Name: low-density primary hippocampal neuron culture
Uploaded: 2017-04-18T12:30:00.000+00:00
Duration: 17 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Low-Density Primary Hippocampal Neuron Culture at JoVE.com

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모든 실험 및 실험 동물을 사용하여 프로토콜 대학 매니토바의 동물 윤리위원회의 승인 및 동물 관리에있는 캐나다 협의회의 지침을 준수 있었다. 악기, 완충제 및 솔루션 1. 제조 <ol><li> 모든 절제 장비, 유리 파스퇴르 피펫, 피펫 팁, 필터 장치, 및 탈 이온수를 오토 클레이브에 의해 멸균한다. </li><li> 탈 이온수 및 필터 소독에 스톡 포도당 용액,을 20 % (1.1 M / V w) 준비한다. 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 탈 이온수 및 필터 소독에서 100 mM의 피루브산 나트륨 용액을 준비한다. 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 준비 10 % HBSS (10 배), 10 mM의 HEPES 및 100 U / ㎖ 페니실린 - 스트렙토 마이신 탈 이온수의 용액을 만들어 칼슘 및 마그네슘이없는 행크의 균형 잡힌 염 용액 (CMF-HBSS). 이하 1 ~ 2 개월 동안 4 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 10 ㎎ / ㎖의 데 옥시 리보 뉴 클레아 제 I을 준비 CMF-HBSS에서 (DNase의)다음 필터링 소독하고 -20 ℃에서 보관. </li><li> (멸균 용액)에서 30 mM의 포도당 용액함으로써 신경교 최소 필수 배지 매체 (MEM)에, 95 U / ㎖ 페니실린 - 스트렙토 마이신, 10-15 % 소 혈청 성장 (BGS)을 준비한다. 주 : 프로토콜에 나타낸 세포 증식을 늦추기 위해 필요한 경우 5 % BGS의 용액을 사용할 수있다. 말 혈청 대신 BGS의 사용하지만, 각 배치로 인해 간 배치 변화에 사용하기 전에 테스트해야합니다 할 수있다. 이하 1 ~ 2 개월 동안 4 ° C에서 준비된 솔루션을 저장합니다. 많은 실험실 FBS를 사용하지만, 우리는 지속적으로 BGS의 폐해 성장 FBS에서와 같은 강력한 것을 관찰했다. BGS는 화학적 성분이 보충되는 소 태아 혈청으로부터 유도된다. 또한, BGS는 FBS보다 훨씬 더 경제적이다. </li><li> 용액함으로써 신경 세포의 성장 및 유지 매체 (로 Neurobasal-B27, NBG)를 준비 1X B27 보충제 및 500 ㎖로 Neurobasal 메디 0.5mm의 L- 글루타민음. 이하 1 ~ 2 개월 동안 4 ° C에서 보관하십시오. L- 글루타민은 성장 배지에서 더 안정한 것으로 제안되었다 루타로 치환 될 수있다. </li><li> MEM의 (살균 용액)에서 30 mM의 포도당 용액함으로써 매체 도금 뉴런 (멸균 용액으로부터), 1 mM 피루브산 나트륨, 10 % BGS를 준비한다. 이하 1 ~ 2 개월 동안 4 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 1㎜의 시타 라빈 (아라-C)의 용액을 필터 및 소독을 준비한다. -20 ℃에서 1 mL의 부분으로 나누어 저장. </li><li> 100 mN의 필터 - 멸균 NaOH를 100mm의 APV의 용액을 준비한다. -20 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 1 mg의 보레이트 완충액 / ml의 폴리 -L- 라이신, pH가 8.5 (50 mM의 붕산 및 붕사 12 밀리미터) 및 필터 소독 녹인다. -20 ° C에서 나누어지는 및 저장. 대신, 폴리 -L- 라이신, 하나는 세포 독성이 덜 수있다 폴리 -L- 오르니 틴을 사용할 수도있다. </li></ol> 2. 글 리아 문화 준비 <ol><li> 대뇌 피질의 아스트로 글 리아 세포 배양을 준비 <ol><li&gt; 출생 24 시간 이내에 쥐 새끼를 얻습니다. 를 마취시키다 얼음에 새끼를 놓습니다. </li><li> 70 % 에탄올로 새끼를 스프레이하고 목을 벨. </li><li> 15ml의 CMF-HBSS를 함유하는 얼음에 100mm의 접시 머리를 놓는다. </li><li> 두피 절단 두개골을 열고, 뇌간을 절단 한 후 3 ㎖ CMF-HBSS를 함유하는 얼음에 60mm 페트리 접시에 뇌를 전송함으로써 각각의 뇌를 해부. </li><li> 해마에서 대뇌를 분리하고 이들을 둘러싼 수막을 벗겨. 수막 섬유 아 세포에서 최소한의 오염을 확인하기 위해 적절한 예방 조치를 운동. 문화의 수막 섬유 아세포 성장을위한 아교와 경쟁하고 신경 세포의 건강에 유해 할 수 있습니다. 5 ㎖ CMF-HBSS를 함유하는 얼음에 60mm 페트리 접시에서 모두 대뇌 수집. </li><li> CMF-HBSS를 제거하고 해부 스프링 마이크로 가위를 사용하여 미분 가능한 한 수집 피질 조직을 말하다. </li><li> 들어온다 충분한 CMF-HBSS 추가PED 조직. 유리 파스퇴르 피펫을 사용하여 15 ㎖의 튜브에 조직 조각을 전송. CMF-HBSS를 첨가하여 12 mL의에 전량을 가지고. </li><li> 1.5 mL의 2.5 % 트립신 및 10 ㎎ / ㎖ DNase의 용액을 각각 추가한다. 12 분 동안 수욕에서 37 ℃에서 생성 된 혼합물을 인큐베이션. </li><li> 티슈를 유리 파스퇴르 피펫을 사용하여 10 ~ 15 회 연화 처리하고, 추가로 3 분 동안 37 ° C의 수조에서 부화. </li><li> 렌즈 용지 나 BGS 5 ㎖를 함유하는 50 ㎖ 튜브에 메쉬 필터를 통해 상청액을 필터. 이것은 해리되지 않은 조직의 덩어리를 제거하기위한 것입니다. 또한, 상업적으로 이용 가능한 세포 여과기를 사용합니다. </li><li> 나머지 조직 조각을 함유하는 튜브에 CMF-HBSS 2.5 % 트립신, 1.5 mL를 135 mL를 추가하고 상기 추가의 10 분 동안 수욕에서 37 ℃로 배양한다. </li><li> 한번 더 잔여 조직을 연화 처리하고, 초기 여과 액을 함유하는 50 ㎖ 튜브에 다시 현탁 필터. 다음, 린스 르BGS의 3 ㎖와 NS 종이. 최종 부피는 약 38 mL로해야한다. </li><li> 원심 분리기 (130)의 X g에서 6 분 동안 해리 아교 세포를 포함하는 현탁액. 조심스럽게 유리 파스퇴르 피펫을 이용하여 상층 액을 버린다. 하단의 펠렛 세포가 방해되지 않도록해야합니다. 펠렛의 바닥은 혈액 성분을 포함하는 약간 붉은 빛을 띤 나타납니다. </li><li> 펠렛의 적색 부분을 방해하지 않도록주의하면서, 새로운 튜브에 폐해 배지 1 ㎖에 아교 세포 이동. </li><li> 신경교 세포 해리 조합 재 부유 강아지 당 신경교 배지 2ml를까지 추가한다. 예를 들어, 10 새끼 사용한 후 부유 총 부피 20 ㎖ 것이다. </li><li> 새끼 당 75cm 2 세포 배양 플라스크를 준비한다. 각각의 플라스크에 18 mL의 예열 폐해 매체를 추가한다. </li><li> 전송 2 각 플라스크에 세포 현탁액 mL의 37 ° C, 5 % CO 2 인큐베이터에서 배양한다. </li><li> 하루가 지난 후에도, 20 ㎖의 폐해를 m으로 대체edium. 이 단계에서, 문화는 아교 및 기타 원치 않는 세포 유형의 혼합이다. </li><li> 나흘 세포를 파종 한 후, 적극적으로 비 성상 세포의 세포를 꺼 내려 플라스크를 흔들. 이 작업을 수행하려면, CMF-HBSS 한 번 플라스크를 헹군 다음 각 플라스크에 10 mL의 신선한 CMF-HBSS를 추가합니다. 적극적으로 5-10 번 플라스크를 흔들어 다음 CMF-HBSS를 대기음. CMF-HBSS 회 헹군 다음 20 ㎖를 추가 폐해 매체. 참고 :이 단계는 비 표적 세포 유형의 제거를 확인하는 것이 중요하며, 원하는 성상 세포의 손실이 발생하지 않아야합니다. </li><li> 세포가 합류 (그림 1) 때까지 일주일에 두 번 신선한 아교 매체로 교체하십시오. </li></ol></li><li> 냉동 아교 세포 <ol><li> 배양 물이 컨 플루 언트되면, 배지를 흡인하고 10 ㎖ CMF-HBSS로 세포 단층을 세척한다. </li><li> 각 플라스크에 0.25 % 트립신 / EDTA 10 ㎖를 첨가하고 3 분 동안 37 ℃에서 배양한다. </li><li> 탭 플라스크는 부드럽게 셀을 제거합니다. 1 mL의 BGS의 t 추가O 각 플라스크에 15 개 ㎖의 튜브에 세포 현탁액을 전송. </li><li> 6 분 동안 130 XG에서 튜브를 원심 분리기. 얻어진 상층 액을 제거한다. </li><li> 2ml의 폐해 배지에서 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 아교 동결 배지 (1 부, 디메틸 설폭 사이드, 4 BGS 부품)을 준비한다. 플라스크 당 4 개 극저온 튜브 각각이 용액 0.5 mL를 넣고. </li><li> 각 바이알에 세포 현탁액 0.5 mL를 전송하고 밤새 -80 ° C에 냉동 절연 용기에 튜브를 삽입하여 서서히 세포를 동결. 하루가 지난 후에도 장기간 저장을 위해 액체 질소로 냉동 바이알 옮긴다. </li></ol></li><li> 도금 아교 세포를 부활 <ol><li> 플레이트 아교 세포 뉴런 문화 전날 1~2주. </li><li> 가하여 가온 신경교 매체 (10)와 한 50㎖ 튜브를 준비한다. </li><li> 2-3 분 동안 37 ℃의 수욕 신경교 1 냉동 바이알을 해동. </li><li> 10 ㎖ 폐해 배지를 함유하는 50 ㎖ 튜브에 바이알의 내용물을 이동. </li><li> 원심 분리기상청액 오프 5 분에서 130 XG 및 기음에 대한 E 튜브. </li><li> 20 ㎖ 폐해 매체 펠렛을 재현 탁. </li><li> 배양 접시 (60mm)의 각각에 3 mL의 신선한 배지 폐해를 추가 한 후 각 접시에 세포 현탁액 1 ㎖를 옮긴다. 37 ° C, 5 % CO 2 인큐베이터에서 배양 물을 인큐베이션. </li><li> 일주일에 두 번 세포를 공급. 세포 밀도가 50 % 합류도 전 신경 배양 일 도달하면, 아교 성장 속도를 늦추기 위해 5 % BGS 함유 폐해 매체로 전환. 70 % - 신경 세포 배양 용 아교 단층의 목적은 50 % 합류점이다. </li><li> 1-2 일 신경 세포 배양 전에 NBG 배지 아교 매체 (6 ㎖ / 접시) 대체. </li></ol></li></ol> 3. 커버 슬립 제조 <ol><li> 청소 및 파라핀 비즈의 준비 <ol><li> 실온에서 30 분 동안 초음파 처리들을 : (부식성주의 70 % 중량 / 중량), 농축 질산 커버 슬립을 담근다. 다른 실험실 f를했습니다운드, 그것은 유익 대신 상온에서 12-24 시간 동안 세라믹 랙에 70 % 질산의 커버 슬립을 배양. </li><li> 조심 기관 가이드 라인에 따라 지정 화학 퓸 후드에서 질산을 버린다. 커버 슬립을 탈 이온수로 3-5 회 헹군다. </li><li> (대안 적 방법에 따라 이동하는 경우), 탈 이온수의 커버 슬립을 담그고, 30 분 동안 다시 초음파 처리. </li><li> 탈 이온수를 제거하고 커버 슬립 또 다른 세 번 씻어. </li><li> 50 ㎖의 탈 이온수에 담그고 커버 슬립을 오토 클레이브에 의해 멸균들을. 대안으로, 6 시간 동안 오븐에서 225 ° C에서 커버 슬립 살균. 이 대체 방법을 사용하는 경우, 3.1.9 단계로 건너 뜁니다. </li><li> 멸균 후, 다음 단계를 위해 멸균 층류 후드로 커버 슬립을 전송. </li><li> 탈 이온수를 제거하고 100 % 에탄올을 20-30 mL로 헹군다. </li><li> 100 % 에탄올 20 ~ 30 mL의를 추가하고 커버 슬립을 전송하고100mm의 배양 접시에 에탄올. </li><li> 60mm 페트리 접시, 접시 당 4-5 커버 슬립에 커버 슬립을 전송 한 다음 접시의 가장자리에 커버 슬립을 기대어에 의해 공기 건조에 할 수 있도록 무딘 핀셋을 사용합니다. 에탄올이 증발되면, 표면에 커버 슬립 평면 누워. </li><li> 적합한 내열성 유리 병에 10g 파라핀 전송. 파라핀을 녹이고, 적어도 1 시간 동안 핫 플레이트상에서 약 150-200 ℃에서 그것을 유지한다. 파라핀은 가열되어야하는 최적 온도는 약간의 조정을 취할 수있다. 비 이상적인 온도는 파라핀 구슬의 정확한 크기를 생산 어려움을 초래할 수 있습니다. 용해 후 대기 기간은 액체에 걸쳐 일관된 온도를 확인하는 데 도움이됩니다. </li><li> (각 지점은 약 120 ° 떨어져있는) 각 커버 슬립의 가장자리 근처에 세 개의 지점을 만지지 빠르게 후 파라핀에 파스퇴르 피펫을 찍어합니다. 방울은 약 0.3 mm 높은 구슬과 DIAM에서 1.0 ~ 2.0 mm로 확고히 할 것이다eter는 커버 슬립의 뉴런 및 신경교 아래 단층 (도 2) 사이의 공간을 제공하는 기능을하며. </li><li> 30 분 동안 UV 광 아래에서의 요리를 소독 한 다음, 실온에서 알루미늄 박 및 저장소로 커버. 준비 커버 슬립 저장 1 개월까지 사용할 수 있습니다. 파라핀 비즈를 사용하기 전에 적어도 한 주 동안 커버 슬립을 준수 할 수 있어야합니다. 이 프로토콜의 나머지 단계에서 분리에서 파라핀을 방지 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 폴리 - L - 라이신과 코팅 Coverslips는 <ol><li> 파라핀 구슬 이전에 준비 커버 슬립을 포함하는 페트리 접시를 가져옵니다. </li><li> 각 커버 슬립의 표면을 붕산염 완충액 폴리 L 리신 200 μL를 첨가하고 용액을 실온에서 덮여 밤새 커버 슬립에 앉게. 코트 파라핀 비즈가 위치되는 것과 같은 표면. 제대로 청소되면, 폴리 -L- 라이신 쉽게 전파해야합니다커버 슬립의 표면을 커버한다. </li><li> 후 하루 2 시간 동안 각각 멸균 증류수에 담가들을 커버 슬립 번 씻는다. 최종 세척 후, 접시 당 신경 도금 배지 4 ㎖의 물을 대체. 없는 커버 슬립의 표면을 폴리 -L- 리신으로 코팅 된 후 건조되도록하는 것이 중요합니다. </li><li> 37 ° C, 5 % CO 2 인큐베이터에서 커버 슬립 함유 음식을 놓는다. 코팅 된 커버 슬립은 신경 세포 배양하기 전에 적어도 24 시간 동안 배양한다. 이는 신경 세포 배양을위한 주요 매체로 이루어집니다. </li></ol></li></ol> 해마와 도금 뉴런 4. 해부 <ol><li> (질 플러그 발견 한 날로부터 측정 된 배아 일 18-19) 임신 한 쥐를 얻 및 이소 플루 란 - 마취 잘린 또는 기타 승인 된 방법으로 안락사. </li><li> 70 % 에탄올로 쥐의 하부 스프레이하고 음부 죽로부터 절개복강 끝에 우. 오염을 방지하기 위해, 단지이 단계에서 피부를 통해 잘라주의해야합니다. </li><li> 70 % 에탄올로 다시 해부 악기를 씻어하고 자궁을 노출 복부 벽을 통해 잘라. 두 자궁 뿔을 제거하고 살균 100mm 배양 접시에 배치합니다. </li><li> 층류 후드의 나머지 단계를 수행합니다. 태아를 둘러싸고있는 자궁 막을 제거합니다. 이를 20 mL의 참살 CMF-HBSS를 함유하는 100mm 배양 접시에서 머리를 놓는다. </li><li> 뇌를 절개 즉시 얼음에 2ml의 CMF-HBSS를 함유하는 60mm 페트리 접시에 배치. 다음 단계에 대한 충분한 공간을 확보하기 위해 접시 당 2 ~ 3 뇌를 수집합니다. </li><li> 해부 현미경 대뇌 반구의 중심선에서 수막을 벗겨하고 해마를 해부하고 4.5 mL의 CMF-HBSS를 함유하는 60mm 페트리 접시에 배치. 해마는 초승달 모양의 struc로 구분 될 수 있습니다대뇌 반구의 내측 표면에, 한시간하고는 심실로 횡 접경로 제거하기 쉽다. </li><li> 15 ㎖의 튜브에 수집 된 해마 조직 및 CMF-HBSS를 옮긴다. 2.5 % 트립신 0.5ml를 추가 한 후 10 분 동안 37 ℃에서 배양한다. 이 완만하고 수율을 증가시킬 수 있기 때문에 파파인 대신 트립신을 사용할 수있다. </li><li> 조심스럽게 튜브의 하단에 방해받지 해마 조직을 떠나는 파스퇴르 피펫으로 트립신 용액을 제거한다. </li><li> 5 분 동안 37 ℃에서 인큐베이션하면서 천천히 5 ㎖ CMF-HBSS 회 조직을 세척 하였다. 두번째 세척 한 후, 조직을 CMF-HBSS의 충분한 부피를 첨가하여 적어도 5 ㎖를 전량을 가져온다. 최대 8 이상 10 새끼에서 해마가있을 경우 용액 CMF-HBSS를 첨가 할 수있다. </li><li> 조직 분리를위한 화재 광택 피펫의 두 가지 변종을 준비합니다. 하나의 변형의 끝은 피펫하지만 화재 - 연마 부드러워 가장자리 정상적인 직경이다. 다른 VARI개미 반감 선단 직경이다. 간단히 화염 소스 대각선 유리 파스퇴르 피펫의 선단을 노출 한 후 피펫 팁을 조사한다. <ol><li> 선단 에지가 평활화되었다거나 직경이 감소 될 때까지이 과정을 반복한다. 조직이 이러한 세포를 손상시키지 않고 단일 세포를 산출하기 위해 해리 될 수 있도록 최적의 직경을 찾아 실천하는 것이 중요하다. </li></ol></li><li> 매끄러운 가장자리 통상 유리 파스퇴르 피펫을 통해 제 10 패스하여 해마 조직을 연화 처리하고, 직경 감소와 피펫이어서 추가 5 내지 10 통과한다. 목표는 아니오 세포 또는 거의 조직 덩어리의 균일 한 용액을 제조하는 것입니다. </li><li> 혈구 또는 자동 세포 계수기를 사용하여 세포 농도를 결정한다. 두 반구에서 해마가 결합 될 때 통상, 강아지 당 80 만 내지 1.0 세포가 얻어진다. </li><li> 접시에 세포 현탁액의 충분한 양을 전송60mm 접시 당 300,000 세포의 도금 밀도를 얻을 수 평판 배지 4 mL의 폴리 -L- 리신 - 코팅 된 커버 슬립을 함유. 세포의 밀도는 의도 된 실험에 따라 10 만에서 50 만까지 다양 할 수 있습니다. </li><li> 3-4 시간 후, NBG 매체에 아교 세포를 포함하는 접시에 부착 된 커버 슬립 뉴런으로 옮긴다. 이는 신경 세포 도말 된면이 아래 아교 세포 층쪽으로 향하도록 할 것이다. 아교 접시 당 4-5 커버 슬립의 총을 추가합니다. </li><li> 2 ~ 3 일 도금 후, 아교 세포 성장을 체포 접시 당 5 μM의 최종 농도 아라-C 솔루션을 추가 할 수 있습니다. </li><li> 각 먹이에 새로운 배지 2.5 mL로 된 매체의 2 mL로 교체하여 일주일에 한 번 세포를 공급. 추가 여분 매체는 ​​시간이 지남에 증발을 보상하기 위해, 그리고 중간 부분 만이 아교 세포 배지의 일관된 조절을 위해 변경된다. 이러한 문화는 (적어도 한 달 동안 일반적으로 건강그림 3). 신경 생존은 100 μM의 최종 농도로 배양 배지에 APV를 첨가함으로써 개선 될 수있다. APV는 NMDA 수용체 길항제이며, 글루탐산 흥분 독성을 줄여 생존을 촉진합니다. </li></ol>

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저자가 공개하는 게 없다.

배양 신경 세포의 &quot;샌드위치&quot;방법은 다른 곳에서 잘 설명 하였지만 2, 11, 그것을 채택하고자하는 연구자에 대한 불만으로 이어질 수 있습니다 만 텍스트를 설명하는 것은 매우 어려운 프로토콜에 걸쳐 여러 단계가있다. 아교 문화, 커버 슬립 준비 및 신경 세포의 문화 및 유지 보수 :이 방법은 세 가지 흐름으로 나눌 수 있습...

뇌는 신경 세포의 복잡한 네트워크로 구성되어있다. 네트워크 동작 및 뇌 기능 개별 뉴런의 기여는 자신의 분자 조성 및 생리 학적 특성의 동요를 선택적으로 변경하여 조사 할 수있다. 개별 뉴런의 유전 및 화학 조작은 후자의 세포 이질성과 복잡성에 의해 방해 그대로 뇌 조직에 비해 배양 신경 세포에서 틀림없이 더 쉽다. 배양 뉴런은 잘 정의 축삭 및 수상 아버 개발 서로 광범위한 시냅스 연결을 형성한다. 성인 동물 또는 신경계의 기타 영역에서 신경 세포 배양이 가능하지만, 배아 해마 배양 자주 정의 피라미드 세포 집단 및 상대적으로 낮은 밀도 신경교 (1, 2)로 인해 바람직하다. 배양에 저밀도로 성장 해마 뉴런이다 특히 AME세포 내 현지화, 단백질 인신 매매, 신경 극성 시냅스 개발 연구에 네이블. 배양 신경 세포는 광범위 시냅스 3, 4, 5, 6 분 방법을 연구에 사용되었다. 출생 후 생존하지 않는 글로벌 유전자 삭제와 마우스의 신경 세포 배양 준비는 특정 유전자 (7)의 세포와 시냅스 역할을 공부에 특히 유용되고있다. 뇌에서와 같이 배양 된 해마 신경 아교 세포의 영양 지원에 따라 달라집니다. 이것은 그들의 문화를 복잡하게하고,이 지원이 공급하는 여러 가지 방법의 개발을 주도하고있다. 하나의 일반적으로 사용되는 방법은 교세포 8, 취득한 HIPP로부터 오염물 교세포를 허용하는 단일 층에 직접 신경 도금 포함ocampal 조직 증식 및 신경 세포 (9) 아래에 단일 층을 형성한다. 이 방법은 약간의 성공을 발견 하였지만, 결과 신경 세포 배양의 불순물 촬상 실험 불리하다. 신경 세포 배양의 일반적으로 사용되는 또 다른 방법은 전체 층 폐해 급지 아웃두고 대신 정의 된 성장 배지 (10)의 형태의 영양 지원을 제공하는 것이다. 여기, 우리는 &quot;샌드위치&quot;또는 신경 문화 2, 11의 &quot;은행&quot;방법을 설명합니다. 이 방법은 파라핀 왁스 비드로 분리 아교 세포 단층 위에 부유 커버 글라스에 해마 뉴런 도금 포함한다. 이 기본 아교 단일 층에서 영양 지원을 허용하면서 아교 세포를 오염없이 뉴런의 동질적인 인구의 장기 문화를 용이하게합니다. 신경 세포가 충분한 연령, 성숙도의 경우,신경 세포의 커버 슬립은-뒤집어 밖으로 아교 요리 및 이미징 또는 기능 분석에 사용할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Dissection Instruments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro Dissecting Scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5910</td><td></td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5650</td><td></td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5605</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Forceps (#5)</td><td>Roboz</td><td>RS-5045</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Forceps (#PP)</td><td>Roboz</td><td>RS-4950</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Tissue Preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypsin (2.5%)</td><td>Gibco</td><td>15-090-046</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA (0.25%)</td><td>Gibco</td><td>25-200-072</td><td></td></tr><tr><td>Swinnex Filter Holder, 25&amp;nbsp;mm</td><td>EMD Millipore</td><td>SX0002500</td><td>Used as cell strainer. Assemble first with filter and autoclave</td></tr><tr><td>Isoflorane</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td>CP0406V2</td><td></td></tr><tr><td>Hemocytometer</td><td>Hausser Scientific</td><td>1492</td><td></td></tr><tr><td>Grade 105 Lens Cleaning Tissue</td><td>GE Healthcare</td><td>2105-841</td><td>Used as cell strainer. Assemble first in filter holder and autoclave</td></tr><tr><td>Glass Pasteur pipettes with cotton filter</td><td>VWR</td><td>14672-412</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Gibco</td><td>15-630-080</td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Balanced Salt Solution without Calcium, Magnesium, Phenol Red (HBSS, 10x)</td><td>Gibco</td><td>14-185-052</td><td></td></tr><tr><td>Glass Pasteur pipettes</td><td>VWR</td><td>14672-380</td><td></td></tr><tr><td>Deoxyribonuclease I from bovine pancreas (Dnase)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>DN25-100mg</td><td></td></tr><tr><td>Butane bunsen burner</td><td>Wall-Lenk Mfg. Co.</td><td>Model 65</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Tissue Culture&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td><td>Gibco</td><td>15-140-122</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish (100 mm)</td><td>Fisher</td><td>FB0875712</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish (60 mm)</td><td>Fisher</td><td>FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td>Horse Serum</td><td>Gibco</td><td>16050-122</td><td>Can be used in place of BGS, but each lot must be tested due to inter-lot variation. Heat-inactivation of serum is recommended.</td></tr><tr><td>Sodium Hydroxide</td><td>Fisher Scientific</td><td>S318-1</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>Minimum Essential Medium (MEM)</td><td>Gibco</td><td>11-095-080</td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal Medium</td><td>Gibco</td><td>21-103-049</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine (200 mM)</td><td>Gibco</td><td>25-030-081</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX Supplement</td><td>Gibco</td><td>35050061</td><td>Can be used in place of L-Glutamine in the NBG medium</td></tr><tr><td>Culture Dish (60 mm)</td><td>Corning, Inc</td><td>353002</td><td></td></tr><tr><td>Culture Flasks (75 cm^2)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>658170</td><td></td></tr><tr><td>Cytarabine (Ara-C)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3350000</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Growth Serum (BGS)</td><td>HyClone</td><td>SH3054103</td><td>Heat-inactivation is recommended before use.</td></tr><tr><td>B27 Supplement (50x)</td><td>Gibco</td><td>17-504-044</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418-100ml</td><td></td></tr><tr><td>Cryogenic Vials</td><td>VWR</td><td>89094-806</td><td></td></tr><tr><td>DL-2-Amino-5-phosphonopentanoic acid (APV)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5282</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Coverslip Preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium tetraborate decahydrate (borax)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B9876-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Lysine Hydrobromide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2636</td><td></td></tr><tr><td>Histoplast Paraffin Wax</td><td>Fisher</td><td>22-900-700</td><td></td></tr><tr><td>Gravity Convection Oven</td><td>VWR</td><td>89511-404</td><td>Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol</td></tr><tr><td>Ultrasonic Bath (Sonicator)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15337400</td><td></td></tr><tr><td>Nitric Acid</td><td>Anachemia</td><td>62786-460</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic Staining Racks</td><td>Thomas Scientific</td><td>8542E40</td><td>Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol</td></tr><tr><td>Coverslips</td><td>Glaswarenfabrik Karl Hecht&amp;nbsp;GmbH</td><td>1001/18</td><td>Manufacturer is very important, as neurons do not adhere well to lower quality glass&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Boric Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0252</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Miscellaneous&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile Syringe Filters</td><td>VWR</td><td>28145-477</td><td>Used with BD syringe for filter-sterilization</td></tr><tr><td>Syringe&amp;nbsp;</td><td>BD</td><td>302832</td><td>Used with VWR sterile syringe filters for fliter-sterilization</td></tr><tr><td>Water Bath</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-460-16Q</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Microscope</td><td>Olympus</td><td>CKX41</td><td></td></tr><tr><td>15 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes</td><td>ThermoScientific</td><td>339650</td><td></td></tr><tr><td>50 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes</td><td>ThermoScientific</td><td>339652</td><td></td></tr></tbody></table>

low-density primary hippocampal neuron culture

배양 개별 신경 세포의 구조와 생리을 프로빙하는 능력은 신경 생물학 연구에 매우 중요하고 개별적인 세포 또는 정의 된 네트워크의 유전 화학적 조작 유연성을 허용한다. 그대로 뇌 조직에 비해 조작의 이러한 편의성은 감소 된 문화 시스템에 간단하다. 이 차 신경 세포의 분리 및 성장을위한 많은 방법이 존재하지만, 각각 자신의 한계가있다. 이 프로토콜은 아교 세포의 단층 위에 부유 커버 글라스에 저밀도 및 고순도 쥐 배아 해마 신경 세포를 배양하는 방법을 설명한다. 이 &#39;샌드위치 문화는&#39;기본 아교 단일 층에서 영양 지원을 허용하면서 뉴런의 인구의 독점적 인 장기 성장을 할 수 있습니다. 신경 세포가 충분한 연령, 성숙도의 경우, 신경 세포의 커버 슬립은 아교 요리의 아웃을 뒤집어 및 이미징 또는 기능 분석에 사용할 수 있습니다. 뉴런 g이 방법으로 rown은 일반적으로 몇 주 동안 생존하고 광범위한 아버, 시냅스 연결 및 네트워크 속성을 개발한다.

주 신경 세포 배양액의 &quot;샌드위치&quot;방법에있어서, 해마 신경 세포 (도 3) 파라핀 비드 (도 2)에 의해 분리 된 아교 세포 (도 1)의 침대에 성장한다. 이 신경 세포가 선택적으로 최소한의 아교 세포 오염 커버 글라스에 성장하지만, 조직 배양 접시에 성장 교세포에서 적절한 영양 지원을받을 것을 보장한다. 일반적으로, 뉴런&gt; 3주?...

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Low-Density Primary Hippocampal Neuron Culture

이 문서에서는 아교 세포 단층을 통해 반전 커버 글라스에 성장 저밀도 차 해마 신경 세포를 배양 프로토콜을 설명합니다. 신경 세포 및 아교 층 파라핀 왁스 비드에 의해 분리된다. 이 방법에 의해 성장 된 뉴런 고해상도 광학 이미징 및 기능 분석에 적합하다.

낮은 밀도 차 해마 신경 세포 문화

The ability to probe the structure and physiology of individual nerve cells in culture is crucial to the study of neurobiology, and allows for flexibility ...

low-density-primary-hippocampal-neuron-culture

Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.5K 조회수.  University of Manitoba.  이 문서에서는 아교 세포 단층을 통해 반전 커버 글라스에 성장 저밀도 차 해마 신경 세포를 배양 프로토콜을 설명합니다. 신경 세포 및 아교 층 파라핀 왁스 비드에 의해 분리된다. 이 방법에 의해 성장 된 뉴런 고해상도 광학 이미징 및 기능 분석에 적합하다. 

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Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofection 및 배아 마우스 Hippocampal과 두피 뉴런의 주요 문화

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

연구

신경과학

Primary Culture of Hippocampal Neurons from P0 Newborn Rats

The physiological properties of hippocampal neurons are commonly investigated, especially because of the involvement of the hippocampus in learning and memory. Primary hippocampal cell culturing allows neuroscientists to examine the activity and properties of neurons at the individual cell and single synapse level. In this video, we will demonstrate how to isolate and grow primary hippocampal cells from newborn rats. The hippocampus may be isolated from each newborn animal in as short as 2 to 3 minutes, and the cultures can be maintained for up to two weeks. We will also briefly demonstrate how to use these hippocampal neurons for ratiometric calcium imaging. While this protocol describes the process for the hippocampus, with little to no modification, it can be applied to other regions of the brain.

The dissection and growth of cells from an individual brain area facilitates investigation of cellular and physiological parameters. We describe a method for primary cell culturing that produces neuron-enriched cultures in a serum-free environment.

P0 신생아 쥐에서 Hippocampal 신경의 주요 문화

The physiological properties of hippocampal neurons are commonly investigated, especially because of the involvement of the hippocampus in learning and ...

생물학

Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual neurons, researchers are able to analyze properties related to cellular trafficking, cellular structure and individual protein localization using a variety of biochemical techniques. Results from such experiments are critical for testing theories addressing the neural basis of memory and learning. However, unambiguous results from these forms of experiments are predicated on the ability to grow neuronal cultures with minimum contamination by other brain cell types. In this protocol, we use specific media designed for neuron growth and careful dissection of embryonic hippocampal tissue to optimize growth of healthy neurons while minimizing contaminating cell types (i.e. astrocytes). Embryonic mouse hippocampal tissue can be more difficult to isolate than similar rodent tissue due to the size of the sample for dissection. We show detailed dissection techniques of hippocampus from embryonic day 19 (E19) mouse pups. Once hippocampal tissue is isolated, gentle dissociation of neuronal cells is achieved with a dilute concentration of trypsin and mechanical disruption designed to separate cells from connective tissue while providing minimum damage to individual cells. A detailed description of how to prepare pipettes to be used in the disruption is included. Optimal plating densities are provided for immuno-fluorescence protocols to maximize successful cell culture. The protocol provides a fast (approximately 2 hr) and efficient technique for the culture of neuronal cells from mouse hippocampal tissue.

We provide a protocol for the culture of highly purified hippocampal neurons from prenatal mouse brains without the use of a feeder glial cell layer.

태아 쥐의 Hippocampal 신경 세포의 분리 및 문화

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

Sex Stratified Neuronal Cultures to Study Ischemic Cell Death Pathways

Sex differences in neuronal susceptibility to ischemic injury and neurodegenerative disease have long been observed, but the signaling mechanisms responsible for those differences remain unclear. Primary disassociated embryonic neuronal culture provides a simplified experimental model with which to investigate the neuronal cell signaling involved in cell death as a result of ischemia or disease; however, most neuronal cultures used in research today are mixed sex. Researchers can and do test the effects of sex steroid treatment in mixed sex neuronal cultures in models of neuronal injury and disease, but accumulating evidence suggests that the female brain responds to androgens, estrogens, and progesterone differently than the male brain. Furthermore, neonate male and female rodents respond differently to ischemic injury, with males experiencing greater injury following cerebral ischemia than females. Thus, mixed sex neuronal cultures might obscure and confound the experimental results; important information might be missed. For this reason, the Herson Lab at the University of Colorado School of Medicine routinely prepares sex-stratified primary disassociated embryonic neuronal cultures from both hippocampus and cortex. Embryos are sexed before harvesting of brain tissue and male and female tissue are disassociated separately, plated separately, and maintained separately. Using this method, the Herson Lab has demonstrated a male-specific role for the ion channel TRPM2 in ischemic cell death. In this manuscript, we share and discuss our protocol for sexing embryonic mice and preparing sex-stratified hippocampal primary disassociated neuron cultures. This method can be adapted to prepare sex-stratified cortical cultures and the method for embryo sexing can be used in conjunction with other protocols for any study in which sex is thought to be an important determinant of outcome.

Primary disassociated embryonic hippocampal neuronal cultures are useful for investigating the signaling mechanisms involved in neuron death. Sexing the embryos before the isolation and dissociation of the hippocampus allows the preparation of separate male and female cultures, which enables the researcher to identify and investigate sex-specific cell signaling.

Sex differences in neuronal susceptibility to ischemic injury and neurodegenerative disease have long been observed, but the signaling mechanisms ...

Rapid Genotyping of Animals Followed by Establishing Primary Cultures of Brain Neurons

High-resolution analysis of the morphology and function of mammalian neurons often requires the genotyping of individual animals followed by the analysis of primary cultures of neurons. We describe a set of procedures for: labeling newborn mice to be genotyped, rapid genotyping, and establishing low-density cultures of brain neurons from these mice. Individual mice are labeled by tattooing, which allows for long-term identification lasting into adulthood. Genotyping by the described protocol is fast and efficient, and allows for automated extraction of nucleic acid with good reliability. This is useful under circumstances where sufficient time for conventional genotyping is not available, e.g., in mice that suffer from neonatal lethality. Primary neuronal cultures are generated at low density, which enables imaging experiments at high spatial resolution. This culture method requires the preparation of glial feeder layers prior to neuronal plating. The protocol is applied in its entirety to a mouse model of the movement disorder DYT1 dystonia (&#916;E-torsinA knock-in mice), and neuronal cultures are prepared from the hippocampus, cerebral cortex and striatum of these mice. This protocol can be applied to mice with other genetic mutations, as well as to animals of other species. Furthermore, individual components of the protocol can be used for isolated sub-projects. Thus this protocol will have wide applications, not only in neuroscience but also in other fields of biological and medical sciences.

We describe procedures for labeling and genotyping newborn mice and generating primary neuronal cultures from them. The genotyping is rapid, efficient and reliable, and allows for automated nucleic-acid extraction. This is especially useful for neonatally lethal mice and their cultures that require prior completion of genotyping.

동물의 신속한 유전자형은 뇌 신경 세포의 차 문화 구축에 이어

High-resolution analysis of the morphology and function of mammalian neurons often requires the genotyping of individual animals followed by the analysis ...

A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic hippocampal neurons can often grow successfully on glass coverslips at high density under serum-free conditions, but low density cultures typically require a supply of trophic factors by co-culturing them with a glia feeder layer, preparation of which can be time-consuming and laborious. In addition, the presence of glia may confound interpretation of results and preclude studies on neuron-specific mechanisms. Here, a simplified method is presented for ultra-low density (~2,000 neurons/cm2), long-term (&#62;3 months) primary hippocampal neuron culture that is under serum free conditions and without glia cell support. Low density neurons are grown on poly-D-lysine coated coverslips, and flipped on high density neurons grown in a 24-well plate. Instead of using paraffin dots to create a space between the two neuronal layers, the experimenters can simply etch the plastic bottom of the well, on which the high density neurons reside, to create a microspace conducive to low density neuron growth. The co-culture can be easily maintained for &#62;3 months without significant loss of low density neurons, thus facilitating the morphological and physiological study of these neurons. To illustrate this successful culture condition, data are provided to show profuse synapse formation in low density cells after prolonged culture. This co-culture system also facilitates the survival of sparse individual neurons grown in islands of poly-D-lysine substrates and thus the formation of autaptic connections.

Low density cultures of primary hippocampal neurons usually require glia feeder layer to supply neurotrophic factors and sustain longevity. We describe here a simplified method to culture ultra-low density neurons on glass coverslips in the presence of a high density neuronal feeder layer, which facilitates investigation of specific neuronal-autonomous mechanisms.

매우 낮은 밀도에 대한 단순화 된 방법, 장기 차 해마 신경 세포 문화

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic ...

Super-Resolution Imaging to Study Co-Localization of Proteins and Synaptic Markers in Primary Neurons

Synapses are the functional elements of neurons and their defects or losses are at the basis of several neurodegenerative and neurological disorders. Imaging studies are widely used to investigate their function and plasticity in physiological and pathological conditions. Because of their size and structure, localization studies of proteins require high-resolution imaging techniques. In this protocol, we describe a procedure to study in primary neurons the co-localization of target proteins with synaptic markers at a super-resolution level using structured illumination microscopy (SIM). SIM is a patterned-light illumination technique that doubles the spatial resolution of wide-field microscopy, reaching a detail of around 100 nm. The protocol indicates the required controls and settings for robust co-localization studies and an overview of the statistical methods to analyze the imaging data properly.

This protocol shows how to employ super-resolution microscopy to study protein co-localization in primary neuronal cultures.

1차 뉴런에서 단백질과 시냅스 마커의 공동 국소화를 연구하는 초해상도 이미징

Synapses are the functional elements of neurons and their defects or losses are at the basis of several neurodegenerative and neurological disorders. ...

Easy and Reproducible Low-Density Primary Culture using Frozen Stock of Embryonic Hippocampal Neurons

Neuronal culture is a valuable system for evaluating synaptic functions and drug screenings. In particular, a low-density culture of primary hippocampal neurons allows the study of individual neurons or subcellular components. We have shown subcellular protein localization within a neuron by immunocytochemistry, neuronal polarity, synaptic morphology, and its developmental change using a low-density primary hippocampal culture. Recently, ready-to-use frozen stocks of neurons have become commercially available. These frozen stocks of neurons reduce the time needed to prepare animal experiments and also contribute to the reduction of the number of animals used. Here, we introduce a reproducible low-density primary culture method using a 96-well plate. We used a commercially available frozen stock of neurons from the rat embryonic hippocampus. The neurons can be stably cultured long-term without media changes by reducing the growth of glial cells at particular timepoints. This high-throughput assay using low-density culture allows reproducible imaging-based evaluations of synaptic plasticity.

A ready-to-use frozen stock of neurons is a powerful tool for evaluating synaptic functions. Here, we introduce an easy low-density primary culture from frozen stock using a 96-well plate.

배아 해마 뉴런의 냉동 재고를 사용한 쉽고 재현 가능한 저밀도 1차 배양

Neuronal culture is a valuable system for evaluating synaptic functions and drug screenings. In particular, a low-density culture of primary hippocampal ...

A Technique to Culture Mouse Hippocampal Neurons

Source: Yang, R., et al. <a href="https://app.jove.com/v/61411">Use of Primary Cultured Hippocampal Neurons to Study the Assembly of Axon Initial Segments.</a> J. Vis. Exp. (2021)
The video demonstrates a method for culturing neurons from murine hippocampi. Initially, the hippocampi undergo enzymatic digestion to break down the extracellular tissue matrix. Subsequently, the digested tissue is mechanically disrupted to isolate individual neurons. Finally, these neurons are cultured on glial feeder cells.

쥐 해마 뉴런을 배양하는 기술

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Preparing glia cell feeder dishes ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuronal Culture Techniques

Primary Neuronal Culture

Generating a Low-Density Primary Neuron Culture From Frozen Embryonic Neurons

Source: Koganezawa, N. et al., <a href="https://app.jove.com/v/64872">Easy and Reproducible Low-Density Primary Culture using Frozen Stock of Embryonic Hippocampal Neurons.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2023)
This video demonstrates the method of culturing cryopreserved embryonic neurons, involving controlled thawing, dilution with a neurobasal medium, and seeding onto a poly-L-lysine-coated plate. Subsequent incubation supports the growth and maintenance of neuronal connections.

Generating a low-density primary neuroron culture from frozen embryonic neurons (동결된 배아 뉴런에서 저밀도 1차 뉴런 배양 생성)

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Plate coating

	Coat a 96-well ...