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (EXPAND): a single-arm, pivotal trial. Lancet Resp Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  18. Loor, G., et al. Prolonged EVLP using OCS lung: Cellular and acellular perfusates. Transplantation. 101 (10), 2303-2311 (2017).
  19. Bansal, S., Biswas, G., Avadhani, N. G. Mitochondria-targeted heme oxygenase-1 induces oxidative stress and mitochondrial dysfunction in macrophages, kidney fibroblasts and in chronic alcohol hepatotoxicity. Redox Biol. 2, 273-283 (2014).
  20. Park, S., et al. Initial investigation on the feasibility of porcine red blood cells from genetically modified pigs as an alternative to human red blood cells for transfusion. Front Immunol. 14, 1298035 (2023).
  21. Ellingson, K. D., et al. Continued decline in blood collection and transfusion in the United States-2015. Transfusion. 57, 1588-1598 (2017).
  22. Cuddington, C. T., et al. Pilot scale production and characterization of next generation high molecular weight and tense quaternary state polymerized human hemoglobin. Biotechnol Bioeng. 119 (12), 3447-3461 (2022).
  23. Moore, E. E., et al. Human polymerized hemoglobin for the treatment of hemorrhagic shock when blood is unavailable: the USA multicenter trial. J Am Coll Surg. 208 (1), 1-13 (2009).
  24. Shonaka, T., et al. Impact of human-derived hemoglobin based oxygen vesicles as a machine perfusion solution for liver donation after cardiac death in a pig model. PLoS One. 14 (12), e0226183 (2019).
  25. Chen, G., Palmer, A. F. Hemoglobin-based oxygen carrier and convection enhanced oxygen transport in a hollow fiber bioreactor. Biotechnol Bioeng. 102 (6), 1603-1612 (2009).
  26. Bucci, E., Kwansa, H., Koehler, R. C., Matheson, B. Development of zero-link polymers of hemoglobin, which do not extravasate and do not induce pressure increases upon infusion. Artif Cells Blood Substit Immobil Biotechnol. 35 (1), 11-18 (2007).
  27. Schaer, C. A., et al. Haptoglobin preserves vascular nitric oxide signaling during hemolysis. Am J Respir Crit Care Med. 193 (10), 1111-1122 (2016).
  28. Muller, C. R., et al. Safety and efficacy of human polymerized hemoglobin on guinea pig resuscitation from hemorrhagic shock. Sci Rep. 12 (1), 20480 (2022).
  29. Greenfield, A., et al. Biophysical analysis and preclinical pharmacokinetics-pharmacodynamics of tangential flow filtration fractionated polymerized human hemoglobin as a red blood cell substitute. Biomacromolecules. 24 (4), 1855-1870 (2023).
  30. Cuddington, C., et al. Polymerized human hemoglobin-based oxygen carrier preserves lung allograft function during normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. , (2024).
  31. Cabrales, P., et al. Effects of the molecular mass of tense-state polymerized bovine hemoglobin on blood pressure and vasoconstriction. J Appl Physiol. 107 (5), 1548-1558 (2009).
  32. Baek, J. H., et al. Down selection of polymerized bovine hemoglobins for use as oxygen releasing therapeutics in a guinea pig model. Toxicol Sci. 127 (2), 567-581 (2012).
  33. Williams, A. T., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with fresh and stored blood and polymerized hemoglobin. Shock. 54 (4), 464-473 (2020).
  34. Muller, C. R., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock after traumatic brain injury with polymerized hemoglobin. Sci Rep. 11 (1), 2509 (2021).
  35. Lamb, D. R., et al. The molecular size of bioengineered oxygen carriers determines tissue oxygenation in a hypercholesterolemia guinea pig model of hemorrhagic shock and resuscitation. Mol Pharm. 20 (11), 5739-5752 (2023).
  36. Bobba, C. M., et al. A novel negative pressure-flow waveform to ventilate lungs for normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. 67 (1), 96-103 (2021).
  37. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. J Vis Exp. (96), e52309 (2015).
  38. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  39. Wong, A., et al. Potential therapeutic targets for lung repair during human ex vivo lung perfusion. Eur Respir J. 55 (4), 1902222 (2020).
  40. Machuca, T. N., et al. The role of the endothelin-1 pathway as a biomarker for donor lung assessment in clinical ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transpl. 34 (6), 849-857 (2015).
  41. Gouchoe, D. A., et al. Mitsugumin 53 Mitigation of ischemia reperfusion injury in a mouse model. J Thorac Cardiovasc Surg. 10, (2023).
  42. Gouchoe, D. A., Whitson, B. A., Zhu, H. The next frontier in lung transplantation: Protecting the endothelium and repairing organs for transplant utilizing MG53. Clin Transl Dis. 3 (6), e255 (2023).
  43. Gouchoe, D. A., et al. MG53 mitigates warm ischemic lung injury in a murine model of transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. , (2023).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved