이 작품은 웨스턴 온타리오, 산과학 및 Gynaecology학과의 대학에 의해 지원되었다; 및 Ministryof 연구 및 혁신, 조기 연구원 상으로부터 보조금 ER06-02-188. MMD는 복제, 조기 개발 및 보건 (REDIH) 대학원 장학금에 미치는 영향에 CIHR 교육 프로그램에 의해 지원되었다.

1 일 이러한 GIBCO 물 등의 살균, 증류수로 oocyte 컬렉션 당일 신선한 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. 유전자 오염의 가능성을 줄이기 위해 종종 장갑을 변경하고 필터 팁을 사용합니다. 언제 오픈 튜브 멀리 각도 유지하고, 사용하지 않을 때 모든 튜브를 요점을 되풀이하다. 우리는 솔루션 N +1로 만들어진 것이 좋습니다. 3퍼센트 LMP 아가로 오스 30 MG 낮은 융점 (LMP) 아가로 오스 최대 1 ML GIBCO H 2 O로 @ 70 용해 ° C 용해 용액 8 μl 용해 완충액 1 μl proteinase K 1 μl 10 % IGEPAL 사용할 준비까지 얼음 곳 2시 1분 아가로 오스 : 용해 용액은 (개인 oocyte 당 10 μl, 금액은 3 oocytes입니다) 20 μl 3퍼센트 LMP 아가로 오스 10 μl 용해 용액 @ 70 섞는다 ° C SDS의 LY시스 버퍼 (개인 oocyte 당 501 μl) <table border="0"><tbody><tr><td> 1X TE 산도 7.5 </td><td> 450 μl </td></tr><tr><td> 10% SDS </td><td> 50 μl </td></tr><tr><td> Proteinase K </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td></td><td> 501 μl </td></tr></tbody></table> 1. Oocyte 컬렉션 <ol><li> M2 미디어 해부 마우스 oviducts를 삽입하고, 적운 세포 단지를 추출 ampullae 찢어. </li><li> 0.3 MG / M2 미디어 30 μl 방울의 ML hyaluronidase 용액을 사용하여 적운 전지 복잡한에서 oocytes를 분리합니다. 오직 한 긴 노출 그들을 손상시킬 수 있으므로 그것이, 적운 세포를 제거하는 데 걸리는로 솔루션 oocytes 보관하십시오. 주기적으로 적운 세포를 제거하는 M2 미디어의 30 μl 방울의 3 배 oocytes를 씻으십시오. </li><li> 산성 tyrode의 솔루션을 사용하여 조나 pellucida를 제거합니다. 또 다른 30 ​​전송할 처음엔 솔루션 중 하나를 30 μl 드롭에 oocytes를 삽입하고,μl 드롭으로 함께 수행하는 미디어는 산성을 희석하고 효율성을 감소시킵니다. 오직 한가 긴 노출 그들을 손상시킬 수 있으므로 조나을 제거하는 데 걸리는로 솔루션 oocytes 보관하십시오. 참고 : 인간 조나 pellucida가 마우스보다 산성 tyrode의 솔루션과 치료에 더 저항이기 때문에 산성 tyrode의 솔루션이나 pronase의 증가 농도는, 인간의 샘플에 사용할 수 있습니다. </li><li> 한 번 더 M2 미디어 30 μl 드롭에 oocytes 씻으십시오. </li></ol> 2. 아가로 오스의 임베딩 및 용해 <ol><li> 아가로 오스의 삽입을 수행하려면 70 ° C heatblock에 용해 용액을 넣으십시오. 용해 용액 : 2시 1분 아가로 오스를 생산 용해 용액에 preheated LMP 아가로 오스를 추가합니다. </li><li> 최소한의 M2 미디어 깨끗한 유리 슬라이드를 향해 하나의 oocyte를 놓습니다. 피펫 팁에 용해 용액, 그리고 (현미경으로) 부드럽게 그것 미님와 혼합 수 있도록 유리 슬라이드에 (~ 1 μl 이하) 소량을 추방 : 아가로 오스의 10 μl를 타고알 미디어. 부드럽게 피펫 팁에 oocyte를 데리러와 구슬이 영역을 형성하므로 300 μl 광유와 Eppendorf 튜브에 모두 10 μl 넣어. 참고 :이 프로세스는 아가로 오스로 비교적 빨리 할 수​​ 있어야합니다 단단해 온도는 빠르면 5와 ° C ~ 70 ° C. 아래로 떨어뜨리면 </li><li> 10 분 동안 얼음 튜브를 품어. 용해를 수행하려면 300 μl 미네랄 오일을 제거하고 SDS의 용해 완충액 500 μl를 추가합니다. 50 ° C의 물을 욕조에 밤새 품어. 참고 : 용해 용액 (표 1) 또한이 목적을 위해 사용될 수 있습니다. </li></ol> 제 2 일 bisulfite의 돌연변이 유발 당일 신선한 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. 유전자 오염의 가능성을 줄이기 위해 종종 장갑을 변경하고 필터 팁을 사용합니다. 언제 오픈 튜브 멀리 각도 유지하고, 사용하지 않을 때 모든 튜브를 요점을 되풀이하다. 우리는 솔루션 N +1로 만들어진 것이 좋습니다. <table border="0"><tbody><tr><td> 3 M NaOH </td> &lt;20 ML autoclaved ddH 2 O의 TD&gt; 2.4 g NaOH </td></tr><tr><td> 0.1 M NaOH </td><td> 14.5 ML autoclaved ddH 2 O의 3M 0.5 ML </td></tr><tr><td> 0.3 M NaOH </td><td> 13.5 ML autoclaved ddH 2 O에있는 3M의 1.5 ML </td></tr></tbody></table> 2.5 M의 Bisulfite 솔루션 <ol class="lalpha"><li> 3.8 g의 나트륨 bisulfite 5.5 ML GIBCO 증류수 H 2 O 한 ML 3 M NaOH @ 실내 온도를 해산 </li><li> 110 MG의 히드로퀴논 한 ML GIBCO 증류수 H 2 O @ 90 ° C (오직 한 녹이신 수만 위해 정기적으로 믹스)를 용해 </li></ol> 완전히 용해되면 용액 ()을 섞어 및 (b) * 빛 * 저리 3. Bisulfite의 돌연변이 유발 <ol><li> 완전 500 μl SDS의 용해 버퍼를 제거하고 300 μl 광유 (~ 20 시간) 추가합니다. 나머지 모든 용해 버퍼 일을 희석합니다E 아가로 오스가 가열되고 비드가 후속 단계에서 용해에 더 민감한 메시지가 나타납니다. 즉시 bisulfite의 돌연변이 유발을 진행, 또는 최대 5 일 대한 -20 ° C에서 저장합니다. </li><li> 해당되는 경우, 냉동고에서 oocytes를 제​​거하고 (아가로 오스 비드가 상대적으로 반투명에만 때까지) 해동 봅시다. 10 분간 얼음에있는 품어 따라 90 ° C 열 구역 2.5 분 동안 품어. 참고 : 혼합이나 볶음, 이상 2.5 분 연장하거나, 온도 변동하지 마십시오. </li><li> 변성을 수행하려면 미네랄 오일을 제거하고 각 튜브, 영화 1 ML 0.1M NaOH를 추가하고 5-6 시간을 바꾸란. </li><li> 반전 37 ° C waterbath에서 15 분, 매 3-4분 동안 품어. 비드는 NaOH에 부유한다. </li><li> bisulfite 처리를 수행하려면 부드럽게 튜브를 돌려서 다음, NaOH를 제거하고 300 μl 광유와 500 μl bisulfite 솔루션을 추가합니다. 50 ° C waterbath에서 3.5 시간 동안 튜브를 품어. * 빛 * 저리 </strong&gt; 참고 : 부화 기간은 경험적으로 관심의 유전자에 대해 결정 할 수 있습니다. </li><li> desulfonation를 수행하려면 3 분 동안 얼음에 품어, 그럼, 미네랄 오일과 bisulfite 용액을 제거 부드럽게 돌려서, 1 ML 0.3 M NaOH를 추가합니다. 톡하고 5-6 시간을 바꾸란. </li><li> 반전 37 ° C waterbath에서 15 분, 매 3-4분 동안 품어. 비드는 NaOH에 부유한다. </li><li> 샘플을 씻으 먼저 부드럽게 회전하여 다음 NaOH를 제거하고 1 ML 1X TE 산도 7.5를 추가합니다. 실온 (뿌리에서)에서 5~10분 동안 흔들어. 다시 부드럽게 돌려 다음, 1X TE를 제거합니다. 두번 세탁 과정을 반복합니다. </li><li> 한 ML autoclaved ddH 2 O에 추가 실온 (뿌리에서)에서 5~10분 동안 흔들어. 부드럽게 돌려 후 H 2 O를 제거 두번 ddH 2 O 세척을 반복합니다. </li><li> 뜨는의 산도를 확인, 그것은 산도 5.0이어야합니다. 그래도 너무 기본적인면, H 2 O를하고 다시 씻어 오직 아가로 오스 될 떠나 모든 뜨는 제거광고. </li></ol> 4. 1 일 및 2 차 라운드 PCR 증폭 <ol><li> **을 씻는 동안에 1 일 왕복 PCR 믹스 ** 준비 </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> 앞으로 외부 10 μm의 프라이머 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 외부 10 μm의 프라이머의 후진 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 240 NG / ML tRNA </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> H 2 O </td><td> 13 μl </td></tr></tbody></table> Illustra 레디 - 투 - 이동 핫 스타트 PCR 비즈에 추가 조심스럽게 PCR 튜브 (~ 10 μl)로 고체 아가로 오스 비드 밀어 70 ° C와 믹스에 대한 열 25 μl 광유 추가 총 : 50 μl <ol start="2"><li> 증폭하다 참고 : 마우스 Snrpn위한 사이클링 조건 예제 94에서 2 분간 변성은 94에서 30 초 40주기에 이어 ° C, ° C, 50 ° C에서 1 분, 168시 분 ° C 및 68에서 마지막 십분 연신율 단계 ° C. 1 일 원형 마우스 H19을위한 PCR 및 Peg3 위해 온도를 어닐링하는 것은 50 ° C.이다 </li><li> 제 2 라운드 PCR 혼합물 준비 </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> 앞으로 내부 10 μm의 프라이머 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 내부 10 μm의 프라이머의 후진 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> H 2 O </td><td> 19 μl </td></tr></tbody></table> Illustra 레디 - 투 - 이동 핫 스타트 PCR 비즈에 추가 템플릿으로 5 μl 제 1 라운드의 제품을 추가합니다. ° C에서 1 분 아가로 오스을 약화시키기 위해 70까지 1 일 왕복 제품을 가열. 미네랄 오일 층 아래 피펫해야합니다. 25 μl 광유 추가 총 : 50 μl 참고 : Snrpn, H19, 그리고 Peg3위한 중첩된 프라이머 시퀀스는 시장 Velker 외 10에서 찾을 수 있습니다,12. <ol start="4"><li> 증폭하다 참고 : 사이클링 조건 마우스 Snrpn위한 94에서 2 분간 변성있다 ° 94에서 30 초 40주기에 이어 C, ° C, 50 ° C에서 1 분, 그리고 68시 일분 ° C, 그리고 마지막 10 분 이격 68에서 단계 ° C에서 10. 마우스 H19과 Peg3이 필요하다 50 ° C 제 2 라운드 PCR을 위해 온도를 풀림. </li><li> 진단 테스트로 패하면서 샘플 methylation 또는 스트레인에만 제한 효소로 절단 할 수 있습니다. </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> 제 2의 라운드 제품 </td><td> 4 μl </td></tr><tr><td> 제한 효소 </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> 버퍼 </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> H 2 O </td><td> 4 μl </td></tr></tbody></table><ol start="6"><li> 8 % 아크릴 아미드 겔에 소화 제품을 Electrophorese. 모든 이기종 밴드 하나 이상의 seque를 나타냅니다제정신. </li></ol> 5. TA 클로닝 및 콜로니 PCR <ol><li> 제 2 라운드 제품, 70 먼저 열을 복제 ° C에서 1 분 Promega pGEM-T 벡터 시스템 (피셔 과학 고양이 # A1360)를 사용하여 벡터로 다음 ligate 아가로 오스를 부드럽게합니다. </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> 제 2 라운드 PCR </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> pGEMT 쉬운 벡터 </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> Ligase </td><td> 1 μl </td></tr><tr><td> H 2 O </td><td> 2 μl </td></tr><tr><td> 2X 내고 버퍼 </td><td> 5 μl </td></tr></tbody></table> 하룻밤 @ 4 ° C에서 PCR 기계를 품어. <ol start="2"><li> 15 분 동안 얼음 유능한 E.coli 세포 (Zymo 리서치 사의 고양이 # T3009)를 녹여. 8 μl E.coli와 15 분 동안 얼음에 부화를 내고 3 μl 내고 반응을 추가합니다. </li><li> 42 ° C waterbath 40 초간 열 충격,2 분 동안 얼음에 품어. 1 시간 (뿌리)를위한 37 ° C에서 60 μl SOC 매체와 부화를 추가합니다. </li><li> 37 ° C 하룻밤에 LB / 한천 / IPTG / Xgal / 앰프 강판 및 품어 접시에 반응 혼합물을 모두 놓습니다. </li><li> 식민지 PCR 믹스를 준비 </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> 20 μm의 M13 앞으로의 프라이머 </td><td> 0.7 μl </td></tr><tr><td> 20 μm의 M13 역방향 프라이머 </td><td> 0.7 μl </td></tr><tr><td> 5 배 그린 바둑 DNA 형성 촉매 버퍼 </td><td> 7.0 μl </td></tr><tr><td> 10 MM dNTP </td><td> 0.7 μl </td></tr><tr><td> DNA 형성 촉매 장치의 DNA 중합 효소 </td><td> 0.28 μl </td></tr><tr><td> H 2 O </td><td> 25.62 μl </td></tr><tr><td></td><td> 35 μl 총 </td></tr></tbody></table> PCR 튜브에 35 μl 콜로니 PCR 마스터 믹스를 추가합니다. 피펫 팁, 그리고 PCR 반응에 소용돌이를 함께 접시에서 하얀 세균성 식민지를 선택하십시오. <ol start="6"><li> 94시 10 분 변성으로 확대 ° 94 45 초 30주기에 이어 C, ° 57에서 C 30 초 ° C, 72시 일분 ° C, 72에서 마지막 10 분 연신율 단계 ° C. 1.5 % 아가로 오스 겔에 4 μl를 Electrophorese. 시퀀싱을위한 PCR 제품의 ~ 30 μl을 보냅니다. 참고 : oocytes의 경우, 5 콜로니 PCR 제품은 순서가있다. </li><li> 시퀀싱 결과가 획득되면, methylation 패턴을 읽을 수 있습니다. CG로 남아 모든 원본 CG는 methylated했다, 이제 TG 존재하는 어떤 원래 CG가 unmethylated되었다. </li></ol> 6. 대표 결과 우리 연구에서는 분석은 개별 oocytes과 배아 (그림 1)에서 methylation을 각인. bisulfite 변환 primers를 사용하여 중첩된 PCR 증폭에 따라 그것은 아가로 오스 겔 (그림 2)에서 올바른 조각 크기를 시각화하여 성공적인 전환을 확인할 수 있습니다. 개별 oocyte가한 부모의 allele을 대표하고, 이론적으로는, 각인 methylation 패턴을 가지고 있습니다. 따라서 패하면서 PCR 제품은 무심코 오염에 대한 검사를 할 수 있습니다. 의 DNA methylation (예 : HinfI 또는 DpnII 등)에 민감한 제한 효소는 그것이 methylated 또는 unmethylated allele (그림 3)가 포함되어 있는지 여부를 평가하기 위해 두 번째 라운드 PCR 제품을 소화하는 데 사용할 수 있습니다. T로 변환된다 unmethylated C가 더 이상 효소에 의해 인식되지 않으며 포경가되는 동안 효소 인식 시퀀스 내에서 methylated C는 죽습됩니다. 그것이 적운 세포 오염 (그림 3)는 지표이기 때문에 methylated 및 unmethylated 대립 유전자 모두를 포함하는 모든 MII의 oocyte 샘플은 폐기되어야한다. 결합 및 변형에 이어 성공적인 식민지 PCR 증폭은 올바른 제품 크기 샘플 (그림 4) 시퀀싱을위한 메일이 발송되었습니다 보장하기 위해 아가로 오스 겔에 시각이 될 수 있습니다. 마지막으로, 다섯 개인 CL의 순서MII의 oocyte에서 사람 다섯 동일한 methylation 패턴과 동일한 nonCpG 전환율 (그림 5A)을 생산한다. 하나 이상의 패턴을 포함하는 모든 샘플 (그림 5B) 폐기되어야합니다. ovulated MII의 oocytes 두 염색체 사본 또는 첨부 극지 몸을 갖고 있기 때문에 두 개의 유사한 시퀀스 패턴 (그림 5c)를 취득 가능성이 있습니다. 우리는 적운 셀 오염을 배제할 수 없다 때문에 고도 ...와 비슷하지 않은 methylation 패턴을 가지고 oocytes에서 폐기 데이터를 권해드립니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/4046/4046fig1.jpg" /> 그림 1. 단일 Oocyte의 Bisulfite의 돌연변이 유발 분석의 도식. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/4046/4046fig2.jpg" /> 노래에서 Snrpn을위한 제 2 라운드 증폭의 그림 2. 대표 결과1.5 % 아가로 오스 겔에 르 MII의 oocyte. 레인 1-4 네 개의 싱글 MII의 oocytes이며 차선 5는 부정적인 컨트롤 (없음 oocyte)입니다. Snrpn에 대한 예상 amplicon 크기는 420 BP이다. L, 사다리. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/4046/4046fig3.jpg" /> 8 % 아크릴 아미드 겔의 한 MII의 oocyte에서 Snrpn을위한 제 2 라운드 methylation에 특정한 제한 소화의 그림 3. 대표 결과입니다. HinfI 진단 제한 소화 (420bp, 차선 1) 제한 사이트를 abolishes T를 비호하는 unmethylated DNA를 보여줍니다 또는 (잘라내기, 262, 103, 54 BP, 차선 2) 인식 사이트 내에서 C를 포함하고 methylated DNA. methylated 및 unmethylated 두 제한 효소 사이트를 (절단 및 포경 밴드, 차선 3) 보여주는 소화 적운 세포 오염의 지표. L, 사다리. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/4046/4046fig4.jpg" /> 4 그림. </stronG&gt; 1.5 % 아가로 오스 겔에 대한 하나의 MII의 oocyte에서 Snrpn에 대한 식민지 PCR 증폭을위한 대표 결과입니다. 예상 amplicon 크기는 pGEM-T 쉬운 벡터로 Snrpn의 결합에 따라 앞으로 M13을 사용하고 역방향 primers 것은 656 BP이다. 레인 1-8, 클론 1-8에서 amplicons. 클론 5 잘못된 amplicon 크기를 가지고 있으며, 배열 전송해​​서는 안됩니다. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/4046/4046fig5.jpg" /> 그림 5. 대표 단일 MII의 oocyte에서 Snrpn에 대한 결과를 순서. Snrpn가 oocytes에 methylated있다. 검은 동그라미 methylated CpGs를 나타냅니다. 흰색 동그라미는 unmethylated CpGs를 나타냅니다. CPG 번호와 위치는 B6 변형 암컷 마우스에 대한 대표적인 것입니다. ) 단일 MII의 oocyte에서 Snrpn에 대한 결과를 순서 예상. DNA의 단일 가닥은 모두 다섯 클론으로 증폭한다. 하나의 methylation 패턴과 동일한 비 CPG 변환 은어와 OocytesN은 (비 CpGs의 비율 변환 총 비 CPG cytosines의 비율로 thymine로 변환되지 않은 CPG cytosines의 숫자로 계산 오른쪽으로 표시됨) 분석에 포함되어야한다. 적운 세포 오염과 단일 MII의 oocyte에서 Snrpn위한 나) 장면 결과입니다. 여러 개의 스트랜드 증폭을 나타내는 methylation 상태 및 전환 패턴 사이의 차이를 확인합니다. C) 염색체 사본 또는 정반대의 신체를 포함 모두와 함께 단일 MII의 oocyte에서 Snrpn에 대한 결과를 배열.

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E. l. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limiting+dilution+bisulfite+(pyro)sequencing+reveals+parent-specific+methylation+patterns+in+single+early+mouse+embryos+and+bovine+oocytes.">Limiting dilution bisulfite (pyro)sequencing reveals parent-specific methylation patterns in single early mouse embryos and bovine oocytes.</a> Epigenetics. 6, 1176-1188 (2011).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

이것은 하나의 oocyte 분석이 중요하고 특별한주의를 필요로 번호가 많은 단계가 있습니다. 첫 번째는 oocyte 세척이다. 그것은 가능한 많은 적운 세포로 제거하는 hyaluronidase 치료에 따라 drops 새로운 매체의 각 oocyte 여러 번 씻어 특히 중요합니다. 또한, 조나 pellucida 제거를위한 산성 tyrode의 솔루션으로 oocytes를 전송할 때하는 것은 매체를 둘러싼 것은 적운 세포의 명확한지 확인하십시오. oocyte는 조나 제거에 따라 매우 끈적이고, 모든 주변 적운 세포 쉽게 oocyte에 붙어 될 수 있습니다. 그것은 조나 프리 oocyte에 붙어있는 적운 세포를 제거하는 것은 매우 어렵습니다. 이 프로토콜은 나중에 지점에 적운 세포 오염의 검출을 허용하지만, 그것은 가능성이 폐기됩니다 oocytes에서 전체 프로토콜을 받아야하는 건설하거나 경제적으로하지 않습니다. 두 번째 중요한 단계는 oocyte의 삽입이다. 아가로 오스와 LYS에서 oocyte가 포함되어있는 경우, 그 낮은 융점 (LMP) 아가로 오스됩니다 강화 5 70 이하 ° C ° C. 빠르면 같은 온도에 유의하는 것이 중요 솔루션을합니다 따라서, 우리는 아가로 오스 70시 용해 용액 ° C를 혼합 권장하고 최소한의 중간에있는 유리 슬라이드에 대한 개별 oocyte를 삽입. 일단 준비 피펫 아가로 오스 / 용해 용액과주의 아직 적시에, 미네랄 오일하에 준비된 Eppendorf 튜브에 oocyte를 포함. 그것은 proteinase K의 열 불활 성화가 2.5 분 동안 90 ° C에서 수행하는 것이 중요합니다. 이것의 편차는 권장되지 않습니다. 낮은 온도 혹은 더 짧은 시간이 proteinase K가 inactivate 수 없습니다 동안 높은 온도 또​​는 긴 시간은, DNA를 손상시킬 수 있습니다 거듭 말씀 드리지만, 나트륨 bisulfite와 히드로퀴논 민감한 빛입니다. 솔루션 준비 후 호일에 싸여 있어야 튜브를 호박색 및 / 또는 사용에까지 어두운 서랍에 배치. bisulfite 솔루션은 t에 추가되면50 ° C.에 잠복기 때 튜브는 튜브는 호일이나 어두운 덮여 봉지로 덮여 있어야 우리는 원래 핫 시작 PCR 비즈를 포함한 GE 헬스케어에서 빈 호일 봉지를 사용합니다. 마지막으로, 대부분의 PCRs와 마찬가지로, 우리는 적시에 각 라운드를 준비하는 것이 좋습니다. 특히 70 ° C에서 믹싱 후 과도한 지연, 증폭의 성공률을 감소시킵니다. 현재로서는 프로토콜 중 하나 제한은 개별 oocytes에서 bisulfite 변환된 DNA를 증폭의 성공률 40 %에서 65 % 증폭된 유전자 조각에 따라 범위에있다는 것입니다. 추가 문제 해결이 비율을 증가시킬 수 있지만, bisulfite 변환 처리가 너무 길거나 거칠고와 충분한 전환율을 (&gt; 85~90%) 가지고 있지되는 사이에 트레이드 오프가있다. 두 번째 한계는 현재 bisulfite의 돌연변이 유발은 억압 5 methylcytosine 및 demethylation 중급 5 HY 구분할 수 없다는 것입니다13 droxymethylcytosine. 몇 가지 수정은 유전자 또는 관심있는 지역을 기반으로 필요할 수 있습니다. bisulfite 변환 시간은 최저 DNA의 손상이 가장 높은 변환 비율에 대한 최적화가 필요할 수 있습니다. 우리는 bisulfite 처리를위한 2.5-4 시간 범위 (30 분 단위) 권장합니다. 또한 최적화 변환 관심 시퀀스 (예위한 PCR 프라이머 설계를 포함 수 <a href="http://www.urogene.org/methprimer/" target="_blank">http://www.urogene.org/methprimer/</a> (패터슨 외를 참조하십시오.위한 단편 길이의 CG 콘텐츠를 기반으로)뿐만 아니라 PCR 프로그램의 최적화 추가 bisulfite의 돌연변이 유발 최적화 옵션 7). 풍부한 프라이머 - dimers 또는 복제된 경우 벡터에 통합되지 않은 특정 amplicons이있다면 마지막으로 수정 제 2 라운드 PCR 제품의 겔 추출은이 필요할 수 있습니다. 우리는 이전에 그것이 보였습니다프로토콜은 개별 MII의 oocytes 12 효과적입니다. 우리는 또한 변환된 DNA의 성공적인 증폭의 동일한 속도로 서로 다른 oocyte의 지름의 범위로 성장 oocytes에서 자사의 효율성을 테스트했습니다. 중요한 것은, 각각의 세포에 methylation 연구에 대한 효과가 아닌 다른 bisulfite의 돌연변이 유발 절차에 비해,이 프로토콜은 개별 oocytes과 초기 배아의 DNA의 methylation의 분석을 가능하게합니다. 이것은 배아 세포와 초기 배아의 조작과 관련 구체적으로, 생식 및 발달 생물학 연구를 위해 필수적입니다. 미래의 응용 프로그램은 생체내 파생과 교양 세포에 포함한 어떠한 원산지 단일 세포에서 DNA의 methylation 패턴 분석을 포함할 수 있습니다. 또한, 우리가 얻을 수있는 표현과 methylation 데이터 모두에 대해 있도록 DNA와 같은 배아로부터 RNA를 복구 개별 blastocyst 분석을 개발했습니다. 미래의 응용 프로그램 singl를 수정 포함됩니다전자 oocyte 분석은 표현 분석을위한 RNA뿐만 아니라 methylation의 assays를위한 DNA를 복구합니다. 또 다른 최적화함으로써 적운 세포 오염의 검출을 허용, somatically methylated, oocyte-배아 unmethyated 유전자에 methylation 검출을 허용 것이다 엘 Hajj 외 14 유사 동일한 oocyte에 대한 양면 assays를 수행하는 것이다. 의 DNA methylation 분석은 게놈 차원에서 현장 관련에 이르기까지 다양합니다. 이러한 methylated DNA를 microarrays와 함께 immunoprecipitation (MeDIP) 또는 시퀀싱과 같은 게놈 차원의 방법은 일반적으로 재료의 풍부한 금액을 필요로합니다. 결합하여 methylation 특정 제한 효소를 사용하여 bisulfite 제한 분석 (COBRA) 또는 MethylDetector 키트 (활성 Motif로)를 포함 현장에 특정한 방법은 DNA, PCR 편견과 부족의 부족 회복 결과, 단일 blastocyst 분석을 위해 적은 최적 비해 재현성. 단일 oocyte 및 전자에 대한 대안적인 접근bisulfite 변환된 DNA를 증폭의보고 성공 요금은 메서드가 여기서 설명하는 것보다 낮은 있었지만 아흘리 배아 methylation 분석, 기술 14 pyrosequencing 제한된 희석 bisulfite와 EZ-DNA의 Methylation 키트 (Zymo 연구)을 활용. Bisulfite의 돌연변이 유발이의 DNA methylation 분석을위한 황금 표준이며, 단일 세포의 분석은 앞으로 중요한 단계임을 분명하다. 아가로 오스의 삽입은 아가로 오스는 DNA의 열화 방지로 bisulfite 처리와 분석되는 작은 샘플 크기를 허용하고 수많은 프로토콜 단계 동안의 DNA 손실을 방지합니다. 그러나 blastocyst에 비해, 단일 oocyte가 게놈 DNA의 약 3-6 PG 있습니다. 아가로 오스가 포함된 용해 완충액에서 단일 oocytes를 임베드 우리 수정된 프로토콜은 초기 용해 단계와 온건 주의자 거친 bisulfite 처리에서 DNA 손실 시작하는 것을 방지합니다. 요약에서는 단일 oocyte 분석의 장점은 수있다는 것입니다실수 적운 세포 오염의 검출뿐만 아니라 희귀한 이벤트를 unmasking 및 풀링된 샘플에 PCR 편견을 제거할 수 있습니다. 다 합해서,이 수정된 프로토콜은 개별 oocytes과 초기 배아의 methylation 상태에서 양질의 데이터를 제공합니다.

특정 시약 및 장비의 표. <table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td colspan="4"> Oocyte 컬렉션 </td></tr><tr><td> Hyaluronidase </td><td> 시그마 </td><td> H4272 </td><td></td></tr><tr><td> 산성 Tyrode </td><td> 시그마 </td><td> T1788 </td><td></td></tr><tr><td> Proteinase K </td><td> 시그마 </td><td> P5568 </td><td></td></tr><tr><td> 10 % IGEPAL </td><td> Bioshop </td><td> NON999.500 </td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> 용해 용액 </td></tr><tr><td> 트리스 산도 7.5 </td><td> Bioshop </td><td> TRS001.5 </td><td></td></tr><tr><td> LiCl </td><td> 시그마 </td><td> L9650 </td><td> &amp; NBSP; </td></tr><tr><td> EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 산도 8.0 </td><td> 시그마 </td><td> E5134 </td><td></td></tr><tr><td> 뚜껑 </td><td> Bioshop </td><td> LDS701.10 </td><td></td></tr><tr><td> DTT </td><td> Invitrogen </td><td> P2325 </td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> SDS의 용해 완충액 </td></tr><tr><td> TE 산도 7.5 </td><td> Bioshop (트리스) 시그마 (EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)) </td><td> TRS001.5 E5134 </td><td></td></tr><tr><td> 10% SDS </td><td> Bioshop </td><td> SDS001.500 </td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> Bisulfite 전환 </td></tr><tr><td> 수산화 나트륨 </td><td> 시그마 </td><td> S8045 </td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 Hydrogensulfite (나트륨 Bisulfite) </td><td> 시그마 </td><td> 243,973 </td><td>; </td></tr><tr><td> 히드로퀴논 </td><td> 시그마 </td><td> H9003 </td><td></td></tr><tr><td> 낮은 녹는 점 (LMP) 아가로 오스 </td><td> 시그마 </td><td> A9414 </td><td></td></tr><tr><td> 미네랄 오일 </td><td> 시그마 </td><td> M8410 </td><td></td></tr><tr><td> M2 중간 </td><td> 시그마 </td><td> M7167 </td><td></td></tr><tr><td> GIBCO 증류수 물을 </td><td> Invitrogen </td><td> 15230-196 </td><td></td></tr><tr><td> Autoclaved 이중 증류 (DD) 물 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> PCR </td></tr><tr><td> Illustra 핫 스타트 믹스 RTG </td><td> GE 헬스케어 </td><td> 28-9006-54 </td><td></td></tr><tr><td> 240 NG / ML 효모 tRNA </td><td> Invitrogen </td><td> 15401-011 </td><td></td></tr><tr><td> 5 배 그린 GoTaq 반응 버퍼 </td><td> 프로메가 </td><td> M7911 </td><td></td></tr><tr><td> 내부 및 외부 중첩된 primers </td><td> 시그마 </td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> 내고 </td></tr><tr><td> Promega pGEM-T 쉬운 벡터 </td><td> 피셔 과학 </td><td> A1360 </td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> TA 복제 </td></tr><tr><td> 유능한 E.coli 세포 </td><td> Zymo 리서치 주식 회사 </td><td> T3009 </td><td></td></tr><tr><td colspan="4"> 장비 </td></tr><tr><td> 현미경 해부 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 70 ° C와 90 ° C 열 블록 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 37 ° C와 50 ° C Waterbaths (42 ° C에서 변환을위한) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>흔들리는 것 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> PCR 기계 </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

single oocyte bisulfite mutagenesis

Epigenetics는 모든 물려 전할 수있는 포괄하고 가역 개조 따라서 신 유전자 접근하고,이 유전자 전사 1 규제의 기본 메커니즘임을 염색질합니다. DNA의 methylation은 억압 마르크로 주로 역할을 epigenetic 변형입니다. CPG dinucleotides의 cytosines 향해 메틸 그룹의 공유 결합 외에도 통해 그것은 염색질을 응축하고 유전자에게 2를 입을 관련된 프로세스를 시작하기 위해 추가적인 억압 단백질과 히스톤 수정을 모집할 수 있습니다. 그것이 발달 프로그래밍, 세포 분화, retroviral 요소의 억압, X 염색체 불활 성화 및 게놈 각인에 중요한 역할을 담당으로 DNA의 methylation은 정상 개발을 위해 필수적입니다. 의 DNA methylation 분석을위한 가장 강력한 방법 중 하나는 bisulfite의 돌연변이 유발됩니다. 나트륨 bisulfite은 uracils로 cytosines을 deaminates의 DNA mutagen입니다. PCR 증폭 및 seque 따라<html> ncing는 이러한 변환 이벤트가 thymines으로 감지됩니다. Methylated cytosines는 deamination로부터 보호하기 때문에 각각의 뉴클레오 티드 수준 3에서 DNA의 methylation의 식별을 가능하게, cytosines로 남아있다. bisulfite의 돌연변이 유발 분석의 개발은 원래보다 민감한 및 7 재현할 수있는 것들을 향해 4-6을보고 그에서 고급했다. 하나의 주요 발전은이를 거친 bisulfite 처리 8 일부터 DNA를 보호, 아가로 오스 비드에 DNA의 작은 금액을 삽입했습니다. 이 활성화된 methylation 분석은 oocytes와 blastocyst 단계의 배아 9 수영장에서 수행해야합니다. 날짜까지 가장 정교한 bisulfite의 돌연변이 유발 프로토콜은 개별 blastocyst 단계의 배아 10입니다. blastocysts은 평균 64 셀 (게놈의 DNA 120-720 PG를 포함하는)을 가지고 있기 때문에 그러나이 방법은 개별 oocytes 또는 절단 단 배아의 methylation 연구를위한 효과되지 않습니다. 십t &quot;&gt; oocytes 11 포함해 분의 DNA 양의 아가로 오스의 삽입에서 단서를 타고, 우리가 oocytes 직접 아가로 오스와 용해 용액 비드 후 즉시 검색하고 oocyte에서 조나 pellucida의 제거에 포함된 약자 방법을 제시한다. 이것은 우리에게 수 두 개의 단일 oocyte의 bisulfite의 돌연변이 유발의 주요 과제 우회 :. 열화로부터 DNA를 분 양을 보호하고, 다양한 프로토콜 단계 동안 후속 손실 데이터가 단일 oocytes에서 얻은 때 중요한 것은,, 수영장 이내 PCR 바이어스의 문제가 제거되고 더 나아가. 하나 이상 methylation 패턴과 아무런 샘플이 분석 12 대상에서 제외되므로 부주의 적운 세포 오염.이 방법에 의해 감지가이 프로토콜은 단일 세포 수준에서 DNA의 methylation의 성공과 재현성 분석을위한 향상된 방법을 제공하고 이상적으로 적합합니다 개별 oocytes뿐만 아니라 절단 - 무대 배아입니다.

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Single Oocyte Bisulfite Mutagenesis

Bisulfite의 돌연변이 유발이의 DNA methylation 분석을위한 황금 표준입니다. 우리 수정된 프로토콜은 단일 세포 수준에서 DNA의 methylation 분석을 허용하고 특별히 개별 oocytes를 위해 설계되었습니다. 또한 절단 단 배아 사용할 수 있습니다.

단일 Oocyte의 Bisulfite의 돌연변이 유발

Epigenetics encompasses all heritable and reversible modifications to chromatin that alter gene accessibility, and thus are the primary mechanisms for ...

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

14.0K 조회수.  Schulich School of Medicine and Dentistry, University of Western Ontario. Bisulfite의 돌연변이 유발이의 DNA methylation 분석을위한 황금 표준입니다. 우리 수정된 프로토콜은 단일 세포 수준에서 DNA의 methylation 분석을 허용하고 특별히 개별 oocytes를 위해 설계되었습니다. 또한 절단 단 배아 사용할 수 있습니다.

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Homemade Site Directed Mutagenesis of Whole Plasmids

Site directed mutagenesis of whole plasmids is a simple way to create slightly different variations of an original plasmid. With this method the cloned target gene can be altered by substitution, deletion or insertion of a few bases directly into a plasmid. It works by simply amplifying the whole plasmid, in a non PCR-based thermocycling reaction. During the reaction mutagenic primers, carrying the desired mutation, are integrated into the newly synthesized plasmid. In this video tutorial we demonstrate an easy and cost effective way to introduce base substitutions into a plasmid. The protocol works with standard reagents and is independent from commercial kits, which often are very expensive. Applying this protocol can reduce the total cost of a reaction to an eighth of what it costs using some of the commercial kits. In this video we also comment on critical steps during the process and give detailed instructions on how to design the mutagenic primers.

Site directed mutagenesis of whole plasmids is a simple way to create slightly different variations of an original plasmid. Here we demonstrate an easy and cost effective way to introduce base substitutions into a plasmid using standard reagents.

전체 Plasmids의 수제 사이트 감독 돌연변이 유발

Site directed mutagenesis of whole plasmids is a simple way to create slightly different variations of an original plasmid. With this method the cloned ...

연구

생물학

Mutagenesis and Functional Analysis of Ion Channels Heterologously Expressed in Mammalian Cells

We will demonstrate how to study the functional effects of introducing a point mutation in an ion channel. We study G protein-gated inwardly rectifying potassium (referred to as GIRK) channels, which are important for regulating the excitability of neurons. There are four different mammalian GIRK channel subunits (GIRK1-GIRK4) - we focus on GIRK2 because it forms a homotetramer. Stimulation of different types of G protein-coupled receptors (GPCRs), such as the muscarinic receptor (M2R), leads to activation of GIRK channels. Alcohol also directly activates GIRK channels. We will show how to mutate one amino acid by specifically changing one or more nucleotides in the cDNA for the GIRK channel. This mutated cDNA sequence will be amplified in bacteria, purified, and the presence of the point mutation will be confirmed by DNA sequencing. The cDNAs for the mutated and wild-type GIRK channels will be transfected into human embryonic kidney HEK293T cells cultured in vitro. Lastly, whole-cell patch-clamp electrophysiology will be used to study the macroscopic potassium currents through the ectopically expressed wild-type or mutated GIRK channels. In this experiment, we will examine the effect of a L257W mutation in GIRK2 channels on M2R-dependent and alcohol-dependent activation.

We will demonstrate how to study the effect of a single point mutation on the function of an ion channel.

이온 채널의 돌연변이 유발과 기능 분석 Heterologously 포유 동물 세포에 표현

We will demonstrate how to study the functional effects of introducing a point mutation in an ion channel. We study G protein-gated inwardly rectifying ...

An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis

This protocol describes procedures to maintain nematodes in the laboratory and how to mutagenize them using two alternative methods: ethyl methane sulfonate (EMS) and 4, 5', 8-trimethylpsoralen combined with ultraviolet light (TMP/UV). Nematodes are powerful biological systems for genetics studies because of their simple body plan and mating system, which is composed of self-fertilizing hermaphrodites and males that can generate hundreds of progeny per animal. Nematodes are maintained in agar plates containing a lawn of bacteria and can be easily transferred from one plate to another using a pick. EMS is an alkylating agent commonly used to induce point mutations and small deletions, while TMP/UV mainly induces deletions. Depending on the species of nematode being used, concentrations of EMS and TMP will have to be optimized. To isolate recessive mutations of the nematode Pristionchus pacificus, animals of the F2 generation were visually screened for phenotypes. To illustrate these methods, we mutagenized worms and looked for Uncoordinated (Unc), Dumpy (Dpy) and Transformer (Tra) mutants.

Screening for mutants with phenotypic defects is a straightforward method for identifying genes that function in a given biological process. In this article we describe how to culture free living worms (e.g., Pristionchus pacificus) in the laboratory and show two different mutagenesis methods, EMS and TMP/UV.

웜 실험실 소개 : Culturing 웜에서 돌연변이 유발하는

This protocol describes procedures to maintain nematodes in the laboratory and how to mutagenize them using two alternative methods: ethyl methane ...

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular signatures, or to evolve proteins in the laboratory. Here, we present a protocol that allows the generation of large (>1011) mutant libraries for a given target sequence. This method is based on replication of a ColE1 plasmid encoding the desired sequence by a low-fidelity variant of DNA polymerase I (LF-Pol I). The target plasmid is transformed into a mutator strain of E. coli and plated on solid media, yielding between 0.2 and 1 mutations/kb, depending on the location of the target gene. Higher mutation frequencies are achieved by iterating this process of mutagenesis. Compared to alternative methods of mutagenesis, our protocol stands out for its simplicity, as no cloning or PCR are involved. Thus, our method is ideal for mutational labeling of plasmids or other Pol I templates or to explore large sections of sequence space for the evolution of activities not present in the original target. The tight spatial control that PCR or randomized oligonucleotide-based methods offer can also be achieved through subsequent cloning of specific sections of the library. Here we provide protocols showing how to create a random mutant library and how to establish drug-based selections in E. coli to identify mutants exhibiting new biochemical activities.

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

Here we demonstrate a simple protocol to create a random mutant library for a given target sequence. We show how this method, which is performed in vivo in Escherichia coli, can be coupled with functional selections to evolve new enzymatic activities.

에서 단백질의 감독 진화에 대한 돌연변이 유발 및 기능 선택 프로토콜 E. 대장균</em

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular ...

Mouse Oocyte Microinjection, Maturation and Ploidy Assessment

Mistakes in chromosome segregation lead to aneuploid cells. In somatic cells, aneuploidy is associated with cancer but in gametes, aneuploidy leads to infertility, miscarriages or developmental disorders like Down syndrome. Haploid gametes form through species-specific developmental programs that are coupled to meiosis. The first meiotic division (MI) is unique to meiosis because sister chromatids remain attached while homologous chromosomes are segregated. For reasons not fully understood, this reductional division is prone to errors and is more commonly the source of aneuploidy than errors in meiosis II (MII) or than errors in male meiosis 1,2. 
In mammals, oocytes arrest at prophase of MI with a large, intact germinal vesicle (GV; nucleus) and only resume meiosis when they receive ovulatory cues. Once meiosis resumes, oocytes complete MI and undergo an asymmetric cell division, arresting again at metaphase of MII. Eggs will not complete MII until they are fertilized by sperm. Oocytes also can undergo meiotic maturation using established in vitro culture conditions 3. Because generation of transgenic and gene-targeted mouse mutants is costly and can take long periods of time, manipulation of female gametes in vitro is a more economical and time-saving strategy. 
Here, we describe methods to isolate prophase-arrested oocytes from mice and for microinjection. Any material of choice may be introduced into the oocyte, but because meiotically-competent oocytes are transcriptionally silent 4,5 cRNA, and not DNA, must be injected for ectopic expression studies. To assess ploidy, we describe our conditions for in vitro maturation of oocytes to MII eggs. Historically, chromosome-spreading techniques are used for counting chromosome number 6. This method is technically challenging and is limited to only identifying hyperploidies. Here, we describe a method to determine hypo-and hyperploidies using intact eggs 7-8. This method uses monastrol, a kinesin-5 inhibitor, that collapses the bipolar spindle into a monopolar spindle 9 thus separating chromosomes such that individual kinetochores can readily be detected and counted by using an anti-CREST autoimmune serum. Because this method is performed in intact eggs, chromosomes are not lost due to operator error.

Oocytes are prone to aneuploidy due to errors in chromosome segregation during meiotic maturation. Aneuploid eggs can cause infertility, miscarriages or developmental disorders like Down syndrome. Here, we describe methods to introduce materials of choice into oocytes and methods to study meiotic maturation and assess ploidy.

마우스 Oocyte의 Microinjection, 성숙과 Ploidy 평가

Mistakes in chromosome segregation lead to aneuploid cells.  In somatic cells, aneuploidy is associated with cancer but in gametes, aneuploidy leads to ...

Yeast Luminometric and Xenopus Oocyte Electrophysiological Examinations of the Molecular Mechanosensitivity of TRPV4

TRPV4 (Transient Receptor Potentials, vanilloid family, type 4) is widely expressed in vertebrate tissues and is activated by several stimuli, including by mechanical forces. Certain TRPV4 mutations cause complex hereditary bone or neuronal pathologies in human. Wild-type or mutant TRPV4 transgenes are commonly expressed in cultured mammalian cells and examined by Fura-2 fluorometry and by electrodes. In terms of the mechanism of mechanosensitivity and the molecular bases of the diseases, the current literature is confusing and controversial. To complement existing methods, we describe two additional methods to examine the molecular properties of TRPV4. (1) Rat TRPV4 and an aequorin transgene are transformed into budding yeast. A hypo-osmtic shock of the transformant population yields a luminometric signal due to the combination of aequorin with Ca2+, released through the TRPV4 channel. Here TRPV4 is isolated from its usual mammalian partner proteins and reveals its own mechanosensitivity. (2) cRNA of TRPV4 is injected into Xenopus oocytes. After a suitable period of incubation, the macroscopic TRPV4 current is examined with a two-electrode voltage clamp. The current rise upon removal of inert osmoticum from the oocyte bath is indicative of mechanosensitivity. The microAmpere (10-6 to 10-4 A) currents from oocytes are much larger than the subnano- to nanoAmpere (10-10 to 10-9 A) currents from cultured cells, yielding clearer quantifications and more confident assessments. Microscopic currents reflecting the activities of individual channel proteins can also be directly registered under a patch clamp, in on-cell or excised mode. The same oocyte provides multiple patch samples, allowing better data replication. Suctions applied to the patches can activate TRPV4 to directly assess mechanosensitivity. These methods should also be useful in the study of other types of TRP channels.

Yeast Luminometric and Xenopus Oocyte Electrophysiological Examinations of the Molecular Mechanosensitivity of TRPV4

To complement commonly used methods to study TRPV4&#8217;s, two methods are described: Its mechanosensitivity can be studied by Ca2+-aequorin luminometry in transgenic yeast upon hypo-osmotic challenge. It can also be examined in TRPV4-RNA injected Xenopus oocytes by whole-cell two-electrode voltage clamp or patch clamp in on-cell or excised mode.

효모 Luminometric 및<em&gt; Xenopus의</emTRPV4의 분자 Mechanosensitivity의&gt; 난자 전기 생리 시험

TRPV4 (Transient Receptor Potentials, vanilloid family, type 4) is widely expressed in vertebrate tissues and is activated by several stimuli, including ...

The Xenopus Oocyte Cut-open Vaseline Gap Voltage-clamp Technique With Fluorometry

The cut-open oocyte Vaseline gap (COVG) voltage clamp technique allows for analysis of electrophysiological and kinetic properties of heterologous ion channels in oocytes. Recordings from the cut-open setup are particularly useful for resolving low magnitude gating currents, rapid ionic current activation, and deactivation. The main benefits over the two-electrode voltage clamp (TEVC) technique include increased clamp speed, improved signal-to-noise ratio, and the ability to modulate the intracellular and extracellular milieu.
Here, we employ the human cardiac sodium channel (hNaV1.5), expressed in Xenopus oocytes, to demonstrate the cut-open setup and protocol as well as modifications that are required to add voltage clamp fluorometry capability.
The properties of fast activating ion channels, such as hNaV1.5, cannot be fully resolved near room temperature using TEVC, in which the entirety of the oocyte membrane is clamped, making voltage control difficult. However, in the cut-open technique, isolation of only a small portion of the cell membrane allows for the rapid clamping required to accurately record fast kinetics while preventing channel run-down associated with patch clamp techniques.
In conjunction with the COVG technique, ion channel kinetics and electrophysiological properties can be further assayed by using voltage clamp fluorometry, where protein motion is tracked via cysteine conjugation of extracellularly applied fluorophores, insertion of genetically encoded fluorescent proteins, or the incorporation of unnatural amino acids into the region of interest1. This additional data yields kinetic information about voltage-dependent conformational rearrangements of the protein via changes in the microenvironment surrounding the fluorescent molecule.

The Xenopus Oocyte Cut-open Vaseline Gap Voltage-clamp Technique With Fluorometry

The cut-open Vaseline gap approach is used to obtain low noise recordings of ionic and gating currents from voltage-dependent ion channels expressed in Xenopus oocytes with high resolution of fast channel kinetics. With minor modification, voltage clamp fluorometry can be coupled to the cut-open oocyte protocol.

<em&gt; Xenopus의</em형광 측정으로&gt; 난자 절개 바셀린 갭 전압 클램프 기술

The cut-open oocyte Vaseline gap (COVG) voltage clamp technique allows for analysis of electrophysiological and kinetic properties of heterologous ion ...

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can be generated using a transposome. The commercially available, Tn5-derived transposome used in this protocol consists of a linear segment of DNA containing an R6K&#947; replication origin, a gene for kanamycin resistance and two mosaic sequence ends, which serve as transposase binding sites. The transposome, provided as a DNA/transposase protein complex, is introduced by electroporation into the prototrophic strain, Enterobacter sp. YSU, and randomly incorporates itself into this host&#8217;s genome. Transformants are replica plated onto Luria-Bertani agar plates containing kanamycin, (LB-kan) and onto M-9 medium agar plates containing kanamycin (M-9-kan). The transformants that grow on LB-kan plates but not on M-9-kan plates are considered to be auxotrophs. Purified genomic DNA from an auxotroph is partially digested, ligated and transformed into a pir+ Escherichia coli (E. coli) strain. The R6K&#947; replication origin allows the plasmid to replicate in pir+ E. coli strains, and the kanamycin resistance marker allows for plasmid selection. Each transformant possesses a new plasmid containing the transposon flanked by the interrupted chromosomal region. Sanger sequencing and the Basic Local Alignment Search Tool (BLAST) suggest a putative identity of the interrupted gene. There are three advantages to using this transposome mutagenesis strategy. First, it does not rely on the expression of a transposase gene by the host. Second, the transposome is introduced into the target host by electroporation, rather than by conjugation or by transduction and therefore is more efficient. Third, the R6K&#947; replication origin makes it easy to identify the mutated gene which is partially recovered in a recombinant plasmid. This technique can be used to investigate the genes involved in other characteristics of Enterobacter sp. YSU or of a wider variety of bacterial strains.

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Enterobacter sp. YSU grows in glucose minimal salts medium. Auxotrophs are generated by transforming it with a transposome which randomly inserts itself into the host genome. Mutants are found by replica plating from complex medium to minimal medium. Interrupted genes are identified by gene rescue and sequencing.

생성<em&gt; 엔테로 박터</em&gt; SP. YSU 영양 요구는 트랜스포존 돌연변이 유발을 사용하여

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can ...

Enhanced Reduced Representation Bisulfite Sequencing for Assessment of DNA Methylation at Base Pair Resolution

DNA methylation pattern mapping is heavily studied in normal and diseased tissues. A variety of methods have been established to interrogate the cytosine methylation patterns in cells. Reduced representation of whole genome bisulfite sequencing was developed to detect quantitative base pair resolution cytosine methylation patterns at GC-rich genomic loci. This is accomplished by combining the use of a restriction enzyme followed by bisulfite conversion. Enhanced Reduced Representation Bisulfite Sequencing (ERRBS) increases the biologically relevant genomic loci covered and has been used to profile cytosine methylation in DNA from human, mouse and other organisms. ERRBS initiates with restriction enzyme digestion of DNA to generate low molecular weight fragments for use in library preparation. These fragments are subjected to standard library construction for next generation sequencing. Bisulfite conversion of unmethylated cytosines prior to the final amplification step allows for quantitative base resolution of cytosine methylation levels in covered genomic loci. The protocol can be completed within four days. Despite low complexity in the first three bases sequenced, ERRBS libraries yield high quality data when using a designated sequencing control lane. Mapping and bioinformatics analysis is then performed and yields data that can be easily integrated with a variety of genome-wide platforms. ERRBS can utilize small input material quantities making it feasible to process human clinical samples and applicable in a range of research applications. The video produced demonstrates critical steps of the ERRBS protocol.

Enhanced Reduced Representation Bisulfite Sequencing is a method for the preparation of sequencing libraries for DNA methylation analysis based on restriction enzyme digestion combined with cytosine bisulfite conversion. This protocol requires 50 ng of starting material and yields base pair resolution data at GC-rich genomic regions.

자료 쌍 해상도에서 DNA 메틸화의 평가에 대한 표현 바이 설 파이트 시퀀싱을 감소 향상

DNA methylation pattern mapping is heavily studied in normal and diseased tissues. A variety of methods have been established to interrogate the cytosine ...

A Protocol for Functional Assessment of Whole-Protein Saturation Mutagenesis Libraries Utilizing High-Throughput Sequencing

Site-directed mutagenesis has long been used as a method to interrogate protein structure, function and evolution. Recent advances in massively-parallel sequencing technology have opened up the possibility of assessing the functional or fitness effects of large numbers of mutations simultaneously. Here, we present a protocol for experimentally determining the effects of all possible single amino acid mutations in a protein of interest utilizing high-throughput sequencing technology, using the 263 amino acid antibiotic resistance enzyme TEM-1 &#946;-lactamase as an example. In this approach, a whole-protein saturation mutagenesis library is constructed by site-directed mutagenic PCR, randomizing each position individually to all possible amino acids. The library is then transformed into bacteria, and selected for the ability to confer resistance to &#946;-lactam antibiotics. The fitness effect of each mutation is then determined by deep sequencing of the library before and after selection. Importantly, this protocol introduces methods which maximize sequencing read depth and permit the simultaneous selection of the entire mutation library, by mixing adjacent positions into groups of length accommodated by high-throughput sequencing read length and utilizing orthogonal primers to barcode each group. Representative results using this protocol are provided by assessing the fitness effects of all single amino acid mutations in TEM-1 at a clinically relevant dosage of ampicillin. The method should be easily extendable to other proteins for which a high-throughput selection assay is in place.

We present a protocol for the functional assessment of comprehensive single-site saturation mutagenesis libraries of proteins utilizing high-throughput sequencing. Importantly, this approach uses orthogonal primer pairs to multiplex library construction and sequencing. Representative results using TEM-1 &#946;-lactamase selected at a clinically relevant dosage of ampicillin are provided.

높은 처리량 시퀀싱을 활용하여 전체 - 단백질 포화 돌연변이 유발 도서관의 기능 평가를위한 프로토콜

Site-directed mutagenesis has long been used as a method to interrogate protein structure, function and evolution. Recent advances in massively-parallel ...

단일 Oocyte의 Bisulfite의 돌연변이 유발

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