<p class="jove_content"&gt;私たちは、原稿の重要な読書のための博士双劉に感謝します。 PCL12コンストラクトは、ギフト用のフォーム博士クリストファーD.リンクだった。この作品は、2つの国立科学財団の助成金（0842708および1026958）とFSにAHA助成（09GRNT2250529）によってサポートされていました。</p

1。トランスジェニックワームの構築<ol><li>変換。 <ol><li>インジェクションパッドを準備します。ガラスカバースリップ上に、水に溶解し、ホット、2％アガロースのドロップを置きます。素早く降下に第二カバースリップを置き、軽くそれをタップします。アガロースが固化した後、離れてカバースリップをスライドさせて、80℃の真空オーブン中でカバースリップパッドを焼く°CO / N. </li><li>ピペットを引き出します。私たちは、1/0.5 mmのフィラメントとOD / IDホウケイ酸毛細血管を引っ張ってサターP-97プーラーを使用しています。ピペットは、後の段階で開いた壊れているクローズドチップで偽造されています。 </li><li>注射ミックスを調製する。 150 ng /μLの最終濃度に興味のあるDNA（コンストラクトあたり20 ngの/μl）を加えて、空のプラスミドDNAを含む注射液を作る。任意の汚染物質を除去するために注射液を遠心分離。汚染物質は、変換効率を低下させるため、この手順は重要です。 Bに新しいチューブにトップ5μLを（破片やその他の汚染物質が底に集める）を転送注射で使用する電子。 </li><li>毛細管現象によって注入ミックスをロードします。ピペットの底部は、注射混合物に浸漬される。典型的には0.5μlの100ワームを注入するのに十分である。 </li><li>インジェクションピペットをロードします。マイクロマニピュレータのホルダーにピペットを挿入し、アガロースパッド上の破片に対してスライドガラスまたは代わりに取り付けられたカバースリップの端にその先端を擦ってオープンそれを破る。これは大きすぎるヒントダメージワームとして重要なステップであり、小さすぎるのヒントは簡単に目詰まりしています。壊れた先端部の品質は、流量による最も重要な形状とすることにより判断することができる。流量は、噴射圧力に応答してハロカーボン700の油滴中に浸漬オープン先端から流入する気泡の大きさによって評価することができる。 </li><li>インジェクションパッドにワームを転送します。インジェクションパッド上700ハロカーボン油の滴を置き、油に（初心者のための1または2）いくつかのワームを転送します。まで、パッド上にワームを押し下げるために選ぶワームを使用して、yはアガロースに準拠しています。ワームは、同じ方向を向いて腹の辺を持つ行に配向する必要があります。ワームの頭に触れないようにしてください。ワームがパッドに付着しなかったいくつかの試みの後の場合は、新鮮なパッドと交換またはアガロースの厚さ、および/または濃度を高める。 </li><li>ワームにピペットを挿入します。ステージを移動することにより、ピペットの下にワームを位置付ける。その細胞は、多くの生殖細胞核によって共有されているため、生殖腺の中核でピペットを置きます。これは多くの子孫に注入するDNAを提供する可能性が高くなります。ピペットは、ワーム（〜15°-25°の角度）とほぼ平行である必要があります。皮膚が押されるまで、垂直にワームのボディ下にピペットの先端を押してください。その後、そっと先端の挿入を誘導するためにマニピュレータをタップします。最良の結果を得るには、両方の生殖腺を注入。 </li><li> DNA溶液を注入する。性腺うねりまでピペットに圧力を適用します。流れを停止し、ピペットからワームを引く。流れのための針をテストしてから移動次のワームを繰り返し注入ステップへ。 </li><li>ワームを回復：ワームでリカバリバッファのドロップ（〜10μl）を追加し、ワームは水泳始めるまでインキュベートする。ワームは水泳を再開し、溶液がほとんどM9になるまで数回繰り返すまではM9の等量を追加し、待つ。個別シードプレートにワームを転送します。 </li></ol></li><li>統合。 <ol><li>新鮮なプレートに40の健康な、よく飼育、L4ワームを置き</li><li> 40分間4,000ラドとγ線で照射。新鮮、OP50シードプレート（4ワーム/プレート）で照射ワーム（P0）を転送します。ワームは、代わりに300 J / m 2でUVの線量で照射することができる。 </li><li>各プレートから個々のプレート10〜20 F1の形質転換体は、ラベル対応P0を原点とプレートを転送します。 </li><li>別のプレートに各F1 2-4 F2形質転換日シングル。形質転換マーカーの100％の伝送のためのF3子孫をチェックしてください。通常、照射ワームウィルからの子孫の1〜3％lは統合イベントを持っている。 </li><li>三つ以上の独立した形質転換株の株式を作る。 </li></ol></li></ol> 2。行動アッセイ<ol><li>年齢同期。 <ol><li>標準の10センチNGMプレート+ OP50 E.でワームを育てる妊娠成人の大規模な人口まで大腸菌 （3-5日）に達した。 </li><li> 1ミリリットルM9バッファーに懸濁して50ミリリットルファルコンチューブにワームを収集します。 </li><li> 3分間450 xgで5ミリリットルM9バッファと遠心を追加します。上清を捨てます。 3〜4倍を繰り返します。 </li><li>最後の遠心分離の終わりに、上清を除去し、ペレット化したワームへの基本的な次亜塩素酸塩溶液（0.5 M NaOHを、新たに混合し、1％次亜塩素酸）の10ボリュームを追加します。 〜10分間室温でインキュベートする。溶解反応は、カバースリップ上で溶解反応の低下を確定し、顕微鏡下でワームを調べることによってモニターすることができる。ワームの約80％が破壊されたときに反応を停止する必要があります。 </li><li>アドインによる溶解反応を停止させる無菌卵バッファgが同じボリューム。 </li><li> 5分間450×gで遠心分離することにより卵（と死体）を収集。 </li><li>無菌卵バッファ2〜3倍で卵を洗ってください。 </li><li> M9バッファとシードそれら標準NGMプレート上に卵O / Nをインキュベートする。 </li></ol></li><li>走化性アッセイ。 <ol><li>寒天大体0.5x0.5x0.5センチのいくつかの部分を準備します。私たちは、10センチプレートに寒天を堆積し、我々はそこから寒天チャンクをカット。 </li><li> 2時間のために必要な誘引を（飽和、ほぼ飽和濃度で）を含む溶液で寒天チャンクを浸す。典型的な誘引は、リジン（0.5M）、ビオチン（0.2 M）である。 </li><li>試験スポットの位置と制御点が（ 図1A）とマークされていた10センチ試験プレートに寒天チャンクを堆積させる。平衡とグラデーションO / N（ 図1B）の形成を可能にする。単一の実験のために5プレートを準備します。 </li><li>事前の実験では、20mMのNaN 3を（ANEST10μlのを追加各スポットへhetic）。 </li><li>プレートの中央に20歳同期ワームを置きます。 20℃のインキュベーター内でプレートを置き</li><li> 1時間後、テスト/制御スポットに動物を数え、次のように走化性指数（CI）を計算： <img alt="式（1）" fo:content-width=".863in" fo:src="/files/ftp_upload/50435/50435eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50435/50435eq1.jpg" />ここで、N、N テストとN Cntを。、動物の総数を示し、テストスポットとコントロールスポットの動物数の動物の数。 </li></ol></li></ol> 3。プライマリ胚細胞培養<ol><li>年齢同期に記載されているようにワームを溶解する。 </li><li> 5分間450×gで滅菌卵バッファと遠心分離機の同じ体積を添加して溶解反応を停止させる。優しくペレット化卵を失わないように注意しながら上清を捨てる。 2-3Xまたは上清が透明になるまで繰り返します。 </li><li>ペレット化した卵（と死体を再懸濁し2）mlの滅菌卵バッファに、卵·バッファ内の無菌の60％ショ糖2 mlを加える。卵は完全に手やボルテックスによって（彼らは遠心下塊を形成する傾向があるように）再懸濁されるまで、このソリューションを混ぜる。 </li><li> 15分間450×gで遠心分離します。 </li><li>慎重に滅菌チューブに上清を（卵を含む）を譲渡する。死体と溶解の副産物他が含まれているペレットを捨てます。 </li><li>卵バッファに卵を再懸濁し、5分間450×gで遠心分離することによって残留蔗糖を削除します。優しく上清を回収し、廃棄する。 3倍を繰り返します。 </li><li>層流フードの下で卵の殻を消化​​するために、室温で1 U / mlのキチナーゼを含む無菌卵バッファにペレットに卵を懸濁します。 30分後、反応を（反転された細胞培養顕微鏡）を監視し始める。キチナーゼの各バッチは、わずかに異なる活性を有する。典型的に消化物を1時間で完了する。 </li><li>大体70〜80％の卵の殻は、キチナーゼアドCM-15（L-15細胞培養MEDによって消化されている場合イウム）は、10％ウシ胎児血清、50 U / mlのペニシリン、および50μgの/ mlのストレプトマイシンを含有する。 27ゲージで注射器を用いて細胞を解離。無傷の胚を除去するためにフィルター5.0μmで、細胞や幼虫の塊と細胞懸濁液をろ過する。 </li><li>ペレット15分間450×gで遠心分離によって解離細胞懸濁液。上清を除去し、CM-15細胞培養培地でペレットを再懸濁します。 </li><li>ガラスカバー上のプレート解離細胞が水に溶解したピーナッツレクチン（0.1 mg / ml）でと以前にコーティングされたスリップ注：細胞が区別するために、基板に準拠する必要があります。 </li><li>細胞を2週間以上、空気中でRT（16-20℃）に維持することができる。 </li></ol>

<ol>
	<li>Hardy, J., Allsop, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+deposition+as+the+central+event+in+the+aetiology+of+Alzheimer's+disease.">Amyloid deposition as the central event in the aetiology of Alzheimer's disease.</a> Trends in Pharmacological Sciences. 12 (10), 383-388 (1991).</li><li>Kotzbauer, P. T., Trojanowsk, J. Q., Lee, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lewy+body+pathology+in+Alzheimer's+disease.">Lewy body pathology in Alzheimer's disease.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 17 (2), 225-232 (2001).</li><li>Greenberg, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inclusion+body+myositis:+review+of+recent+literature.">Inclusion body myositis: review of recent literature.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 9 (1), 83-89 (2009).</li><li>Revesz, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sporadic+and+familial+cerebral+amyloid+angiopathies.">Sporadic and familial cerebral amyloid angiopathies.</a> Brain Pathology. 12 (3), 343-357 (2002).</li><li>Hartmann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+sites+of+intracellular+production+for+Alzheimer's+disease+A+beta40/42+amyloid+peptides.">Distinct sites of intracellular production for Alzheimer's disease A beta40/42 amyloid peptides.</a> Nature Medicine. 3 (9), 1016-1020 (1997).</li><li>Ohnishi, S., Takano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+fibrils+from+the+viewpoint+of+protein+folding.">Amyloid fibrils from the viewpoint of protein folding.</a> Cellular and Molecular Life sciences: CMLS. 61 (5), 511-524 (2004).</li><li>DL, R. i. d. d. l. e., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+II.">C. elegans II.</a> Cold Spring Harbor Monograph. 1, 1222 (1997).</li><li>Cotella, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxic+role+of+k++channel+oxidation+in+Mammalian+brain.">Toxic role of k+ channel oxidation in Mammalian brain.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (12), 4133-4144 (2012).</li><li>Link, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+human+beta-amyloid+peptide+in+transgenic+Caenorhabditis+elegans.">Expression of human beta-amyloid peptide in transgenic Caenorhabditis elegans.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (20), 9368-9372 (1995).</li><li>Cai, S. Q., Sesti, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidation+of+a+potassium+channel+causes+progressive+sensory+function+loss+during+aging.">Oxidation of a potassium channel causes progressive sensory function loss during aging.</a> Nature Neuroscience. 12 (5), 611-617 (2009).</li><li>Yu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guanylyl+cyclase+expression+in+specific+sensory+neurons:+a+new+family+of+chemosensory+receptors.">Guanylyl cyclase expression in specific sensory neurons: a new family of chemosensory receptors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 3384-3387 (1997).</li><li>Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+neurons+with+overlapping+functions+direct+chemotaxis+to+multiple+chemicals+in+C.+elegans.">Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans.</a> Neuron. 7 (5), 729-742 (1991).</li><li>Caserta, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Q-VD-OPh,+a+broad+spectrum+caspase+inhibitor+with+potent+antiapoptotic+properties.">Q-VD-OPh, a broad spectrum caspase inhibitor with potent antiapoptotic properties.</a> Apoptosis : an international journal on programmed cell death. 8 (4), 345-352 (2003).</li><li>Christensen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+primary+culture+system+for+functional+analysis+of+C.+elegans+neurons+and+muscle+cells.">A primary culture system for functional analysis of C. elegans neurons and muscle cells.</a> Neuron. 33 (4), 503-514 (2002).</li></ol>

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

ここでは、Cを使用amylopathiesの細胞および分子の側面を研究するために、複合的なアプローチを説明しますエレガンス 。このアプローチの利点は次のとおり。1）低コストの線虫を室温で、細菌を接種し、通常のペトリ皿に保持される。 2）強力な遺伝学。トランスジェニック動物は、数ヶ月で得られたプロモーター配列の広い配列は、特定のニューロンにおける所望の遺?...

アミロイドベータ（Aβ）βおよびγセクレターゼ1によるアミロイド前駆体タンパク質（APP）の連続的切断後に形成される36-43アミノ酸のペプチドである。 γセクレターゼは、AβペプチドのC末端を処理し、その変数の長さ5を担当する。 Aβの最も一般的な形態は、Aβ40とAβ42、より一般的なAD 5などの病態に関連している後者である。アミロイド線維6を形成するために集約すること、高濃度Aβフォームβシートで。線維預金は、ニューロンを取り巻く老人斑の主成分である。両方斑および拡散性、非プラークAβオリゴマーは、Aβの基礎となる病原形を構成すると考えられている。 神経amylopathiesの実験室での研究は、時間とともにこれらの条件が進歩という事実によって複雑になる。したがって、それはimportanですがマウス、短い寿命に遺伝的に扱いやすい動物モデル相補的開発するT。これらのモデルはamylopathies通常は細胞および分子とそのシンプルさのおかげでの特定の側面を解明するために使用することができ、問題の本質をキャプチャするために役立ちます。ワーム線虫（Caenorhabditis elegans）の滝がこのカテゴリです。それは短い寿命を持っている、〜20日と加えて、遺伝子発現、タンパク質輸送、神経接続、シナプス形成、細胞シグナリング、および死の調節など、基本的な細胞プロセスは、哺乳類7に似ています。ワームのユニークな特徴は、強力な遺伝学と独立して血管損傷の神経損傷を勉強できるように血管系の欠如が含まれています。一方、脳の欠如は、Cの使用を制限する神経変性の多くの側面を研究する虫 。また、病変の解剖学的分布の再現性と識別は、この生物において行うことができない。その他の制限管理ポイントは、遺伝子発現プロファイルおよび複雑な挙動とメモリ機能障害の違い両方を評価する難しさが挙げられる。ここでは、Cを生成する方法を説明amylopathiesのエレガンスモデル 。

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>1. NGM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td>3 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriological agar</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>J637</td>
			<td>17 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto-peptone</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>J636</td>
			<td>2.5 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Bring to 975 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Sterilized by autoclaving, then add the following items and mix well</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M2643</td>
			<td>1 ml of 1 M stock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5670</td>
			<td>1 ml of 1 M stock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholesterol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C3045</td>
			<td>1 ml of 5 mg/ml stock( in ethanol)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate buffer</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>25 ml of 1M stock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>2. Potassium phosphate buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5655</td>
			<td>108.3 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate dibasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3786</td>
			<td>35.6 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Bring to 1 L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Sterilized by autoclaving</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>3. M9 buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5655</td>
			<td>3 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate dibasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5136</td>
			<td>6 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td>5 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M2643</td>
			<td>1 ml of 1 M stock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Bring to 1 L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Sterilized by autoclaving</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>4. Egg buffer (pH 7.3, 340 mOsm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td>118 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5405</td>
			<td>48 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5670</td>
			<td>2 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M4880</td>
			<td>2 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP310</td>
			<td>25 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Bring to 1 L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Sterilized by autoclaving</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>5. CM-15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-15 culture medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11415</td>
			<td>450 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10437-028</td>
			<td>50 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140</td>
			<td>50 units/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140</td>
			<td>50 g/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Adjust to 340 mOsm with sucrose then sterile filter into autoclaved bottles and store at 4 &deg;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>6. Other Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halocarbon 700 oil</td>
			<td>Halocarbon Products</td>
			<td>9002-83-9</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 &mu;m Acrodisc Syringe Filter</td>
			<td>PALL Co.</td>
			<td>4199</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chitinase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C6137-5UN</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lectin (peanut)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L0881-10MG</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S320</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L5501</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B4639</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hypochlorite solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>425044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium azide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>71289</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0389</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a caenorhabditis elegans model system for amylopathy study

Amylopathyは時間とともに組織におけるアミロイドβ（Aβ）の異常合成と蓄積を説明する用語です。 Aβは、アルツハイマー病（AD）の特徴であり、レヴィー小体認知症、封入体筋炎および脳アミロイド血管症1-4に見出される。 Amylopathiesは徐々に時間を使って開発。このような理由から短い寿命を持つ単純な生物は、これらの条件の分子の側面を解明するのに役立つ可能性があります。ここでは、ワームの線虫（Caenorhabditis elegans）を用いたAβ媒介神経変性を研究するための実験プロトコルを記述します。したがって、私たちは大人雌雄同体の生殖器合胞体にコードするDNA人間Aβ42を注入することにより、トランスジェニックワームを構築する。形質転換線は突然変異誘発によって誘発される積分によって安定化される。線虫は、それらの卵を採取し、播種によって同期化時代である。 Aβ42を表現するニューロンの機能が（適当な行動アッセイで試験される走化性アッセイ秒）。胚から得られた一次ニューロン培養は、行動データを補完し、抗アポトーシス性化合物の神経保護効果を試験するために使用される。

我々のプロトコルでは、我々は神経機能8に人間Aβ42オリゴマーの影響を研究。フラグメントをコードするヒトAβ42および火災ベクトルpPD50.52の人工シグナルペプチドコード配列は、末端にSmaIで1制限エンドヌクレアーゼ部位を導入したプライマーを用いて構築PCL12 9から増幅した。断片をSmaIで一意1部位10との間pPD95.75火災ベクトルで2,481 bpのFLP-6プ?...

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A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

私たちは、ワームでamylopathiesの側面を研究するための方法を説明<em&gt; C.エレガンス</em&gt;。我々は人間のAβを発現しているワームを構築する方法を示し<sub&gt; 42</sub&gt;ニューロンにおいて、どのように行動アッセイにおけるそれらの機能をテストします。私たちは、さらに薬理試験のために使用することができ、一次ニューロン培養を取得する方法を示しています。

A<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</emAmylopathyの研究のための&gt;モデルシステム

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

10.4K ビュー.  University of Medicine and Dentistry of New Jersey. 私たちは、ワームでamylopathiesの側面を研究するための方法を説明 C.エレガンス。我々は人間のAβを発現しているワームを構築する方法を示し 42ニューロンにおいて、どのように行動アッセイにおけるそれらの機能をテストします。私たちは、さらに薬理試験のために使用することができ、一次ニューロン培養を取得する方法を示し...

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Assaying &beta;-amyloid Toxicity using a Transgenic C. elegans Model

Accumulation of the &beta;-amyloid peptide (A&beta;) is generally believed to be central to the induction of Alzheimer's disease, but the relevant mechanism(s) of toxicity are still unclear. A&beta; is also deposited intramuscularly in Inclusion Body Myositis, a severe human myopathy. The intensely studied nematode worm Caenorhabditis elegans can be transgenically engineered to express human A&beta;. Depending on the tissue or timing of A&beta; expression, transgenic worms can have readily measurable phenotypes that serve as a read-out of A&beta; toxicity. For example, transgenic worms with pan-neuronal A&beta; expression have defects is associative learning (Dosanjh et al. 2009), while transgenic worms with constitutive muscle-specific expression show a progressive, age-dependent paralysis phenotype (Link, 1995; Cohen et al. 2006). One particularly useful C. elegans model employs a temperature-sensitive mutation in the mRNA surveillance system to engineer temperature-inducible muscle expression of an A&beta; transgene, resulting in a reproducible paralysis phenotype upon temperature upshift (Link et al. 2003). Treatments that counter A&beta; toxicity in this model [e.g., expression of a protective transgene (Hassan et al. 2009) or exposure to Ginkgo biloba extracts (Wu et al. 2006)] reproducibly alter the rate of paralysis induced by temperature upshift of these transgenic worms. Here we describe our protocol for measuring the rate of paralysis in this transgenic C. elegans model, with particular attention to experimental variables that can influence this measurement.

Assaying &amp;#946;-amyloid Toxicity using a Transgenic C. elegans Model

The intensely studied nematode worm Caenorhabditis elegans can be transgenically engineered to express the human &beta;-amyloid peptide (A&beta;). Induced expression of A&beta; in C. elegans muscle leads to a rapid, reproducible paralysis phenotype that can be used to monitor treatments that modulate A&beta; toxicity.

トランスジェニックを用いてアッセイするβ-アミロイドの毒性 C.エレガンスモデル

Accumulation of the &beta;-amyloid peptide (A&beta;) is generally believed to be central to the induction of Alzheimer's disease, but the relevant ...

神経科学

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

抗精神病薬の作用のメカニズムを研究するための方法<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

モデルとしての嗅覚系は、軸索の成長パターンと形態を研究する<em&gt;インビボ</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the development of more effective treatments is the relative lack of understanding of the molecular underpinnings of the effects of ethanol on behavior. The nematode, Caenorhabditis elegans (C.&#160;elegans), provides a useful model in which to generate and test hypotheses about the molecular effects of ethanol. Here, we describe an assay that has been developed and used to examine the roles of particular genes and environmental factors in behavioral responses to ethanol, in which locomotion is the behavioral output. Ethanol dose-dependently causes an acute depression of crawling on an agar surface. The effects are dynamic; animals exposed to a high concentration demonstrate an initial strong depression of crawling, referred to here as initial sensitivity, and then partially recover locomotion speed despite the continued presence of the drug. This ethanol-induced behavioral plasticity is referred to here as the development of acute functional tolerance. This assay has been used to demonstrate that these two phenotypes are distinct and genetically separable. The straightforward locomotion assay described here is suitable for examining the effects of both genetic and environmental manipulations on these acute behavioral responses to ethanol in C.&#160;elegans.

An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

C. elegans is a useful model for studying the effects of ethanol on behavior. We present a behavioral assay that quantifies the effects of ethanol on the locomotion speed of crawling worms; both initial sensitivity and the development of acute functional tolerance to ethanol can be measured with this assay.

の歩行速度に対するエタノールの効果を測定するためのアッセイ<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

の長期カルシウムイメージングのためのアガロースマイクロチャンバー<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Novel Metrics to Characterize Embryonic Elongation of the Nematode Caenorhabditis elegans

Dissecting the signaling pathways that control the alteration of morphogenic processes during embryonic development requires robust and sensitive metrics. Embryonic elongation of the nematode Caenorhabditis elegans is a late developmental stage consisting of the elongation of the embryo along its longitudinal axis. This developmental stage is controlled by intercellular communication between hypodermal cells and underlying body-wall muscles. These signaling mechanisms control the morphology of hypodermal cells by remodeling the cytoskeleton and the cell-cell junctions. Measurement of embryonic lethality and developmental arrest at larval stages as well as alteration of cytoskeleton and cell-cell adhesion structures in hypodermal and muscle cells are classical phenotypes that have been used for more than 25 years to dissect these signaling pathways. Recent studies required the development of novel metrics specifically targeting either early or late elongation and characterizing morphogenic defects along the antero-posterior axis of the embryo. Here, we provide detailed protocols enabling the accurate measurement of the length and the width of the elongating embryos as well as the length of synchronized larvae. These methods constitute useful tools to identify genes controlling elongation, to assess whether these genes control both early and late phases of this stage and are required evenly along the antero-posterior axis of the embryo.

Novel Metrics to Characterize Embryonic Elongation of the Nematode Caenorhabditis elegans

Here we detail protocols specifically designed to monitor morphogenic defects that occur during early and late phases of embryonic elongation of the nematode Caenorhabditis elegans. Ultimately, these protocols are designed to identify genes that regulate these phases and to characterize their differential requirements along the antero-posterior axis of the embryo.

新規メトリックは、線虫の胚伸びを特徴づけるために、<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Dissecting the signaling pathways that control the alteration of morphogenic processes during embryonic development requires robust and sensitive metrics. ...

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

A<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt;栄養状態ベースの銅回避アッセイ

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized animals. Highly sensitive, genetically encoded fluorescent reporters of Ca2+ have revolutionized the recording of cell and synaptic activity using non-invasive optical approaches in behaving animals. When combined with genetic and optogenetic techniques, the molecular mechanisms that modulate cell and circuit activity during different behavior states can be identified.
Here we describe methods for ratiometric Ca2+ imaging of single neurons in freely behaving Caenorhabditis elegans worms. We demonstrate a simple mounting technique that gently overlays worms growing on a standard Nematode Growth Media (NGM) agar block with a glass coverslip, permitting animals to be recorded at high-resolution during unrestricted movement and behavior. With this technique, we use the sensitive Ca2+ reporter GCaMP5 to record changes in intracellular Ca2+ in the serotonergic Hermaphrodite Specific Neurons (HSNs) as they drive egg-laying behavior. By co-expressing mCherry, a Ca2+-insensitive fluorescent protein, we can track the position of the HSN within ~ 1 &#181;m and correct for fluctuations in fluorescence caused by changes in focus or movement. Simultaneous, infrared brightfield imaging allows for behavior recording and animal tracking using a motorized stage. By integrating these microscopic techniques and data streams, we can record Ca2+ activity in the C. elegans egg-laying circuit as it progresses between inactive and active behavior states over tens of minutes.

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

This protocol describes the use of genetically encoded Ca2+ reporters to record changes in neural activity in behaving Caenorhabditis elegans worms. &#8195;

線虫の行動で個々 のニューロンのレシオ メトリック カルシウム イメージング

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

Imaging Dendritic Spines in Caenorhabditis elegans

Dendritic spines are specialized sites of synaptic innervation modulated by activity and serve as substrates for learning and memory. Recently, dendritic spines have been described for DD GABAergic neurons as the input sites from presynaptic cholinergic neurons in the motor circuit of Caenorhabditis elegans. This synaptic circuit can now serve as a powerful new in vivo model of spine morphogenesis and function that exploits the facile genetics and ready accessibility of C. elegans to live-cell imaging. 
This protocol describes experimental strategies for assessing DD spine structure and function. In this approach, a super-resolution imaging strategy is used to visualize the intricate shapes of actin-rich dendritic spines. To evaluate the DD spine function, the light-activated opsin, Chrimson, stimulates the presynaptic cholinergic neurons, and the calcium indicator, GCaMP, reports the evoked calcium transients in postsynaptic DD spines. Together, these methods comprise powerful approaches for identifying genetic determinants of dendritic spines in C. elegans that could also direct spine morphogenesis and function in the brain.

Imaging Dendritic Spines in Caenorhabditis elegans

Dendritic spines are important cellular features of the nervous system. Here live imaging methods are described for assessing the structure and function of dendritic spines in C. elegans.&#160;These approaches support the development of mutant screens for genes that define dendritic spine shape or function.

カエノラブディティス・エレガンスにおける樹状突起棘のイメージング

Dendritic spines are specialized sites of synaptic innervation modulated by activity and serve as substrates for learning and memory. Recently, dendritic ...

In vivo Assessment of Microtubule Dynamics and Orientation in Caenorhabditis elegans Neurons

In neurons, microtubule orientation has been a key assessor to identify axons that have plus-end out microtubules and dendrites that generally have mixed orientation. Here we describe methods to label, image, and analyze the microtubule dynamics and growth during the development and regeneration of touch neurons in C. elegans. Using genetically encoded fluorescent reporters of microtubule tips, we imaged the axonal microtubules. The local changes in microtubule behavior that initiates axon regeneration following axotomy can be quantified using this protocol. This assay is adaptable to other neurons and genetic backgrounds to investigate the regulation of microtubule dynamics in various cellular processes.

In vivo Assessment of Microtubule Dynamics and Orientation in Caenorhabditis elegans Neurons

A protocol for imaging the dynamic microtubules in vivo using fluorescently labeled End binding protein has been presented. We described the methods to label, image, and analyze the dynamic microtubules in the Posterior lateral microtubule (PLM) neuron of C. elegans.

インビボカエノハブディティス・エレガンスニューロンにおける微小管動態と向きの評価

In neurons, microtubule orientation has been a key assessor to identify axons that have plus-end out microtubules and dendrites that generally have mixed ...