АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данной статье мы описываем применение в качестве перфузата кислородного носителя на основе полимеризованного гемоглобина человека (PolyhHb) и протокол, в котором этот перфузионный раствор может быть протестирован на модели перфузии легких ex vivo крыс.

Аннотация

Трансплантация легких затруднена из-за отсутствия подходящих доноров. Ранее доноры, которые считались маргинальными или неадекватными, отбрасывались. Тем не менее, новые и захватывающие технологии, такие как перфузия легких ex vivo (EVLP), предлагают поставщикам услуг по трансплантации легких расширенную оценку маргинальных донорских аллотрансплантатов. Эта платформа динамической оценки привела к увеличению трансплантации легких и позволила поставщикам услуг использовать доноров, которые ранее были отбракованы, тем самым расширив пул доноров. В современных методах перфузии используются клеточные или бесклеточные перфугаты, и оба имеют явные преимущества и недостатки. Перфузионный состав имеет решающее значение для поддержания гомеостатической среды, обеспечения адекватной метаболической поддержки, уменьшения воспаления и гибели клеток и, в конечном итоге, улучшения функции органов. Перфузионные растворы должны содержать достаточную концентрацию белка для поддержания соответствующего онкотического давления. Тем не менее, современные перфузионные растворы часто приводят к экстравазации жидкости через легочный эндотелий, что приводит к непреднамеренному отеку и повреждению легких. Таким образом, необходимо разработать новые решения для перфузии, которые предотвращают чрезмерное повреждение при сохранении надлежащего клеточного гомеостаза. Здесь мы описываем применение в качестве перфузата полимеризованного переносчика кислорода на основе гемоглобина человека (PolyhHb) и протокол, в котором этот перфузионный раствор может быть протестирован на модели EVLP крысы. Цель данного исследования состоит в том, чтобы предоставить сообществу специалистов по трансплантации легких ключевую информацию о проектировании и разработке новых перфузионных решений, а также надлежащие протоколы для их тестирования в клинически значимых моделях трансляционной трансплантации.

Введение

Как и любая область трансплантации солидных органов, трансплантация легких страдает от нехватки донорских органов. Для того, чтобы увеличить пул доноров, были проведены значительные исследования, посвященные изучению потенциала аллотрансплантатов, которые когда-то считались непригодными для трансплантации, т.е. доноров с расширенными критериями (ECD). Эти аллотрансплантаты можно считать ECD по целому ряду причин, включая сомнительное качество, плохую функцию, инфекцию, травму, длительные периоды ишемии в тепле или холоде, а также преклонный возраст 1,2 года. В некоторых случаях, когда эти легкие пригодны для немедленнойтрансплантации3, врачам и реципиентам часто бывает выгодно оценить эти легкие в течение дополнительного времени, чтобы определить их пригодность для трансплантации. Перфузия легких ex vivo (ЭВЛП) – это такая технология, которая позволяет проводить расширенную оценку потенциальных аллотрансплантатов легких в замкнутом контуре вне донора 2,4,5,6,7, что дает поставщику услуг по трансплантации возможность определить пригодность для трансплантации. ЭВЛП продемонстрировала способность адекватно оценивать донорские органы 8,9,10,11, уменьшать последствия ишемического реперфузионного повреждения (ИРИ)12,13 и увеличивать пул доноров14,15, тем самым делая трансплантацию легких более доступным методом лечения для всех.

В целом, система EVLP представляет собой замкнутую систему с вентиляционным контуром (достигается путем подключения аппарата ИВЛ к трахее для подачи воздуха в систему) и сосудистым контуром (достигается путем соединения левого предсердия (LA) с легочной артерией (PA) с помощью трубки)7. Сосудистый контур имеет перфузат, проходящий через трубку, который обеспечивает легкие жизненно важными питательными веществами и кислородом, ограничивая время ишемии холода (CIT)5,8,16,17. Этот раствор может быть либо на основе крови (т.е. путем добавления упакованных эритроцитов (PRBCs))16,17, либо на основе аклелярных клеток (т.е. без PRBCs)4,5. Тем не менее, есть несколько заметных недостатков использования PRBC. При использовании PRBC от доноров, умерших от травмы, или доноров с мертвым мозгом (BDD), эти жидкости часто содержат большое количество воспалительных цитокинов, которые могут увеличивать повреждение клеток во время EVLP, а также повышать уровни внеклеточного гемоглобина (Hb), гема, железа и фрагментов клеток, которые наносят дополнительный ущерб клеткам18,19. Кроме того, поскольку эти доноры часто являются мультиорганными, сбор PRBC до их закупки может привести к уменьшению объема крови у донора и, как следствие, к увеличению ишемии всех органов. При использовании PRBC из другого источника, поставщики могут столкнуться с нехваткой крови, поскольку это дефицитный материал сам по себе20,21. Наконец, PRBC склонны к механическому лизису в цепи EVLP независимо от их источника, высвобождая Hb и другие компоненты, которые способствуют повреждению клеток.

Таким образом, по многим причинам может быть выгодно использовать искусственный заменитель эритроцитов, т.е. переносчики кислорода на основе гемоглобина (HBOC), в качестве добавки перфузата. Одним из особенно перспективных HBOC является полимеризованный гемоглобин человека (PolyhHb). PolyhHb синтезируют из Hb, очищенного из просроченных PRBCs, которые были признаны непригодными для немедленного переливания22. Было показано, что они являются жизнеспособными кровезаменителями при геморрагическом шоке23 и трансплантации24 и могут производиться в больших количествах22. Тем не менее, широкомасштабное внедрение PolyhHb не увенчалось успехом из-за непредвиденных осложнений, таких как сужение сосудов, повышение артериального давления и остановка сердца 23,25. Причины этих результатов, вероятно, были связаны с присутствием бесклеточного Hb или низкомолекулярных полимеров Hb (< 500 кДа) в растворе PolyhHb, поскольку они имеют тенденцию к экстравазации в тканевое пространство, что приводило к снижению доступности оксида азота, последующей вазоконстрикции, системной гипертензии и, в конечном итоге, окислительному повреждению тканей26,27. Чтобы улучшить эти проблемы, Лаборатория Палмера работала над разработкой PolyhHb следующего поколения, который содержит минимальное низкое MW вещество и бесклеточный Hb, который продемонстрировал улучшенные биофизические характеристики и реакцию in vivo 22,28,29,30. Несколько исследований переливания крови на животных показали, что если из HBOC исключить низкомолекулярные полимеры Hb, можно смягчить сужение сосудов, системную гипертензию и окислительное повреждение 28,29,31,32,33,34,35. Таким образом, это делает PolyhHb следующего поколения перспективным кандидатом на перфузаты.

В данной статье мы опишем применение PolyhHb следующего поколения для использования в перфузате и протокол, с помощью которого этот перфузионный раствор может быть протестирован на модели EVLP крысы. Цель данного исследования состоит в том, чтобы предоставить сообществу трансплантологов ключевую информацию о проектировании и разработке новых перфузионных решений, а также предоставить протоколы для их тестирования в клинически значимых моделях трансляционной трансплантации.

протокол

Крысы Спрэг-Доули (300 г массы тела) были коммерчески получены и размещены в условиях, свободных от патогенов, в животноводческом центре Векснера Медицинского центра Университета штата Огайо. Все процедуры были выполнены гуманно в соответствии с NIH и Руководством Национального исследовательского совета по гуманному уходу и использованию лабораторных животных, а также с одобрения Комитета по институциональному уходу за животными и их использованию Университета штата Огайо (протокол IACUC 2023A00000071).

1. Синтез и очистка PolyhHb

ПРИМЕЧАНИЕ: Производство и синтез материала PolyhHb, который использовался для следующих экспериментов EVLP, были первоначально опубликованы Cuddington et al. в 202022 году. Пожалуйста, обратитесь к этой работе для получения подробных схем и анализа синтеза PolyhHb. Ниже приводится краткое описание синтеза и очистки PolyhHb в опытном масштабе и его последующего получения в виде перфузата.

  1. Промывка эритроцитов, лизис и очистка Hb
    1. Приобретите 18 единиц просроченных человеческих PRBC и налейте их в фильтрующий сосуд объемом 20 л, разбавьте 0,9 мас.% физиологического раствора до конечного гематокрита 22% (рис. 1B, C).
    2. Выполните шесть системных объемных обменов (диациклов) на модуле тангенциальной фильтрации (TFF) модифицированного полиэтиленсульфона (mPES) с концентрацией 0,9 мас.% в растворе эритроцитов. ПРИМЕЧАНИЕ: Целью этой стадии промывки является удаление поврежденных эритроцитов, фрагментов мембраны и других внеклеточных материалов перед гемолизом (рис. 1B, C).
    3. Лизировать раствор эритроцитов с 10 л фосфатного буфера (PB, 3,75 мМ, pH 7,4) в течение 1 ч при 4 °C при постоянном перемешивании.
    4. Удалите лизированные фрагменты мембраны и другие агрегаты, отфильтровав раствор в модуле TFF с массой 500 кДа и собрав пермеат в корпусе реактора периодического действия объемом 30 л (рис. 1A-C).
    5. После того, как 480 г Hb окажется в реакторе, добавьте заряд соли, чтобы преобразовать PB в фосфатно-солевой буфер (PBS).
    6. Рециркуляция Hb через газовый контактор с подачей азота, а также поддержание азотного пространства в реакторе для дезоксигенации белка в течение ночи. Охладите до 14 °C, чтобы ограничить образование метгемоглобина (metHb).
  2. Полимеризация Hb
    1. Нагрейте раствор Hb до физиологической температуры (37 °C) при рециркуляции раствора в контуре газового контактора.
      Примечание: Цель состоит в том, чтобы деоксигенировать белок до pO2 в диапазоне от 0 до 10 мм рт.ст., чтобы большая часть Hb находилась в напряженном четвертичном состоянии (Рисунок 1A).
    2. Добавьте 1 г заряда дитионита натрия, по мере необходимости, чтобы обеспечить эффективную деоксигенацию.
    3. Поддерживая контур рециркуляции и дегазируя раствор Hb, добавьте молярное соотношение глутаральдегида (GA) к Hb в соотношении 30:1, разведенное в 3 л деоксигенированного PBS (pH 7,4).
    4. Добавьте раствор в корпус реактора в течение 3 ч с дополнительным временем реакции.
    5. Угасите реакцию сшивания с помощью молярного соотношения цианоборогидрида натрия к ГА 7:1, разведенного в 3 л PBS (pH 7,4). Добавьте в реактор более чем на 10 минут.
    6. Охладите реактор до 14 °C в течение ночи.
  3. Очистка PolyhHb
    1. Закачайте содержимое реактора в фильтрационный сосуд объемом 10 л и начните циркуляцию через модуль TFF из полиэтиленсульфона (PES) толщиной 0,2 мкм (этап 1). Этот шаг позволит удалить крупные агрегаты и нежелательные загрязнения.
    2. Подайте пермеат во вторичный фильтрационный бак объемом 10 л, который после заполнения будет циркулировать по модулю TFF из полисульфона (PS) с массой 500 кДа (ступень 2). Продолжайте до тех пор, пока реактор не будет опорожнен (Рисунок 1B, D).
    3. После того, как реактор будет опорожнен в контур очистки, начните обмен вспомогательных веществ на этапе 1 с модифицированным раствором лактата Рингера (pH 7,4). После каждого полного объемного обмена измеряйте концентрацию белка в пермеате стадии 1 с помощью спектроскопии в ультрафиолетовом видении.
    4. Когда пермеат стадии 1 имеет концентрацию менее 1 мг Hb/мл, переведите модифицированный раствор Рингера на стадию 2. Любые задержки на этапе 1 являются отходами и должны быть утилизированы надлежащим образом. В общей сложности убедитесь, что на обоих этапах было выполнено 12 полнообъемных обменов модифицированным решением Ringer.
    5. После завершения диациклов сконцентрируйте содержимое Стадии 2 до не менее 10 г/дл в модуле TFF 500 кДа.
    6. Концентрированный раствор расфасовать в конические пробирки объемом 50 мл и хранить при температуре -80 °C до использования.

2. Рецептура перфузата

  1. Приготовьте перфузат до конечного объема 165 мл. Разбавьте PolyhHb до конечной концентрации 3,7 г/дл с помощью William's E Medium.
  2. Добавьте сывороточный альбумин человека (HSA) до конечной концентрации 3% HSA по весу. Добавьте 1 мл гепарина в конечный раствор.

3. Настройка контура перфузии легких Ex Vivo

  1. Поместите перфузат PolyhHb в резервуар контура EVLP и включите теплую водяную баню до 37 °C. Убедитесь, что перфузат циркулирует в контуре, включив роликовые насосы.
  2. Подключите газ деоксигенации (т.е. 6% O2, 8% CO2, 84% N2) к оксигенатору с полыми волокнами, чтобы деоксигенировать перфузат. Это делается для оценки способности легких насыщать перфузат кислородом.
  3. Откройте программное обеспечение для сбора данных на ближайшем компьютере. Убедитесь, что датчики давления в легочной артерии, перепада давления в трахее, дифференциального давления дыхательного потока, веса легких и скорости насоса подключены как к цепи, так и к блоку преобразователя данных.
  4. Убедитесь в отсутствии утечек во всей системе, внимательно осмотрев все трубные соединения и в том, что теплая вода циркулирует повсюду (Рисунок 2). Нажмите кнопку «Выполнить » в программном обеспечении для сбора данных, чтобы убедиться, что все датчики давления работают. Как только система начнет функционировать должным образом, выключите роликовые насосы.

4. Закупка донорского блока легких крыс

  1. Установите операционный стол и разложите инструменты (Рисунок 3). Автоклавируйте все инструменты при температуре 121 °C в течение 30 мин.
  2. Приготовьте 1200 Ед/кг гепарина, смесь кетамина/ксилазина для обезболивания (60 мг/кг кетамина и 5 мг/кг), а также шелковые шовные материалы длиной 5-10 см (3-0 или 4-0).
  3. Введите раствор кетамина/ксилазина внутрибрюшинно крысе. Подождите 5-10 минут, пока не разовьется плоскость анестезии. Чтобы обеспечить надлежащий уровень анестезии, ущипните крысу за палец, чтобы вызвать реакцию. Если реакции нет, значит, соблюден надлежащий уровень анестезии.
  4. Выбрейте живот крысы и положите крысу в лежачее положение на операционную доску. Очистите брюшную полость с помощью повидон-йода и 70% этанола. Поместите офтальмологическую мазь под глаза крысы, чтобы предотвратить сухость.
  5. Переместите крысу на операционную доску и закрепите крысу на месте (рисунок 4A). Включите программное обеспечение для сбора данных и начните запись. Включите аппарат искусственной вентиляции легких на 4 мл/кг и убедитесь, что положительное давление в конце выдоха (PEEP) составляет около 2 см/ч2О.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти первоначальные настройки зависят от эксперимента. Все исследователи должны определить наилучшие стратегии вентиляции для отдельных экспериментов.
  6. Как только будет достигнута надлежащая глубина анестезии, выполните лапаротомию по средней линии от мечевидного отростка до лобкового симфиза с помощью ножниц. Затем выполните медиально-латеральную висцеральную ротацию и визуализируйте подпеченочную нижнюю полую вену с помощью тупого инструмента (IVC)36,37,38 (рис. 4B). Введите гепарин в НПВ с помощью иглы 20G (рисунок 4C).
  7. Обратите внимание на шею и обрежьте кожу от грудной выемки до чуть ниже угла нижней челюсти с помощью ножниц. Затем начните рассекать по направлению к трахее (рисунок 5А).
  8. На шее тупо рассеките необходимые мышцы ремня, чтобы обнажить трахею (Рисунок 5B). Сделайте поперечный разрез ножницами на передней части трахеи между хрящевыми кольцами, достаточно большими для эндотрахеальной (ЭТ) трубки (несколько миллиметров), но не разрезайте заднюю часть трахеи. Наложите шелковый шов 5-0 вокруг трахеи (Рисунок 5C).
  9. Вставьте эндотрахеальную трубку и закрепите ее на месте с помощью вышеупомянутого шелкового шовного материала 5-0 (Рисунок 5D). Подключите трубку ET к аппарату искусственной вентиляции легких и обеспечьте надлежащий подъем грудной клетки.
  10. Выполните срединную стернотомию и снова войдите в грудную полость с помощью ножниц. Установите ретракторы грудной стенки, чтобы обнажить сердце и легкие (рисунок 6A). Избегайте любых непреднамеренных манипуляций с легкими, так как они невероятно рыхлые.
  11. Удалите тимус из переднего средостения с помощью комбинации острого (ножницы) и тупого рассечения. Будьте осторожны, чтобы не повредить крупные сосуды или легкие.
  12. Определить легочную артерию (ЛТ; Рисунок 6В) и наложите на него шелковый шов 5-0, чтобы подготовиться к канюляции (Рисунок 6C). Из-за микроскопической анатомии крупных сосудов крысы часто бывает легче наложить шов вокруг ПА и аорты одновременно.
  13. Сделайте разрез 2-3 мм в канале оттока правого желудочка (РВОТ) с помощью ножниц (Рисунок 6D-E), чтобы разместить артериальную канюлю внутри ПА и закрепить ее на месте с помощью шва 5-0, описанного на шаге ранее (Рисунок 6F).
  14. Сделайте разрез 5 мм в левом желудочке (ЛЖ), а также внутрипеченочную НПВ с помощью ножниц для усыпления крысы. Быстро подсоедините жидкость для сохранения легких к артериальной канюле, чтобы под действием силы тяжести промыть легкие примерно 20 мл (рис. 7A-B). Перед подключением жидкости для сохранения легких убедитесь, что она выведена из воздуха, прежде чем подключать ее к артериальной канюле, так как воздушные эмболии очень вредны для легких.
  15. Подключите артериальную канюлю к цепи EVLP. Включите роликовый насос и дайте небольшому количеству перфузата протекать через легкое и выйти из левого желудочка в грудную полость. Как только перфузат начнет вытекать из левого предсердия, выключите роликовый насос (рисунок 7C). Позволяя перфузату течь, убедитесь, что давление PA не подскочило, что может указывать на закупорку или неправильное размещение.
  16. Поместите небольшие щипцы в ЛЖ и аккуратно растяните кольцо митрального клапана, что позволит ввести канюлю левого предсердия (ЛП) (рис. 8А). Наденьте шелковый галстук 5-0 вокруг сердца и свободно завяжите (Рисунок 8B).
  17. Вставьте канюлю LA в LV и продвигайте канюлю LA до тех пор, пока она не станет видна внутри предсердия. Завершите фиксацию LA с помощью предварительно наложенного шва 5-0 (Рисунок 8C).
  18. Определите пищевод и зажмите его кровоостанавливателем как можно ближе к диафрагме. Разрежьте пищевод ниже кровоостанавливающего средства, чтобы убедиться, что он не прольется в грудную полость (рисунок 9A).
  19. Используя позвоночник в качестве ориентира, разрежьте все связочные прикрепления, соединяющие блок сердца и легких с окружающими структурами, с помощью ножниц (рис. 9B). Как только блокада сердца и легких станет свободно подвижной, рассеките трахею от шейки и, наконец, разрежьте трахею над трубкой ЭТ с помощью ножниц, чтобы освободить блокаду сердца и легких (Рисунок 9C).
  20. Переместите блокаду сердца и легких в грудную оболочку в цепи EVLP и присоедините канюлю LA к цепи EVLP (Рисунок 9D). Включите роликовый насос и подключите монитор вентилятора.
  21. Проверьте пузырьковую ловушку, чтобы убедиться, что воздух не попадает в систему.
  22. Медленно изменяйте настройки вентиляции и перфузии до желаемых экспериментальных уровней в течение первых 15 минут 36,37,38. Кроме того, во время этой начальной фазы наращивания мощности увеличьте скорость перфузионного потока до желаемой скорости и/или давления.
  23. В назначенные для эксперимента моменты времени проверяйте уровень перфузата, а также тесты функции легких.

Результаты

Валидация нашего перфузата на основе PolyhHb, а также стабильность этого перфузата в течение нескольких часов показаны на рисунке 10. В течение первого 1 ч все протестированные перфузаты (PolyhHb, Control (Williams Media + 5% HSA), на основе эритроцитов) показали незначитель?...

Обсуждение

Разработка и тестирование перфузионных решений — это новое дело, к которому приступают многие во всем мире. Традиционно, стандартные перфузаты обладают способностью приостанавливать ишемическое время и смягчать связанные с этим повреждения при ишемии, а также репе?...

Раскрытие информации

Что касается материала, представленного в данной работе, A.F.P., A.G. и C.C. являются изобретателями по заявке США на патент PCT/US2022/041743. A.F.P., C.C., B.A.W. и S.M.B. являются изобретателями в патентной заявке США PCT/US2023/017765.

Благодарности

Это исследование было щедро поддержано Семейным фондом Джуэл и Фрэнка Бенсона и исследовательской профессией Джуэл и Фрэнка Бенсона. B.A.W. частично поддерживается грантом Национальных институтов здравоохранения (NIH) R01HL143000. A.F.P. поддерживается грантами NIH R01HL126945, R01EB021926, R01HL131720 и R01HL138116, а также грантами Командования медицинских исследований и материально-технического обеспечения армии США W81XWH1810059. S.M.B. поддерживается стандартом NIH R01 DK123475.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10 cc insulin syringe 29 G x 1/2" needleB-D309301
30 L Glass Batch BioreactorAce Glass
30g NeedleMed NeedlesBD-305106
Baytril (enrofloxacin) Antibacterial TabletsElancoNA
Calcium Chloride dihydrate (CaCl2.2H2O)Sigma Aldrich10035-04-8For modified Ringer's lactate
CFBA carrier frequency bridge amplifier type 672Harvard Apparatus731747
Connect kit D150Cole-Parmer VK 73-3763
Dumont #5 ForcepsFine Science tools11252-50
Dumont Medical #5/45 Forceps - Angled 45°Fine Science tools11253-25
Ecoline Star Edition 003, E100 Water HeaterLaudaLCK 1879
Expired human leukoreduced, packed RBC unitsWexner Medical Center
Canadian Blood Services
Zen-Bio Inc
Fiberoxygenator D150Hugo Sachs ElektronikPY2 73-3762
ForcepsFine Science tools11027-12
Glutaraldehyde (C5H8O2 70 wt%)Sigma Aldrich111-30-8 (G7776)
Halsted-Mosquito HemostatRoboz SurgicalRS-7112
Heparin 30,000 units per 30 mlAPP Pharmaceuticals
Human Serum Albumin (HSA)OctaPharma PlasmaPerfusate additive
IL2 Tube set for perfusateHarvard Apparatus733842
IPL-2 Basic Lung Perfusion SystemHarvard Apparatus
Ketamine 500 mg per 5 mlJHP Pharmaceuticals
Left Atrium cannulaHarvard Apparatus730712
Liqui-Cel EXF Series G420 Membrane Contactor3MG420gas contactor
low potassium dextran glucose solution (perfadex)XVIVOsolution flushing the lung
Masterflex Platinum Coated Tubing(Size: 73,17,16,24)Cole-Palmer
N-Acetyl-L-cysteine (NALC, C5H9NO3S)Sigma Aldrich616-91-1 (A7250)For modified Ringer's lactate
Nalgene Vessels (10L, 20L)NalgeneFiltration vessels
Peristaltic Pump Ismatec ISM 827B
PES, 0.65 µm TFF moduleRepligenN02-E65U-07-N
PhysioSuiteKent Scientific CorporationPS-MSTAT-RT
polyethersulfone (PES), 0.2 µm TFF moduleRepligenN02-S20U-05-N
Polysulfone (PS), 500 kDa TFF moduleRepligenN02-P500-05-N
Potassium Chloride (KCl)Fisher Scientific7447-40-7For PBS
PowerLab 8/35 ADInstruments730045
Pulmonary Artery cannulaHarvard Apparatus730710
Pump Head tubing (Size: 73,17,16,24)PharMed BPT
Puralube Ophthalmic OintmentDechraNA
ScissorsFine Science tools14090-11
SCP Servo controller for perfusion type 704Harvard Apparatus732806
Small Animal Ventilator model 683Harvard Apparatus55-000
Sodium Chloride (NaCl)Fisher Scientific7647-14-5 (S271-10)For PBS and saline
Sodium cyanoborohydride (NaCNBH3)Sigma Aldrich25895-60-7
Sodium Dithionite (Na2S2O4)Sigma Aldrich7775-14-6
Sodium Hydroxide (NaOH)Fisher Scientific1310-73-2For modified Ringer's lactate
Sodium Lactate (NaC3H5O3)Sigma Aldrich867-56-1For modified Ringer's lactate
Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)Fisher Scientific7558-79-4For PBS
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)Fisher Scientific7558-80-7For PBS
SomnoSuite Small Animal Anesthesia SystemKent Scientific CorporationSS-MVG-Module
Sprague-Dawley ratsEnvigo
TAM-A transducer amplifier module type 705/1Harvard Apparatus73-0065
TAM-D transducer amplifier type 705/2Harvard Apparatus 73-1793
TCM time control module type 686Harvard Apparatus731750
Tracheal cannulaHarvard Apparatus733557
Tube set for moist chamberHarvard Apparatus 73V83157
Tubing CassetteCole-ParmerIS 0649
Tweezer #5 DumostarKent Scientific Corporation INS500085-A
Tweezer #5 stainless steel, curvedKent Scientific CorporationIND500232
Tweezer #7 TitaniumKent Scientific Corporation INS600187
Tygon E-3603 Tubing 2.4 mm IDHarvard Apparatus721017perfusate line entering lung
Tygon E-3603 Tubing 3.2 mm IDHarvard Apparatus721019perfusate line leaving lung
Vannas-Tubingen Spring ScissorsFine Science Tools15008-08
VCM ventilator control module type 681Harvard Apparatus731741
William's E MediaGibco, ThermoFisher ScientificA12176-01Perfusate additive
Xylazine 100 mg per 1 mlAkorn

Ссылки

  1. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2021 annual data report: Lung. Am J Transplant. 23, S379-S442 (2023).
  2. Gouchoe, D. A., et al. Ex vivo lung perfusion in donation after circulatory death: A post hoc analysis of the normothermic Ex Vivo lung perfusion as an assessment of extended/marginal donors lungs trial. J Thorac Cardiovasc Surg. , (2024).
  3. Bobba, C. M., et al. Trends in donation after circulatory death in lung transplantation in the United States: Impact of era. Transpl Int. 35, 10172 (2022).
  4. Steen, S., et al. Transplantation of lungs from a non-heart-beating donor. Lancet. 357 (9259), 825-829 (2001).
  5. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  6. Cypel, M., Neyrinck, A., Machuca, T. N. Ex vivo perfusion techniques: state of the art and potential applications. Intens Care Med. 45 (3), 354-356 (2019).
  7. Gouchoe, D. A., et al. XPS™ Jensen lung as a low-cost, high-fidelity training adjunct to ex-vivo lung perfusion. Artif Organs. , (2023).
  8. Van Raemdonck, D., Rega, F., Rex, S., Neyrinck, A. Machine perfusion of thoracic organs. J Thorac Dis. 10, S910-S923 (2018).
  9. Andreasson, A. S., Dark, J. H., Fisher, A. J. Ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation--state of the art. Eur J Cardiothorac Surg. 46 (5), 779-788 (2014).
  10. Ahmad, K., Pluhacek, J. L., Brown, A. W. Ex vivo lung perfusion: A review of current and future application in lung transplantation. Pulm Ther. 8 (2), 149-165 (2022).
  11. Kim, J. L., et al. Biometric profiling to quantify lung injury through ex vivo lung perfusion following warm ischemia. Asaio j. 69 (8), e368-e375 (2023).
  12. Jeon, J. E., et al. Acellular ex vivo lung perfusate silences pro-inflammatory signaling in human lung endothelial and epithelial cells. J Transl Med. 21 (1), 729 (2023).
  13. Baciu, C., et al. Altered purine metabolism at reperfusion affects clinical outcome in lung transplantation. Thorax. 78 (3), 249-257 (2023).
  14. Peel, J. K., et al. Evaluating the impact of ex vivo lung perfusion on organ transplantation: A retrospective cohort study. Ann Surg. 278 (2), 288-296 (2023).
  15. Peel, J. K., et al. Determining the impact of ex vivo lung perfusion on hospital costs for lung transplantation: A retrospective cohort study. J Heart Lung Transpl. 42 (3), 356-367 (2023).
  16. Warnecke, G., et al. Normothermic ex vivo preservation with the portable Organ Care System Lung device for bilateral lung transplantation (INSPIRE): a randomised, open-label, non-inferiority, phase 3 study. Lancet Respir Med. 6 (5), 357-367 (2018).
  17. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the Organ Care System on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (EXPAND): a single-arm, pivotal trial. Lancet Resp Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  18. Loor, G., et al. Prolonged EVLP using OCS lung: Cellular and acellular perfusates. Transplantation. 101 (10), 2303-2311 (2017).
  19. Bansal, S., Biswas, G., Avadhani, N. G. Mitochondria-targeted heme oxygenase-1 induces oxidative stress and mitochondrial dysfunction in macrophages, kidney fibroblasts and in chronic alcohol hepatotoxicity. Redox Biol. 2, 273-283 (2014).
  20. Park, S., et al. Initial investigation on the feasibility of porcine red blood cells from genetically modified pigs as an alternative to human red blood cells for transfusion. Front Immunol. 14, 1298035 (2023).
  21. Ellingson, K. D., et al. Continued decline in blood collection and transfusion in the United States-2015. Transfusion. 57, 1588-1598 (2017).
  22. Cuddington, C. T., et al. Pilot scale production and characterization of next generation high molecular weight and tense quaternary state polymerized human hemoglobin. Biotechnol Bioeng. 119 (12), 3447-3461 (2022).
  23. Moore, E. E., et al. Human polymerized hemoglobin for the treatment of hemorrhagic shock when blood is unavailable: the USA multicenter trial. J Am Coll Surg. 208 (1), 1-13 (2009).
  24. Shonaka, T., et al. Impact of human-derived hemoglobin based oxygen vesicles as a machine perfusion solution for liver donation after cardiac death in a pig model. PLoS One. 14 (12), e0226183 (2019).
  25. Chen, G., Palmer, A. F. Hemoglobin-based oxygen carrier and convection enhanced oxygen transport in a hollow fiber bioreactor. Biotechnol Bioeng. 102 (6), 1603-1612 (2009).
  26. Bucci, E., Kwansa, H., Koehler, R. C., Matheson, B. Development of zero-link polymers of hemoglobin, which do not extravasate and do not induce pressure increases upon infusion. Artif Cells Blood Substit Immobil Biotechnol. 35 (1), 11-18 (2007).
  27. Schaer, C. A., et al. Haptoglobin preserves vascular nitric oxide signaling during hemolysis. Am J Respir Crit Care Med. 193 (10), 1111-1122 (2016).
  28. Muller, C. R., et al. Safety and efficacy of human polymerized hemoglobin on guinea pig resuscitation from hemorrhagic shock. Sci Rep. 12 (1), 20480 (2022).
  29. Greenfield, A., et al. Biophysical analysis and preclinical pharmacokinetics-pharmacodynamics of tangential flow filtration fractionated polymerized human hemoglobin as a red blood cell substitute. Biomacromolecules. 24 (4), 1855-1870 (2023).
  30. Cuddington, C., et al. Polymerized human hemoglobin-based oxygen carrier preserves lung allograft function during normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. , (2024).
  31. Cabrales, P., et al. Effects of the molecular mass of tense-state polymerized bovine hemoglobin on blood pressure and vasoconstriction. J Appl Physiol. 107 (5), 1548-1558 (2009).
  32. Baek, J. H., et al. Down selection of polymerized bovine hemoglobins for use as oxygen releasing therapeutics in a guinea pig model. Toxicol Sci. 127 (2), 567-581 (2012).
  33. Williams, A. T., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with fresh and stored blood and polymerized hemoglobin. Shock. 54 (4), 464-473 (2020).
  34. Muller, C. R., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock after traumatic brain injury with polymerized hemoglobin. Sci Rep. 11 (1), 2509 (2021).
  35. Lamb, D. R., et al. The molecular size of bioengineered oxygen carriers determines tissue oxygenation in a hypercholesterolemia guinea pig model of hemorrhagic shock and resuscitation. Mol Pharm. 20 (11), 5739-5752 (2023).
  36. Bobba, C. M., et al. A novel negative pressure-flow waveform to ventilate lungs for normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. 67 (1), 96-103 (2021).
  37. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. J Vis Exp. (96), e52309 (2015).
  38. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  39. Wong, A., et al. Potential therapeutic targets for lung repair during human ex vivo lung perfusion. Eur Respir J. 55 (4), 1902222 (2020).
  40. Machuca, T. N., et al. The role of the endothelin-1 pathway as a biomarker for donor lung assessment in clinical ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transpl. 34 (6), 849-857 (2015).
  41. Gouchoe, D. A., et al. Mitsugumin 53 Mitigation of ischemia reperfusion injury in a mouse model. J Thorac Cardiovasc Surg. 10, (2023).
  42. Gouchoe, D. A., Whitson, B. A., Zhu, H. The next frontier in lung transplantation: Protecting the endothelium and repairing organs for transplant utilizing MG53. Clin Transl Dis. 3 (6), e255 (2023).
  43. Gouchoe, D. A., et al. MG53 mitigates warm ischemic lung injury in a murine model of transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. , (2023).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

ex vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены