Name: modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection
Uploaded: 2014-11-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 28 s
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저자는 아낌없이 α-catenin의를 제공하기 위해 박사 르 트린 박사 토빈 감사 : 황수정 물고기 라인과 빌 잭맨 우리 자신의 실험실에서 촬영을 할 수 있도록합니다. 저자는 자금 출처 국립 보건원 (보조금 5P20RR016463, 8P20GM103423 및 R15AI094406)과 USDA 인정 (프로젝트 # ME0-H-1-00517-13). 이 원고는 주요 농업 및 임업 실험 역 게시 번호 3371로 게시됩니다.

참고 : 모든 제브라 피쉬의 치료 프로토콜과 실험 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC) 프로토콜 A2012-11-03에서 NIH의 지침에 따라 수행되었다. 4 일 포스트 시비 1. Zebrafish의 양육 <ol><li> 다른 동영상 34에 도시 된 바와 같이, 제 3 시간 포스트 시비 내에 AB 제브라 피쉬, 또는 다른 형질 전환 계통 모아서. </li><li> (0.17 mM의 KCl을 0.33 mM의 염화칼슘이 0.33 mM의의 MgCl 2, 2 mM의 HEPES, pH가 6.8 5 mM의 NaCl을) 메틸렌 블루 (0.3 ㎍ / ml의 최종 E3 미디어 150 ㎖를 포함하는 15cm 페트리 접시에 120 알을 품어 12/12 / 암 광주와 33 ° C 배양기에서 농도). </li><li> E3 + PTU (1- 페닐 -2- 티오, 10 ㎍ / ml의 최종 농도)와 6 시간 후 용지를 교체하고 죽은 계란을 제거합니다. </li><li> 이일 후 신선한 E3 + PTU와 미디어를 교환, 33 ° C에서 4 일 동안 품어. </li></ol> 2.에서켜졌 마이크로 니들 준비 <ol><li> 다음 설정을 사용하여 바늘 풀러를 사용하여 미세 바늘로, 붕 규산염 모세관 (ID 0.69 mm OD 1.2 mm)를 당겨 (550 열을 0 풀을 130 속도 110 시간). 주 : 설정 필라멘트 다를 것이다 (도 1 참조)와 마찬가지로 형상의 미세 니들을 얻었다 필라멘트와 새로운 필라멘트가 설치 될 때마다 재조정 될 필요가있을 것이다. </li><li> 0.4 μm의 필터링 된 인산 완충 식염수 3 μL와 마이크로 바늘을 채우기 (137 mM의 NaCl을, 2.7 mM의 KCl을, PBS 10 mM의 나 2 HPO 4 1.8 mM의 KH 2 PO 4 7.4의 pH) 20 μL의 microloader 피펫을 사용하여 팁. </li><li> 압력 분사 시스템에 부착 된 미세 조작기에 마이크로 피펫 홀더에 마이크로 바늘을 설정합니다. 30 PSI 및 분사 압력에서 30 msec의 펄스 지속 시간을 설정한다. </li><li> 바늘의 1/5이 될 때까지 물을 증류수로 페트리 접시를 사용하여, 미세 니들을 낮출. 마이크로 니들 위스콘신 클립그냥 물 수준 이하로 미세 핀셋을 토륨. 물 밖으로 미세 바늘을 가져오고 러스가 나타날 때까지 페달을 여러 번 누릅니다. </li><li> 한 방울 형 침지 오일 계층화 혈구에 마이크로 바늘을 하강시킴으로써 루스의 직경을 측정한다. 원하는 부피를 얻기 위해 펄스 폭을 조정한다 (표 1 참조). </li><li> 기름에 안정적으로 유지 (루스가 볼륨을 증가하면 압력을 낮추고 일시 볼륨이 감소하면 배압을 증가) 할 러스에 대한 배압을 설정합니다. 각각의 마이크로 니들의 펄스 지속 시간을 기록한다. </li><li> microloader 피펫 팁을 사용하여 흡입하여 미세 바늘에서 PBS를 제거하고 인젝터에 다시 배치하고 연속 펄스 스위치를 젖혀 왼쪽 위에 PBS를 추방. 각각의 마이크로 바늘을 보유합니다. </li></ol> 3. 칸디다 준비 <ol><li> 킬 칸디다 알비 칸스 코돈 최적화 dTomato, GFP, BFP, EOS 또는 원거리로 형질 전환효모 peptine 덱 스트로스 (YPD) 한천 플레이트 (10g /의 L 효모 추출물, 20g / L 펩톤에 멸균 나무 앵커를 사용하여 냉동 주식에서 (-80 ° C 주식 25 % 글리세롤) 레드, 20g / L의 포도당 , 20g / L의 한천은, 멸균 및 배양 접시에 25 ml에 부어) 30 ° C에서 하룻밤 배양한다. </li><li> 멸균 나무 앵커를 사용하여 하나의 식민지를 선택하고 YPD 액체 (10g /의 L 효모 추출물, 20g / L 펩톤, 20g / L의 포도당을 5 ml에 접종, 멸균 및 무균 16 × 150mm 유리 문화 5ml에 분주 튜브). </li><li> 60 rpm에서 롤러 드럼에서 30 ° C에서 밤새 인큐베이션. </li><li> C. 1 ㎖를 수집 1.7 ml의 멸균 원심 분리기 튜브에 알비 칸스 문화 및 전송. </li><li> 초 몇 5,000 XG에 원심 분리기. 뜨는을 비우고 철저하게 멸균 PBS, 소용돌이 1 ㎖를 추가합니다. 이 두 번 반복합니다. </li><li> 멸균 PBS에서 1,000 : 1 ml의 수량 1 개를 희석하여 혈구를 사용하여 식민지를 계산합니다. </li></ol> 4에 Zebrafish의 주입Swimbladder <ol><li> 33 ° C의 배양기에서 30 분 동안 주입 접시 (2 % 아가 로스)을 따뜻하게. </li><li> 원하는 시간에, 어떤 제브라 피쉬를 흡입하지 않고 25ml를 피펫을 사용하여 주입하는 물고기를 포함 15cm 페트리 접시에서 E3 + PTU의 150 ml의 100를 제거합니다. </li><li> 나머지 50 ㎖ 미디어 (최종 농도 200 ㎍ / ㎖)에 4 ㎎ / ㎖ 버퍼 tricaine 메탄 설포 네이트 재고 (TR) 2 ㎖를 추가하여 제브라 피쉬 DPF (4) 마취 15 분 동안 기다립니다. </li><li> 해부 현미경, 팽창 swimbladder 물고기를 선택합니다. 물고기는 또한 MPO에서 호중구 분포로, 균일 한 표현형을 위해 그 시간에 상영 할 수 있습니다 GFP 라인은 해부 현미경 표면 형광을 사용. </li><li> C. 희석 원래의 농도에서 알비 칸스의 재고 1.5 × 10 7 식민지 PBS에서 ㎖ (CFU / ㎖) 당 단위를 형성한다 (단계 3.8). </li><li> 플라스틱 전열관을 사용하여 사출 접시 (30) 상으로 전송 지브라 피쉬TTE 및 초과 용지를 제거합니다. </li><li> 낚시 선 도구 (0.012 인치 직경 낚시 줄 보로 실리케이트 모세관에 슈퍼 접착)를 사용하여, 수직 사출 접시를 들고 10 물고기의 3 선을 수직으로 물고기의 방향을. </li><li> 초과 한 용지를 제거합니다. </li><li> 철저히 1.5 × 107 CFU로 튜브 와동 / ㎖ C. 알비 칸스. </li><li> C. 3 ㎕를 하나의 마이크로 바늘을 채우기 알비 새로운 microloader 피펫 팁을 사용하여 적절한 설정으로 펄스 지속 시간을 설정한다 (단계 2.9 참조). </li><li> swimbladder (도 3a)의 후방을 향해 조준, 미세 니들 및 물고기의 머리 사이의 20 °의 각도를 만들기 위해 분사 접시 돌린다. </li><li> , swimbladder로 마이크로 바늘을 밀어 바늘의 구멍은 루멘에 확인하고, 한 번 페달을 누르십시오. </li><li> 각각의 물고기를 반복 E3와 함께 요리를 홍수에 의해 복구 접시 (25 ml의 E3 + PTU)로 전송D 복구 접시에 그것을 비우는. </li><li> 사출 접시에 다른 30 ​​물고기를 전송합니다. </li><li> 철저하게 가득 새로운 마이크로 바늘 반복 주입은 C를 와동 알비 칸스. </li><li> 필요한 경우 오염을 방지하고 별도의 복구 접시 (단계 4.10)로 전송하기 위해 다른 주사 접시를 사용하여, PBS 제어를 주입하여 마침. </li></ol> 5. 원하는 접종의 물고기 상영 <ol><li> 용해 될 때까지 레인지 작동, 37 ° C로 냉각 비등, E3의 40 ml의 0.4 % 아가로 오스 솔루션 (LMA) 낮은 용융 160 mg을 추가하여 낮은 용융 아가로 오스 40 ml의를 준비합니다. 한 번 냉각 TR (최종 농도 200 ㎍ / ㎖)의 400 μl를 추가합니다. </li><li> (25 ㎖ E3 + PTU, 최종 농도 200 ㎍ / ㎖의에 TR 만 1 ml의 사용 단계 4.3) 기술로 30 분 복구 후 물고기를 마취시키다. </li><li> 무게 보트 LMA 2 ㎖에 (가능한 한 작은 매체) 전송 (30) 물고기. </li><li> 기음 개별 전송 피펫과 물고기와 만 10 × 6 중앙 우물을 사용하여, 96 웰 이미징 플레이트에 LMA 1 방울과 물고기를 접시. </li><li> 화면에 모든 물고기가 이미징 플레이트에 장착 될 때까지 반복합니다. </li><li> 미디어가 5 분 동안 실온에서 고화하자. </li><li> 그들은 유리 바닥과 접촉 확인하고, 그들의 편에서 물고기를 놓습니다. </li><li> 반전 표면 형광 / 공 초점 현미경 및 적절한 필터 20X 대물 렌즈를 사용하면, C.의 수를 기록 각 물고기의 swimbladder에 알비 칸스의 효모 세포. </li><li> , swimbladder 15-25 효모 세포와 물고기 (또는 원하는 접종)을 선택 안락사 선택되지 않은 물고기 (E3에서 TR 800 μg의 / ㎖)에 의해 E3 + PTU 50 ml로 깊은 페트리 접시에 선택한 생선을 반환 촬상 선택된 웰 플레이트 E3의 3 방울을 첨가하고, 플라스틱 전송 피펫으로 흡입 물고기. </li><li> 원하는 기간 동안 33 ° C에서 품어. </li></ol> 6. 물고기 사후 심사 이미징 <ol><li> 원하는 시간, 이미지를 포함하는 어류 깊은 페트리 접시에서 E3 + PTU 매체의 50 ㎖의 25을 제거한다. </li><li> (25 ml의 E3 + PTU 나머지, 최종 농도 200 ㎍ / ㎖의에 TR 만 1 ml의 사용 단계 4.3) 기술로 물고기를 마취시키다. </li><li> 적절하게 96 웰 이미징 플레이트와 위치로 물고기 플레이트 (5.7 - 5.3 단계). </li><li> 적절한 레이저와 방출 필터를 사용하여 공 초점 현미경을 스캔하여 이미지. 제 1 차동 간섭 대비 (DIC) 하에서 4X 목적을 사용 물고기 초점과 2 마이크로 초 / 화소 ​​속도 및 1,024 × 600 화소 종횡비 스캔 모드에서, 공 초점 레이저를 20X 대물 렌즈를 이용하여 관심 영역의 화상을 취득. 3 프레임 칼만 필터 모드를 적용, 1 ㎛의 크기를 갖는 Z-스택을 획득. </li><li> 50 ㎖ E3 + PTU 또는 individua에 깊은 페트리 접시로 돌아 가기L 우물 (24 웰 배양 접시, 3 ㎖ E3 + PTU), 33 ° C에서 품어. </li></ol> 7. Swimbladder 해부 <ol><li> 높은 진공 그리스와 10 ML의 주사기를 입력합니다. </li><li> 2 % LMA (아가로 오스 E3 8 ml의 낮은 녹는 160 MG와 단계 5.3)을 준비합니다. </li><li> 원하는 시간, 물고기 (단계 5.2)를 마취시키다. </li><li> 이전 10 E3 1 ㎖와 함께 1.7 ㎖의 원심 분리 관에 물고기와 원심 분리 튜브에 4 ㎎ / ㎖ Tricaine (최종 농도 800 ㎍ / ㎖) 200 μL를 첨가하고, 실온에서 15 분 동안 인큐베이션에 의해 안락사. </li><li> 마이크로 슬라이드 (75 X 25mm, 그림 2)에 1cm 간격, 광장에 진공 그리스의 4 방울을 배치하여 영상 유리 슬라이드를 준비합니다. </li><li> 광장의 중앙에 2 % LMA 2 방울을 놓습니다. </li><li> 해부 현미경 별도의 유리 슬라이드에 하나의 물고기를 놓고 심장이 박동을 멈 추면 확인, 여분의 수분을 제거합니다. </li><l미세 핀셋을 사용하여 난&gt; 왼쪽 핀셋으로 고정 된 위치에 머리를 유지하고 오른쪽 핀셋 (그림 4A)과 전방 장을 아래로 당겨서 swimbladder을 해부하다. </li><li> 소화 기관에서 분리, 왼쪽 핀셋 공기 덕트에 의해 swimbladder을 선택하고,이 응고되기 전에 2 % LMA의 중심에 배치합니다. </li><li> 이미징 유리 슬라이드의 상단에 커버 슬립 (18 X 18mm)를 놓고는 진공 그리스뿐만 아니라 LMA (그림 2)에 닿을 때까지 밀어 넣습니다. </li><li> 해부의 10 분 내 이미지 단계 6.4에 설명 된대로. 단계를 반복 7.7-7.11 다른 물고기와. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

swimbladder의 미세 주입 질환 모델의 발전과 한계 여기에 제시된 모델은 Gratacap 등에 설명 된 점막 칸디다증 침수 모델의 확장이다 (2013).; 이는 제어 된 감염 시간의 장점, 높은 재현성 감염 도즈, 따라서 효율 향상을 추가한다. 우리는 여기서 비 침습적 훌륭한 세부 사항에 감염 역학의 시간적 문서뿐만 아니라 swimbladder의 높은 해상도 생체 이미징을 허용하는 새로운 방법을 보여줍니다. 이러한 절차는 C의 연구를 촉진한다 알비 칸스 (Candida albicans)은 점막에 면역 체계의 상호 작용의 역 동성을 -innate. 점막 감염 모델의 제한된 수 제브라 설명되었지만, 모든 소화관 장해 / 감염 24,43 한정. 여기에 제시된 swimbladder 모델은 폐에 약간의 유사성을 공유하고 밀폐 된 사이트를 제공하는 기관에 감염의 사이트를 확장병원균 덜 가능성이 감염의 씻겨합니다. 이러한 기술을 습득 할 때 고려되어야 여러 중요한 요인이있다. 가장 중요한 점은 팽창 swimbladder에 대한 요구 사항입니다. 이는 33 ℃에서 28 ° C 또는 4 DPF에서 사육 할 때 5 DPF에 세되는 물고기가 필요합니다 이 높은 온도는 물고기의 개발을 가속화 나은 포유류 상피 온도 (마우스 피부 온도는 33.1 ° C 44 임)의 생리 학적 범위를 근사화하기 위해 사용된다. 그러나,이 특정 온도 범위에서이 모델의 제한은 염두에 보관하고 관찰 표현형이 더 완전한 해석 포유류 시스템에서 확인해야합니다 필요합니다. 공기 덕트 physostomous 물고기 열려 (제브라 피쉬 포함)과 같이 주사 부위 (후방 swimbladder)는,도 중요 고압 INJswimbladder 과거와 소화 기관에 병원균을 밀어 수있는 기관의 다른 곳에서의 ection. 트렁크 물고기의 두께가 곤란 swimbladder의 양측을 가시화 할 수 있기 때문에, 효모 세포, swimbladder 뒤쪽의 모든 경우를 접종 정량은 덜 정확하다. swimbladder의 해부는 손재주가 필요하며 영상 인해 절차의 물리적 외상에 유물을 방지하기 위해 즉시 자리를 차지할 필요가있다. 기술의 한계는 물고기의 발달 단계에 주로 관련이 있습니다. 이 연구의 며칠 모르 기술의 사용을 제한 및 최저 효능 신중 전체 또는 부분 효능을 구별하기 위해 테스트되어야한다. 모르 폴리 노 활동은 개발에서이 말은 이전에보고 된, 우리는 성공적으로 5 DPF 여전히 효과적 검증 스플 라이스 차단으로,이 모델에 morpholinos을 사용했다. 알약의 사용물고기의 나이 제한이 없기 때문에 acological 약물이 특정 모델의 좋은 대안이 될 수 있습니다. 72 시간 게시물 수정 과거 물고기의 사용은 때때로, 애벌레 제브라 피쉬와 협력 기관 동물 관리 및 사용위원회에 따라보다 더 많은 감독이 필요합니다. 제브라 피쉬의 정적 실험실 조건 (45)에 10 일 이상 높은 가격에 생존하지 않는 연구의 길이도 제한됩니다. 반면에, 대신 젊은 배아 또는 애벌레의 개발 DPF 5의 치어를 사용하여 이러한 신장, 간이나 췌장 등 모든 기관이 46 ~ 49 완전히 기능적인 공부를 할 수 있습니다. 시험 관내 세포 배양 또는 생체 내 뮤린 모델에서 비교, (항체 및 화학 작용제 - 길항제) 시약을 사용할 수는 제브라 피쉬 제한된다; 그러나, 매체에 직접 화학 물질을 추가 할 가능성이 장점이다. 녹아웃 토너먼트에 제브라 피쉬의 수는 여전히 제한되지만 RIS됩니다대상 게놈 편집 전자는 돌연변이의 발생에 대한 흥미로운 가능성을 엽니 다. 상대적 용이성의 조합은 형광 리포터 라인 (세포 유형 또는 특정 경로 특정 시그널링) 청소년 지브라 피쉬의 투명성이 시스템의 기본 및 독특한 장점 중 하나이다 구축 하였다. 기대 제브라 피쉬 swimbladder 감염 모델은 상피를 통해 침입하는 병원균에 대한 감염의 새로운 경로를 제공하고 척추 질환을 프로빙이 기관의 유틸리티를 강조, 척추 동물의 점막 상피 세포에서 호스트 병원체 상호 작용에 대해 질문 할 수 있습니다 질문의 범위를 확장 . 점막 수준에서 상피 감염 Zebrafish의 모델은 약물이나 병원균 24,43에 의한 장관 교란의 영향을 조사가 발표되었다. 그러나,이 점막 칸디다증 모델 swimb을 활용하는 최초사다리 따라서 소화 기관 이상으로 제브라 피쉬에서 조사 할 수 있습니다 감염 부위의 범위를 확장합니다. swimbladder 점막 표면 및 포유 동물의 폐의 차이점은 완전히 해명되지 않는 이상이 척추 동물 모델에서의 데이터의 해석 / 번역 조심스럽게 이루어져야한다. swimbladder 감염은 척추 동물 감염 모델에서 현재의 격차를 채우고 병원균과 선천성 면역 / 상피 세포의 상호 작용을 영상화 창을 엽니 다. 이제 이전에 출입 금지 질문의 다양한 범위는 탐험 가능하다. 서로에게 상피 세포 및 그들의 시공간 채용하여 다른 선천성 면역 세포의 상호 작용을 결정하고, C. 수의 자연 알비 칸스 증식 및 비 면역 억제 숙주에서 면역 공격 및 질병 진행에 관련된 형태 학적 전환. 이미지 가능성 GRE에서 일 몇 시간 동안 그대로 호스트세부에서이 시스템의 명백하고 중요한 이점을 나타냅니다. 마지막으로, swimbladder 및 포유 동물의 폐 사이의 존재 론적 및 유전자 발현의 유사성은 더욱 유전자 최저 또는 화학 약물이 기관을 대상으로하는 미생물 - 폐 상호 작용 및 면역학 50-52의 보존 메커니즘을 밝힐 수 있음을 시사한다.

Mucosal infections can lead to life threatening bloodstream infections due to the damage of the epithelial barrier, which allows pathogens access to the systemic environment1,2. In addition, mucosal infections can also cause significant immunopathology even when contained externally3-5. The commensal unicellular fungus Candida albicans is present in the majority of the population in the oral cavity and other mucosal sites6-9. Although normally contained by innate and adaptive immune responses, innate immune defects and medical interventions can lead to severe mucosal candidiasis. The assault on the epithelial barrier results in an increased risk of life threatening disseminated disease as well as immunopathology, as in the case of vulvo-vaginal candidiasis, additionally C. albicans colonization has been linked with lung immune homeostasis10,11. Disseminated candidiasis is now the fourth most common bloodstream infection in intensive care units12 and mortality as high as 40% makes it a major concern. Due to the increase in immunomodulatory treatments for patients with autoimmune diseases, cancer or organ transplants, it is imperative to understand the interaction between this pathogen and the mucosal immune compartment.
The majority of cell biological advances regarding C. albicans-cell interactions at the mucosal level come from in vitro13-15 and murine models16-18. Both these approaches have distinct advantages, but the ability to image live cells at high resolution in an intact host has limited the temporal and spatial characterization of the infection. For these studies, there is the need for an in vivo model where the interaction of pathogen, innate immune and epithelial cells can be visualized in an intact vertebrate host.
The zebrafish has emerged as an invaluable tool for the understanding of human disease, mainly due to its transparency and amenability to genetic manipulation. Cell and organ development have been imaged in exquisite detail, which has led to the description of novel immune cell behaviors, such as T cell behavior in the developing thymus19 or the battle between intracellular mycobacteria and phagocytes20-22. Recent work has described intestinal microbe-host interactions in zebrafish and shown that microbial colonization of the intestinal tract affects host intestinal physiology and resistance to other infections23,24. Furthermore, infection through the gut epithelium has been described for several pathogens.
In contrast to the intestinal tract, the swimbladder represents a more isolated and complementary mucosal model. This organ is an extension of the developing gut tube and forms anteriorly to the liver and pancreas25,26. It produces surfactant, mucus and antimicrobial peptides27,28 and anatomically, as well as ontogenetically, this organ is considered a homologue of the mammalian lung29,30. Since the pneumatic duct remains connected to the gut in the zebrafish, this allows for immersion infection to occur naturally. Remarkably, the only known naturally occurring infections of fish with Candida species are C. albicans infections in the swimbladder31. We recently described an experimental immersion infection model where C. albicans infects the swimbladder, and found that this infection recapitulates some of the hallmarks of C. albicans-epithelial interaction in vitro32,33. 
In the method presented here, the original immersion infection model is improved by directly injecting C. albicans into the swimbladder of 4 days post fertilization (dpf) zebrafish. This allows for precise temporal control of infection as well as a highly reproducible inoculum. It permits detailed intravital imaging, coupled with the versatility of the zebrafish model. As an example of what can be done with this method, we present the spatio-temporal dynamics of C. albicans growth along with neutrophil recruitment to the site of infection. Because zebrafish swimbladder tissue is challenging to image intravitally, we also present a rapid swimbladder dissection technique that improves fluorescence signal and microscopic resolution. These methods expand the toolbox for fungal, immunological, and aquaculture research as well as describing a novel infection route that may be translated to model other fungal, bacterial or viral infections of mucosal surfaces.

<table><tbody><tr><td>1.7 ml tubes</td><td>Axygen</td><td>MCT-175-C</td><td></td></tr><tr><td>Deep Petri dishes</td><td>Fisher Scientific</td><td>89107-632</td><td></td></tr><tr><td>Transfer pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-7M</td><td></td></tr><tr><td>Yeast Extract</td><td>VWR Scientific</td><td>90000-726</td><td></td></tr><tr><td>Peptone</td><td>VWR Scientific</td><td>90000-264</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-1</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>VWR Scientific</td><td>90000-760</td><td></td></tr><tr><td>Fine tweezers (Dumont Dumoxel #5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-30</td><td></td></tr><tr><td>Wooden dowels</td><td>VWR Scientific</td><td>10805-018</td><td></td></tr><tr><td>Low melt agarose</td><td>VWR Scientific</td><td>12001-722</td><td></td></tr><tr><td>Flaming Brown micropipette puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate capillary</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF120-69-10</td><td></td></tr><tr><td>MPPI-3 injection system</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>MPPI-3</td><td></td></tr><tr><td>Back pressure unit</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>BPU</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette holder kit</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>MPIP</td><td></td></tr><tr><td>Foot switch</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>FSW</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>MM33</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic base</td><td>Applied Scientific Instrumentation</td><td>Magnetic Base</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine methane sulfonate</td><td>Western Chemical Inc.</td><td>MS-222</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ61 top SZX-ILLB2-100 base</td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Olympus</td><td>IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system</td><td></td></tr><tr><td>20X microscope objective</td><td>Olympus</td><td>UPlanSApo 20x/0.75</td><td></td></tr><tr><td>Roller drum</td><td>New Brunswick Scientific</td><td>TC-7</td><td></td></tr><tr><td>Microloader pipette tips</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Glass culture tubes (16 x 150 mm)</td><td>VWR Scientific</td><td>60825-435</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>VWR Scientific</td><td>BDH4534-500GP</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>VWR Scientific</td><td>BDH4532-500GP</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>VWR Scientific</td><td>BDH0246-500GP</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (Corning)</td><td>VWR Scientific</td><td>BDH4520-500GP</td><td></td></tr><tr><td>Children clay (Play-Doh)</td><td>Hasbro</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>C69-500</td><td></td></tr><tr><td>Methylene blue</td><td>VWR Scientific</td><td>VW6276-0</td><td></td></tr><tr><td>PTU</td><td>Sigma</td><td>P7629-10G</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875712</td><td></td></tr><tr><td>Hemocytometer (Hausser scientific)</td><td>VWR Scientific</td><td>15170-172</td><td></td></tr><tr><td>Type A immersion oil</td><td>Blue Marble Products</td><td>51935</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5424</td><td></td></tr><tr><td>Vortex Genie</td><td>VWR Scientific</td><td>14216-184</td><td></td></tr><tr><td>Agarose (Lonza)</td><td>VWR Scientific</td><td>12001-870</td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S374-500</td><td></td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>P285-500</td><td></td></tr><tr><td>Fishing wire</td><td>Stren</td><td></td><td></td></tr><tr><td>96 well imaging plate (Sensoplate)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655892</td><td></td></tr><tr><td>High vacuum grease (Dow Corning)</td><td>VWR Scientific</td><td>59344-055</td><td></td></tr><tr><td>Microslide (25 x 75 mm)</td><td>VWR Scientific</td><td>48300-025</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips (18 x 18 mm), No 1.5</td><td>VWR Scientific</td><td>48366-045</td><td></td></tr><tr><td>15 cm Petri dish (Olympus plastics)</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-106</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol (EMD chemicals)</td><td>VWR Scientific</td><td>EMGX0185-5</td><td></td></tr><tr><td>24-well culture dish (Olympus plastics)</td><td>Genesee Scientific</td><td>25-107</td><td></td></tr><tr><td>Weight boats (8.9 cm)</td><td>VWR Scientific</td><td>89106-766</td><td></td></tr></tbody></table>

modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection

점막 병원균에 대한 초기 방어는 상피 장벽과 선천성 면역 세포로 구성됩니다. 모두의 immunocompetency, 그들의 상호는 감염에 대한 보호를 위해 매우 중요하다. 병원체와 상피 및 선천성 면역 세포의 상호 작용은 가장 복잡한 문제는 시간과 공간에 펼쳐지는 생체 내에서 조사하고 있습니다. 그러나, 기존 모델은 점막 수준에서 병원균과 전투의 쉬운 공간 - 시간 영상을 허용하지 않습니다. 여기에 개발 된 모델은 청소년 제브라 피쉬의 swimbladder에 곰팡이 병원균, 칸디다 알비 칸스의 직접 주입하여 점막 감염을 만듭니다. 얻어진 감염 질환의 점막 상피에 걸쳐 개발 및 선천성 면역 세포 행동의 고해상도 영상화를 가능하게한다. 이 방법의 다양성은 산도로 이어지는 면역 이벤트의 상세한 순서를 조사하기 위해 호스트의 심문을 허용agocyte 모집 특정 세포 유형과 보호 분자 경로의 역할을 조사하고. 또한, 면역 공격의 함수로서 병원체의 동작은 형광 단백질 발현을 C. 동시에 사용하여 묘화 될 수 알비 칸스. 호스트 병원체 상호 작용의 증가 된 공간 해상도는 설명 빠른 swimbladder 해부 기술을 사용하는 것도 가능하다. 여기에 기재된 점막 감염 모델은 점막 칸디다증의 연구를위한 가치있는 도구 만드는 간단하고 높은 재현성이다. 이 시스템은 또한 일반적으로 상피 표면을 통해 감염, 마이코 박테리아 세균 또는 바이러스 성 미생물로 다른 점막 병원균에 광범위하게 번역 될 수있다.

후방 swimbladder에 미세 주입 여기에 제시된 실험 방법은 C의 일관된 용량의 주입을 설명 제브라 피쉬 DPF 4의 swimbladder에서 알비 칸스의 효모 세포. 침지 모델과 이전 작업 제안이 C.에 swimbladder 면역 반응 알비 칸스 (Candida albicans)는 포유류의 점막 칸디다증 (32)와 유사하다. 여기에서 우리는 더 간단 재현하고 빠르다 수정 감염 방법을 보여; 제브라 피쉬의 수백 주입하고 몇 시간 내에 검사를 할 수 있습니다. swimbladder의 정확하고 재현성있는 감염은 미세 주입하여 기관의 후방 지역을 대상으로하여 수행됩니다. swimbladder에 주입 애벌레 또는 배아 제브라 피쉬 (예를 들어, 정맥 또는 후뇌 뇌실)에 대한 대부분의 다른 미세 주입 경로보다 배우기 쉽다. 주입 전에 물고기의 준비는 미입니다물고기가 오래된 있도록 swimbladder 필요한 것을 제외하고 다른 주사 부위에 대한 그 고맙다는 팽창한다. 33 ° C로 승온 물고기의 약 75 %가 (4)에 의해 DPF가 팽창 swimbladder (데이타 미기재). swimbladder가 물고기를 분사 사용 표피뿐만 아니라 얇은 근육층 및 미세 바늘 아래에 위치하는 경 사진 될 필요가있다. 물고기가 주입되는 각도 (도 3A)도 크게 절차의 속도 및 용이성을 개선시킨다. 그것은 모든 선별 효모 세포의 가시화를 허용하고 선출 범위 스큐 것이다 swimbladder 양쪽 효모 세포의 존재를 없앴 swimbladder의 뒤쪽의 볼 루스 주입 중요하다. swimbladder의 뒤쪽으로 주입하면 공기 덕트를 통해 다음 소화관 아래로 접종의 가능한 손실을 방지 할 수 있습니다. 루스가 기포와 변위로 주입 된 생선 확인은 비교적 쉽다다시 swimbladder의 후속 미디어 (그림 3C)으로 가득합니다. 이것은 분사 될 때 쉽게 가시화되는, 페놀 레드를 사용하는 것도 가능하다. 때문에 C.의 크기 알비 칸스 효모 세포 (3-4 μm의)을 접종 도즈 인해 미세 니들의 막힘 ㎖를 5 × 107 CFU / 농도 이하로 제한된다. 이것은 5 NL 루스 내의 하나 내지 250 효모 세포의 주입을 허용한다. 우리의 손에, 1.5 × 10 7 CFU에서 4 NL을 주입 / ㎖가 가장 일관된 결과를 주었다. 이것은 어류 당 10-50 효모 세포의 범위에서 귀착되었다. 15-25 효모 세포 (그림 3B)에 접종을 좁히는 것은 엄격한 표현형 및 응답을 제공합니다. 이러한 조건을 사용하여, 주입 물고기의 약 50 % (데이터는 제시하지 않음) 95 % 이상의 생존율 24 시간 포스트 분사와 적절한 접종 범위를 갖는다. 또한 병원균에 부담의 효과를 조사하기 위해 낮은 / 높은 접종원 물고기를 유지하는 것도 가능하다질병 개발. swimbladder은 (400 X 200 X 200 μm의은, L x 높이 x 폭은 타원체의 볼륨에 대한 공식을 사용하여) 그래서 더 높은 볼륨의 주입하는 것도 가능하다 약 100 NL 전체 볼륨 (4 NL 3 펄스까지왔다 물고기의 생존에 현저한 영향없이 사용, 데이터는 도시하지 않음). 개별 물고기의 종 생체 내에 영상은 호스트와 병원체의 행동을 모두 따르도록 호스트와 병원체 모두의 동작은이 모델을 사용하여 몇 일 동안 비 침습적으로 올 수 있습니다. 이미지 능력 생체 내에서 높은 해상도에서 감염의 발달과 점막 칸디다증의 발병 기전을 조사하는데 사용될 수있다. 호중구는 생쥐와 인간 35-38에서 칸디다에 저항하는 데 중요한 역할을합니다. 사용 MPO : GFP 지브라 피쉬 39 (호중구 녹색 형광 단백질을 발현) 및 C. 알비 칸스 (Candida albicans)는 dTom을 표현적색 형광 단백질 (32) 아토, 우리는 감염 초기 (그림 4) 동안 neutrophil- 칸디다 역학을 관찰했다. 호중구 점막 감염 부위로 보충되는 제 선천성 세포 유형과 함께 살아있는 C. swimbladder 감염 아르 알비 칸스 (Candida albicans)은 호중구 (그림 4A, B)의 신속하고 지속적인 채용 리드. 열 살해 효모 세포 (그림 4A, B) 주사 하였다 흥미롭게도, 호중구는 실질적으로 swimbladder에 채용되지 않습니다. 필라멘트는 효모 세포와 C의 주입 후 신속하게 개발 알비 칸스 (Candida albicans)는 최초의 48 시간 포스트 분사 (HPI)에 대한 발아하고 있습니다. 그러나, 필라멘트의 수가 감소이 시점 (도 4d)과 효모 증가 비율 후 (도시 생략). 능력은 개인의 물고기가 비 침습적 이러한 종 연구를 가능하게 준수 (24 웰 플레이트조직 배양 접시) 및 질병의 진행 및 호스트 응답 (그림 4C)의 개별 차이를 강조한다. 며칠 동안 감염 부위에 곰팡이와 면역 세포를 열거 이러한 상세한 연구는 마우스에 실용적이지 남아있다. 빠른 swimbladder 해부 기술은 이미지를 개선하기 위해 C. 면역 함께 또는 상피 세포의 상호 작용을 이미징 알비 칸스 (Candida albicans)는 여기에 제시된 모델에 상대적으로 용이하다. 그러나, 특정 상황에서, 기포의 존재 swimbladder, 피부 및 근육을 둘러싼 조직의 두께는, 상세한 공간 해상도를 손상시킨다. 이미지 품질을 개선하기 위해 우리가 초점 현미경 (도 5a)에 의해 (10 분 이내) 지브라 피쉬 빠르게 화상을 밖으로 swimbladder 해부하는 방법을 개발 하였다. 형광 편재 발현 형질 전환 어류 라인을 묘화 할 때 특히 유용GFP 40 α-catenin의 : 황 선 (41, 42) (그림 5B, C) ​​및 NF-κB와 주변 조직의 외부 형광이있다. 이 기술은 빠르게 수행 할 수 손재주와 연습이 필요하지만, 시도 모든 물고기의 완전히 이미지 95 %까지 가능하다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52182/52182fig1highres.jpg" /> 그림 1 : swimbladder 주입을위한 마이크로 바늘 모양. 미세 바늘 형상의 측정 (A) 개요. A.로부터 미세 니들 팁의 (B)의 각 배율 B 주요 수직선 간격 0.2 mm이다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52182/52182fig2highres.jpg" /> 그림 2 : 슬라이드 이미징. 2 % LMA 강하 유리 슬라이드에 1cm 간격 진공 그리스, 4 점의 중간에 배치된다. 너가 너무cted의 swimbladder은 LMA의 중앙에 배치하고 LMA와 진공 그리스에 닿을 때까지 커버 슬립 위에 저하된다. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52182/52182fig3highres.jpg" /> 그림 3 : swimbladder에서 C. albicans에의 주입 주사 부위에 국부 남아있다. (A) 지브라 피쉬 유충 DPF 4 swimbladder 뒷면에 C. 알비 칸스를 주입 미세 니들의 방위 및 위치의 회로도. (B) 표면 형광 현미경으로 15-25 효모 세포의 주입 루스 한 선택 이후 주제 균액 물고기의 3 가지 그룹. C.의 그룹 N = A, B, 및 C는 각각 17, 17, 20. (C) 대표 화상, 평균 및 평균의 표준 오차 나타낸다 알비 칸스 (Candida albicans)는 인제 직후 AB 청소년의 제브라 피쉬에 감염 (CaF2를-dTom는, 적색 형광은 칸디다 균을 표현)ction의. 이미지 (각각 왼쪽과 오른쪽 패널) 10 배와 20 배 목표에 인수 DIC 채널의 단일 슬라이스 빨강 채널 (12, 19 조각, 각각)에서 최대의 돌기가 복합되어 있었다. 기포 (노란색)과 상피 (흰색)의 개요는 왼쪽 패널에 표시됩니다. 스케일 바 (250) 및 50 μm의 표현, 각각. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52182/52182fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52182/52182fig4highres.jpg" /> 그림 4 : Swimbladder 주입 호스트 병원체 역학의 시공간적 해부 수 있습니다. (A) MPO의 대표 이미지 : 4 DPF에서 swimbladder 라이브 또는 열 사망 (HK)의 CaF2-dTom 주입 및 GFP 물고기 라인은 48 HPI 군데. 이미지는 녹색에 최대 투사의 복합 아르차 빨간색 채널 (20 조각)과 DIC 채널의 한 조각. 스케일 바는 100 μm의를 나타냅니다. (B, C). C.에 대한 응답으로 호스트 알비 칸스 (Candida albicans) 감염. 호중구는 빠르면 6 HPI 등의 감염 (SOI)의 사이트에 모집 48 시간 이상 수의 계속 증가하고 있습니다. 이미지에 대한 가능성과 (24 웰 플레이트)로 구분 개별 물고기를 유지 자세한 면역 역학이 가시화 될 수 있습니다. (D) 병원체 응답. C.를 알비 칸스 (Candida albicans) 효모 세포는 처음 24 HPI에 대한 발아하지만 24 HPI에서 효모 세포로 되돌릴 수 있습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52182/52182fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/52182/52182fig5highres.jpg" /> 그림 5 : 미세한 세부 사항이 몇 군데의 swimbladder의 해부 할 수 있습니다. t의 (A) 도식 표현그는 4-5 DPF의 제브라 피쉬의 swimbladder의 해부에 참여 단계를 반복합니다. 파란색 화살표는 핀셋 (오른쪽 떠났다에 대한 L과 R)과 당기의 방향을 나타냅니다. (B, C). α-catenin의 해부 swimbladder의 대표 이미지 : 황수정 물고기 라인 41, 42 (녹색 꽉 접합) C. albicans에 4 DPF (CaF2를-dTom)에 주입 공 초점 현미경이 HPI에 의해 촬영. 패널은 빨간색과 녹색 채널에서 최대의 돌기 복합 (B 25 슬라이스와 C 3 조각) 및 패널 B. 스케일 바의 DIC에 대한 한 조각입니다 B 100 μm의 100 μm의 C. 10 μm의 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52182/52182fig5large.jpg" target="_blank">하십시오 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 볼륨 (NL) </td><td> (1) </td><td> 이 </td><td> 3 </td><td> 4 </td><td> (5) </td></tr><tr><td> 지름 (mm) </td><td> 0.124 </td><td> 0.156 </td><td> 0.179 </td><td> 0.197 </td><td> 0.212 </td></tr></tbody></table> 표 1 : 직경 관계에 일시 볼륨.

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Modeling Mucosal Candidiasis in Larval Zebrafish by Swimbladder Injection

In vivo spatio-temporal interactions of pathogen and immune defenses at the mucosal level are not easily imaged in existing vertebrate hosts. The method presented here describes a versatile platform to study mucosal candidiasis in live vertebrates using the swimbladder of the juvenile zebrafish as an infection site.

Swimbladder 주입에 의해 애벌레 Zebrafish의 점막 칸디다증 모델링

Early defense against mucosal pathogens consists of both an epithelial barrier and innate immune cells. The immunocompetency of both, and their ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

10.1K 조회수.  University of Maine. In vivo spatio-temporal interactions of pathogen and immune defenses at the mucosal level are not easily imaged in existing vertebrate hosts. The method presented here describes a versatile platform to study mucosal candidiasis in live vertebrates using the swimbladder of the juvenile zebrafish as an infection site.

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Non-invasive Imaging of Disseminated Candidiasis in Zebrafish Larvae

Disseminated candidiasis caused by the pathogen Candida albicans is a clinically important problem in hospitalized individuals and is associated with a 30 to 40% attributable mortality6. Systemic candidiasis is normally controlled by innate immunity, and individuals with genetic defects in innate immune cell components such as phagocyte NADPH oxidase are more susceptible to candidemia7-9. Very little is known about the dynamics of C. albicans interaction with innate immune cells in vivo. Extensive in vitro studies have established that outside of the host C. albicans germinates inside of macrophages, and is quickly destroyed by neutrophils10-14. In vitro studies, though useful, cannot recapitulate the complex in vivo environment, which includes time-dependent dynamics of cytokine levels, extracellular matrix attachments, and intercellular contacts10, 15-18. To probe the contribution of these factors in host-pathogen interaction, it is critical to find a model organism to visualize these aspects of infection non-invasively in a live intact host. 
The zebrafish larva offers a unique and versatile vertebrate host for the study of infection. For the first 30 days of development zebrafish larvae have only innate immune defenses2, 19-21, simplifying the study of diseases such as disseminated candidiasis that are highly dependent on innate immunity. The small size and transparency of zebrafish larvae enable imaging of infection dynamics at the cellular level for both host and pathogen. Transgenic larvae with fluorescing innate immune cells can be used to identify specific cells types involved in infection22-24. Modified anti-sense oligonucleotides (Morpholinos) can be used to knock down various immune components such as phagocyte NADPH oxidase and study the changes in response to fungal infection5. In addition to the ethical and practical advantages of using a small lower vertebrate, the zebrafish larvae offers the unique possibility to image the pitched battle between pathogen and host both intravitally and in color. 
The zebrafish has been used to model infection for a number of human pathogenic bacteria, and has been instrumental in major advances in our understanding of mycobacterial infection3, 25. However, only recently have much larger pathogens such as fungi been used to infect larva5, 23, 26, and to date there has not been a detailed visual description of the infection methodology. Here we present our techniques for hindbrain ventricle microinjection of prim25 zebrafish, including our modifications to previous protocols. Our findings using the larval zebrafish model for fungal infection diverge from in vitro studies and reinforce the need to examine the host-pathogen interaction in the complex environment of the host rather than the simplified system of the Petri dish5.

The rapid development, small size and transparency of zebrafish are tremendous advantages for the study of innate immune control of infection1-4. Here we demonstrate techniques for infecting zebrafish larvae using the fungal pathogen Candida albicans by microinjection, methodology recently used to implicate phagocyte NADPH oxidase activity in control of fungal dimorphism5.

Zebrafish 애벌레의 분해해 칸디다 증의 비침습 이미징

Disseminated candidiasis caused by the pathogen Candida albicans is a clinically important problem in hospitalized individuals and is associated with a 30 ...

연구

면역학 및 감염병학

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding and invasion. Current animal models for the study of T. cruzi allow limited observation of parasites in vivo, representing a challenge for understanding parasite behavior during the initial stages of infection in humans. This protozoan has a flagellar stage in both vector and mammalian hosts, but there are no studies describing its motility in vivo.The objective of this project was to establish a live vertebrate zebrafish model to evaluate T. cruzi motility in the vascular system. Transparent zebrafish larvae were injected with fluorescently labeled trypomastigotes and observed using light sheet fluorescence microscopy (LSFM), a noninvasive method to visualize live organisms with high optical resolution. The parasites could be visualized for extended periods of time due to this technique&#39;s relatively low risk of photodamage compared to confocal or epifluorescence microscopy. T. cruzi parasites were observed traveling in the circulatory system of live zebrafish in different-sized blood vessels and the yolk. They could also be seen attached to the yolk sac wall and to the atrioventricular valve despite the strong forces associated with heart contractions. LSFM of T. cruzi-inoculated zebrafish larvae is a valuable method that can be used to visualize circulating parasites and evaluate their tropism, migration patterns, and motility in the dynamic environment of the cardiovascular system of a live animal.

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

In this protocol, fluorescently labeled T. cruzi&#160;were injected into transparent zebrafish larvae, and parasite motility was observed in vivo using light sheet fluorescence microscopy.

조사 Trypanosoma cruzi 운동 비보 를 동물 모델로 서 애벌레 Zebrafish의 설립

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding ...

발생학

Use of Shigella flexneri to Study Autophagy-Cytoskeleton Interactions

Shigella flexneri is an intracellular pathogen that can escape from phagosomes to reach the cytosol, and polymerize the host actin cytoskeleton to promote its motility and dissemination. New work has shown that proteins involved in actin-based motility are also linked to autophagy, an intracellular degradation process crucial for cell autonomous immunity. Strikingly, host cells may prevent actin-based motility of S. flexneri by compartmentalizing bacteria inside &#8216;septin cages&#8217; and targeting them to autophagy. These observations indicate that a more complete understanding of septins, a family of filamentous GTP-binding proteins, will provide new insights into the process of autophagy. This report describes protocols to monitor autophagy-cytoskeleton interactions caused by S. flexneri in vitro using tissue culture cells and in vivo using zebrafish larvae. These protocols enable investigation of intracellular mechanisms that control bacterial dissemination at the molecular, cellular, and whole organism level.

Use of Shigella flexneri to Study Autophagy-Cytoskeleton Interactions

To counteract pathogen dissemination, host cells reorganize their cytoskeleton to compartmentalize bacteria and induce autophagy. Using Shigella infection of tissue culture cells, host and pathogen determinants underlying this process are identified and characterized. Using zebrafish models of Shigella infection, the role of discovered molecules and mechanisms are investigated in vivo.

사용<em&gt; 시겔 flexneri</em&gt; 자식 작용 - 세포 뼈대의 상호 작용을 연구하는

Shigella flexneri is an intracellular pathogen that can escape from phagosomes to reach the cytosol, and polymerize the host actin cytoskeleton to promote ...

Deciphering and Imaging Pathogenesis and Cording of Mycobacterium abscessus in Zebrafish Embryos

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as an infection model to study the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen interactions.&#160;The ease of obtaining large numbers of embryos, their accessibility due to external development, their optical transparency as well as the availability of a wide panoply of genetic/immunological tools and transgenic reporter line collections, contribute to the versatility of this model.&#160;In this respect, the present manuscript describes the use of zebrafish as an&#160;in vivo&#160;model system to investigate the chronology of Mycobacterium abscessus infection. This human pathogen can exist either as smooth (S) or rough (R) variants, depending on cell wall composition, and their respective virulence can be imaged and compared in zebrafish embryos and larvae. Micro-injection of either S or R fluorescent variants directly in the blood circulation via the caudal vein, leads to chronic or acute/lethal infections, respectively. This biological system allows high resolution visualization and analysis of the role of mycobacterial cording in promoting abscess formation. In addition, the use of fluorescent bacteria along with transgenic zebrafish lines harbouring fluorescent macrophages produces a unique opportunity for multi-color imaging of the host-pathogen interactions. This article describes detailed protocols for the preparation of homogenous M. abscessus inoculum and for intravenous injection of zebrafish embryos for subsequent fluorescence imaging of the interaction with macrophages. These techniques open the avenue to future investigations involving mutants defective in cord formation and are dedicated to understand how this impacts on M. abscessus pathogenicity in a whole vertebrate.

Deciphering and Imaging Pathogenesis and Cording of Mycobacterium abscessus in Zebrafish Embryos

Optically transparent zebrafish embryos are widely used to study and visualize in real time the interactions between pathogenic microorganisms and the innate immune cells. Micro-injection of Mycobacterium abscessus, combined with fluorescence imaging, is used to scrutinize essential pathogenic features such as cord formation in zebrafish embryos.

영상 병인과의 Cording를 해독하고<em&gt; 미코 농양</em&gt; Zebrafish의 배아에서

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as an infection model to study the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen ...

Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Clostridioides difficile infection (CDI) is considered to be one of the most common healthcare-associated gastrointestinal infections in the United States. The innate immune response against C. difficile has been described, but the exact roles of neutrophils and macrophages in CDI are less understood. In the current study, Danio rerio (zebrafish) larvae are used to establish a C. difficile infection model for imaging the behavior and cooperation of these innate immune cells in vivo. To monitor C. difficile, a labeling protocol using a fluorescent dye has been established. A localized infection is achieved by microinjecting labeled C. difficile, which actively grows in the zebrafish intestinal tract and mimics the intestinal epithelial damage in CDI. However, this direct infection protocol is invasive and causes microscopic wounds, which can affect experimental results. Hence, a more noninvasive microgavage protocol is described here. The method involves delivery of C. difficile cells directly into the intestine of zebrafish larvae by intubation through the open mouth. This infection method closely mimics the natural infection route of C. difficile.

Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Presented here is a safe and effective method to infect zebrafish larvae with fluorescently labeled anaerobic C. difficile by microinjection and noninvasive microgavage.

클로스트리디오이드 디피실을 위한 애벌레 제브라피쉬 감염 모델 개발

Clostridioides difficile infection (CDI) is considered to be one of the most common healthcare-associated gastrointestinal infections in the United ...

Using Zebrafish Models of Human Influenza A Virus Infections to Screen Antiviral Drugs and Characterize Host Immune Cell Responses

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.

Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.

인간 인플루엔자 바이러스 감염의 Zebrafish의 모델을 사용하여 항 바이러스 약품을 화면 및 호스트 면역 세포 반응의 특성을

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare ...

Modeling Tuberculosis in Mycobacterium marinum Infected Adult Zebrafish

Mycobacterium tuberculosis is currently the deadliest human pathogen causing 1.7 million deaths and 10.4 million infections every year. Exposure to this bacterium causes a wide disease spectrum in humans ranging from a sterilized infection to an actively progressing deadly disease. The most common form is the latent tuberculosis, which is asymptomatic, but has the potential to reactivate into a fulminant disease. Adult zebrafish and its natural pathogen Mycobacterium marinum have recently proven to be an applicable model to study the wide disease spectrum of tuberculosis. Importantly, spontaneous latency and reactivation as well as adaptive immune responses in the context of mycobacterial infection can be studied in this model. In this article, we describe methods for the experimental infection of adult zebrafish, the collection of internal organs for the extraction of nucleic acids for the measurement of mycobacterial loads and host immune responses by quantitative PCR. The in-house-developed, M. marinum-specific qPCR assay is more sensitive than the traditional plating methods as it also detects DNA from non-dividing, dormant or recently dead mycobacteria. As both DNA and RNA are extracted from the same individual, it is possible to study the relationships between the diseased state, and the host and pathogen gene-expression. The adult zebrafish model for tuberculosis thus presents itself as a highly applicable, non-mammalian in vivo system to study host-pathogen interactions.

Modeling Tuberculosis in Mycobacterium marinum Infected Adult Zebrafish

Here, we present a protocol to model human tuberculosis in an adult zebrafish using its natural pathogen Mycobacterium marinum. Extracted DNA and RNA from the internal organs of infected zebrafish can be used to reveal the total mycobacterial loads in the fish and the host&#39;s immune responses with qPCR.

진 균 marinum 감염 성인 Zebrafish에 모델링 결핵

Mycobacterium tuberculosis is currently the deadliest human pathogen causing 1.7 million deaths and 10.4 million infections every year. Exposure to this ...

Targeting Drugs to Larval Zebrafish Macrophages by Injecting Drug-Loaded Liposomes

Zebrafish (Danio rerio) larvae have developed into a popular model to investigate host-pathogen interactions and the contribution of innate immune cells to inflammatory disease due to their functionally conserved innate immune system. They are also widely used to examine how innate immune cells help guide developmental processes. By taking advantage of the optical transparency and genetic tractability of larval zebrafish, these studies often focus on live imaging approaches to functionally characterize fluorescently marked macrophages and neutrophils within intact animals. Due to their diverse functional heterogeneity and ever-expanding roles in disease pathogenesis, macrophages have received significant attention. In addition to genetic manipulations, chemical interventions are now routinely used to manipulate and examine macrophage behavior in larval zebrafish. Delivery of these drugs is typically limited to passive targeting of free drug through direct immersion or microinjection. These approaches rely on the assumption that any changes to macrophage behavior are the result of a direct effect of the drug on the macrophages themselves, and not a downstream consequence of a direct effect on another cell type. Here, we present our protocols for targeting drugs specifically to larval zebrafish macrophages by microinjecting drug-loaded fluorescent liposomes. We reveal that poloxamer 188-modified drug-loaded blue fluorescent liposomes are readily taken up by macrophages, and not by neutrophils. We also provide evidence that drugs delivered in this way can impact macrophage activity in a manner consistent with the mechanism of action of the drug. This technique will be of value to researchers wanting to ensure targeting of drugs to macrophages and when drugs are too toxic to be delivered by traditional methods like immersion.

Here, we describe the synthesis of drug-loaded liposomes and their microinjection into larval zebrafish for the purpose of targeting drug delivery to macrophage-lineage cells.

약물이 탑재된 리포좀을 주입하여 애벌레 얼룩말 대식세포에 약물을 타겟팅

Zebrafish (Danio rerio) larvae have developed into a popular model to investigate host-pathogen interactions and the contribution of innate immune cells ...

Infection of Zebrafish Larvae with Aspergillus Spores for Analysis of Host-Pathogen Interactions

Invasive aspergillosis (IA) is one of&#160;the most common fungal infections among immunocompromised individuals. Despite the availability of antifungal drugs, IA can cause &#62;50% mortality in infected immunocompromised patients. It is crucial to determine both host and pathogen factors that contribute to infection susceptibility and low survival rates in infected patients in order to develop novel therapeutics. Innate immune responses play a pivotal role in recognition and clearance of Aspergillus spores, though little is known about the exact cellular and molecular mechanisms. Reliable models are required to investigate detailed mechanistic interactions between the host and pathogen. The optical clarity and genetic tractability of zebrafish larvae make them an intriguing model&#160;to study host-pathogen interactions of multiple human bacterial and fungal infections in a live and intact host. This protocol describes a larval zebrafish Aspergillus infection model. First, Aspergillus spores are isolated and injected into the zebrafish hindbrain ventricle via microinjection. Then, chemical inhibitors such as immunosuppressive drugs are added directly to the larval water. Two methods to monitor the infection in injected larvae are described, including the 1) homogenization of larvae for colony forming unit (CFU) enumeration and 2) a repeated, daily live imaging setup. Overall, these techniques can be used to mechanistically analyze the progression of Aspergillus infection in vivo and can be applied to different host backgrounds and Aspergillus strains to interrogate host-pathogen interactions.

Infection of Zebrafish Larvae with Aspergillus Spores for Analysis of Host-Pathogen Interactions

This protocol describes an Aspergillus infection model in zebrafish larvae. Aspergillus spores are microinjected into the hindbrain of larvae, and chemical treatment is used to induce immunosuppression. Infection progression is monitored via a daily imaging setup to monitor fungal growth and immune responses as well as enumeration of live spores by colony forming unit plating.

호스트 병원체 상호 작용의 분석을 위한 아스퍼질러스 포자를 가진 얼룩말 물고기 애벌레의 감염

Invasive aspergillosis (IA) is one of&#160;the most common fungal infections among immunocompromised individuals. Despite the availability of antifungal ...

Brain Ventricular Microinjections of Lipopolysaccharide into Larval Zebrafish to Assess Neuroinflammation and Neurotoxicity

Neuroinflammation is a key player in various neurological disorders, including neurodegenerative diseases. Therefore, it is of great interest to research and develop alternative in vivo neuroinflammation models to understand the role of neuroinflammation in neurodegeneration. In this study, a larval zebrafish model of neuroinflammation mediated by ventricular microinjection of lipopolysaccharide (LPS) to induce an immune response and neurotoxicity was developed and validated. The transgenic zebrafish lines elavl3:mCherry, ETvmat2:GFP, and mpo:EGFP were used for real-time quantification of brain neuron viability by fluorescence live imaging integrated with fluorescence intensity analysis. The locomotor behavior of zebrafish larvae was recorded automatically using a video-tracking recorder. The content of nitric oxide (NO), and the mRNA expression levels of inflammatory cytokines including interleukin-6 (IL-6), interleukin-1&#946; (IL-1&#946;), and human tumor necrosis factor &#945; (TNF-&#945;) were investigated to assess the LPS-induced immune response in the larval zebrafish head. At 24 h after the brain ventricular injection of LPS, loss of neurons and locomotion deficiency were observed in zebrafish larvae. In addition, LPS-induced neuroinflammation increased NO release and the mRNA expression of IL-6, IL-1&#946;, and TNF-&#945; in the head of 6 days post fertilization (dpf) zebrafish larvae, and resulted in the recruitment of neutrophils in the zebrafish brain. In this study, injection of zebrafish with LPS at a concentration of 2.5-5 mg/mL at 5 dpf was determined as the optimum condition for this pharmacological neuroinflammation assay. This protocol presents a new, quick, and efficient methodology for brain ventricle microinjection of LPS to induce LPS-mediated neuroinflammation and neurotoxicity in a zebrafish larva, which is useful for studying neuroinflammation and could also be used as a high-throughput in vivo drug screening assay.

This protocol demonstrates the microinjection of lipopolysaccharide into the brain ventricular region in a zebrafish larval model to study the resulting neuroinflammatory response and neurotoxicity.

신경 염증 및 신경 독성을 평가하기 위해 유충 제브라피쉬에 지질 다당류의 뇌실 미세 주입

Neuroinflammation is a key player in various neurological disorders, including neurodegenerative diseases. Therefore, it is of great interest to research ...