Os asteriscos (*) indicam passos novos ou modificados, quando comparados com Christensen et al. 1 1. Configuração de materiais <ol><li> O procedimento de cultura celular requer grandes quantidades de ovos isolados de adultos grávidas. Crescer C. elegans em 8P placas de agar semeadas com NA22 (disponível através da C. elegans genética Consórcio - CGC) bactérias para isolar grandes quantidades de ovos. Nestas placas de a quantidade de peptona utilizado é de 8 vezes a quantidade que é normalmente utilizada para placas NGM. A concentração mais elevada de peptona sustenta o crescimento das bactérias NA22 mais eficiente, o que ao contrário do OP50-, crescem em camadas espessas. </li></ol> 8P placas receita: Dissolve-se 3 g de NaCl, 20 g de Bacto-peptona, 25 g de agar em 1 litro de água destilada estéril e autoclavagem durante 30 minutos. Deixe o meio fresco a 55 ° C e, em seguida, adicionar estéril-filtrada 1 ml de colesterol (5 mg / ml em EtOH), 1 ml de uma MgCl2, 1 mL de MgSO4 e 25 ml de tampão de KP (estoque de 500 ml 5 g de K 2 HPO 4, 30 g de KH 2 PO 4, pH 6,00). Despeje meio de agar líquido em placas de Petri de 10 centímetros (25 ml / placa). <ol start="2"><li> No dia seguinte espalhar toda a superfície de cada placa de agar de peptona enriquecida com 1 ml de NA22 E. coli cultivadas durante a noite em meio 2 x YT (16 g de triptona, 10 g de extracto de levedura, 5 g de NaCl em 1 litro de água estéril, pH 7,0) a 37 ° C. Estas bactérias constituem uma fonte de alimento abundante que irá formar uma camada grossa de suporte do crescimento de grandes quantidades de adultos grávidos. Deixar as placas semeadas durante a noite à temperatura ambiente para permitir o crescimento das bactérias. O processo pode ser acelerado por incubação a 37 ° C durante 4-5 horas. </li><li> Transferir animais sedentos para semeados 8P placas. Lavar os animais fora uma placa NGM esfomeados usando 5-6 ml de tampão M9 ou água e adicionar 1-2 mL desta suspensão a cada placa 8P. </li><li> Permitir o crescimento e a multiplicação dos animais until das placas são preenchidos em confluência por adultos grávidas. </li><li> Isolar os ovos necessários para a preparação de C. elegans células embrionárias, a partir de adultos grávidas que usam 5-6 ml de solução de lise. </li></ol> Solução de Lise receita 5 ml de fresco Bleach, 1,25 ml de NaOH 10 N e 18,5 ml de H 2 O. estéril Esta mistura deve ser renovada antes de cada utilização. <ol start="6"><li> Lave os ovos isolados de adultos grávidas utilizando tampão de ovo: </li></ol> Receita tampão Egg NaCl 118 mM, KCl 48 mM, CaCl2 2 mM, MgCl2 2 mM, Hepes 25 mM, pH 7,3, osmolalidade 340 mOsm. <ol start="7"><li> Retirar a casca do ovo, que envolve os ovos por tratamento com quitinase. A chitinase é uma enzima com a actividade mais elevada a pH ácido 25. Dissolver quitinase (Sigma, catálogo n °. C6137) em tampão de ovo a pH 6,5 a uma concentração final de 2 mg / ml. Guarde o estoque chitinasesolução a -20 ° C em aliquotas de 1 mL em tubos de 15 ml estéreis cónicos. As aliquotas podem ser guardadas a -20 ° C até alguns meses. </li><li> Crescer C. células cultivadas sobre lamínulas elegans autoclavados (12 mm de diâmetro) cobertos com amendoim lectina. Dissolver amendoim lectina em água estéril (0,5 mg / ml). Solução lectina de amendoim não deve ser filtrada ou autoclavado. Ela também não precisa de ser tratada com luz UV. Loja 2 mL alíquotas a -20 ° C por até 6 meses. </li><li> Meio de cultura celular completo (500 ml) contém 500 ml de meio L-15 de cultura de Gibco, 50 ml de soro fetal de bovino (inactivado pelo calor), 7,7 g de sacarose (45 mOsm), 5 mL de 100 U / ml de penicilina e de 100 ug / ml de estreptomicina (2%). O meio completo é, então, filtrado usando um filtro de poro de 0,20 um. </li></ol> Note-se que o tampão de ovo e o meio de cultura tem a osmolaridade de 340 e 345 mOsm, respectivamente. Com efeito, contrariamente às células de mamíferos, C. células elegans tem uma relativamente alta osmolaridadeque tem de ser tido em conta quando se preparam soluções que entram em contacto directo com a membrana plasmática das células. As receitas destes reagentes foram ajustados para atingir a osmolaridade desejada, que foi medido usando um osmómetro 1. Não é necessário o uso de um osmómetro se estas receitas são seguidos exactamente e cuidado é usado na preparação destes reagentes. No entanto, deve-se usar um Osmoter se outras soluções precisam estar preparados, cujas receitas não são relatados aqui ou em qualquer uma das publicações que usam C. elegans células cultivadas. 2. Ovo de isolamento <ol><li> É recomendável começar com pelo menos quatro placas 8P para recolher ovos suficiente para 12 poços de cultura de células (em placas de 24 poços). </li><li> Antes de iniciar o procedimento descongelar um tubo da solução de lectina de amendoim. Coloque lamelas autoclavados no fundo das cavidades numa placa de 24 poços e adicionar 200 mL de lectina de amendoim para as lamelas. Incubar durante 1 h ou uté as células estão prontas a ser revestida. Remover completamente a lectina de amendoim e lavar os poços uma vez com 1 ml de água autoclavada estéril. A remoção completa da lectina de amendoim das lamelas é essencial para evitar a aglomeração de células. </li><li> Lave os adultos grávidas fora das placas de ágar com água autoclavada estéril. Coletar a suspensão em duas estéril tubo cônico de 50 ml. Deixar os tubos em gelo durante até 5 minutos para permitir a precipitação dos vermes, na parte inferior dos tubos (*). Retire a água com uma pipeta de plástico e substituí-lo com água estéril fresco autoclavado. Granulado de vermes por tampo de mesa de centrifugação a 200 x g (~ 1200 rpm) durante 10 minutos (*). Repetir este último passo, pelo menos, 3. </li><li> Transferir vermes em um tubo de 15 ml estéril, cónico e sedimentar-los a 200 xg (~ 1200 rpm) durante 10 minutos (*). Não usar maior velocidade de centrifugação para evitar a recolha das bactérias na parte inferior do tubo, bem. Às vezes, depois centrifugações os vermes não são completamente peletizada. After cada lavagem e antes da remoção do sobrenadante, colocar os tubos durante 5 min em gelo. Em refrigerados vermes água precipitar para o fundo do tubo. </li><li> Retire a água e adicionar 5-6 ml de solução de lise (ver material configurado). Balance a suspensão suavemente durante 5-10 min e, em seguida, começar a monitorar verme lise sob a lupa a cada 2-3 min. Uma gota de suspensão pode também ser colocado sobre uma lamela de inspecção mais fácil. O tempo de incubação varia de acordo com o frescor da água sanitária; comprar pequenas garrafas de água sanitária e abrir uma nova garrafa a cada mês. </li><li> Quando ~ 70-80% dos vermes são lisadas (10 minutos a partir do início do período de incubação), parar a reacção de lise pela adição de 9 ml de tampão pH 7,3 de ovo (ver Materiais definido acima). Centrifugar a suspensão a 200 x g (~ 1200 rpm) durante 10 min. Deste ponto em diante tem um bico de Bunsen em diante, no banco para evitar a re-contaminação dos ovos (*). </li><li> Remova cuidadosamente o sobrenadante usando uma pipeta de transferência estéril de plástico e lavar o pellet 3-4x com tampão de ovo até que a solução é límpida. Certifique-se de misturar o bem pellet no buffer óvulo durante cada lavagem. </li><li> Os ovos são separadas das carcaças dos animais, utilizando uma solução de sacarose a 30%. Ressuspender o sedimento em 2 ml de tampão de ovo estéril e adicionar a solução de sacarose de 2 ml de 60% (material em tampão de ovo esterilizada). Misturar bem e centrifuga-se durante 20 min a 200 x g (~ 1200 rpm) (*). </li><li> Remova cuidadosamente os tubos da centrífuga. Os ovos são flutua à superfície da solução. Usando uma pipeta P1000 e dicas estéreis, transferir todos os ovos em uma frescos 15 ml estéreis tubo cônico. </li><li> Adicionar 10 ml de tampão de ovo esterilizada aos tubos e centrifugar a 200 xg (~ 1200 rpm) durante 10 min. Repita a lavagem 3 x. Certifique-se que os ovos são completamente ressuspenso no tampão óvulo durante cada lavagem. </li></ol> 3. As células embrionárias de dissociação Realizar os próximos passos do processo em condições estéreis, utilizando uma câmara de fluxo laminar. Enquanto os animais sãovestido em placas de bactérias, as lavagens e o tratamento com a solução de lise contendo lixívia deve eliminar a maior parte, se não todas as bactérias. Assim, usando uma capa laminar, neste ponto do processo evita a contaminação de novo a suspensão do ovo. <ol><li> Ressuspender ovos peletizadas em 1 ml de 2 mg / ml quitinase (estoque em tampão ovo pH 6,5 (*)) e transferi-los para um novo 15 ml estéril tubo cônico. Rock do tubo para 10-30 min à temperatura ambiente. O tempo exato de incubação muda de acordo com o frescor da enzima e da temperatura da sala e, portanto, deve ser determinado para cada preparação. Recomenda-se iniciar o monitoramento dos ovos sob um microscópio invertido de cultura celular após 10 min de incubação. Nota: em nossa experiência, baixo pH aumenta a atividade enzimática de quitinase. Por esta razão, utilizam ovo tampão a pH 6,5 para dissolver quitinase (receita mencionada acima, onde o pH é ajustado para 6,5 ​​utilizando NaOH). </li><li> Quando ~ 80% dos ovos são digeridos pelatratamento de quitinase (Figuras 1 AB), sedimentar os ovos por centrifugação a 900 x g (~ 2500 rpm) durante 3 min (*). Usando uma pipeta P1000 e dicas estéreis, retire cuidadosamente o sobrenadante e adicionar 3 ml de L-15 médio (*). </li><li> Transferir os ovos para uma placa de diâmetro de 6 cm, e suavemente dissociar as células utilizando uma seringa de 10 ml estéril equipado com uma agulha G 18. Controlar o grau de dissociação, colocando uma gota de suspensão em uma placa de Petri de plástico fresco e exibindo sob o microscópio. Não aspirar o ar para dentro da seringa, durante este procedimento, para evitar danificar as células. Continuar a dissociação até ~ 80% das células são dissociadas. </li><li> Filtrar a suspensão através de um filtro estéril 5 um Millipore. As suspensões de células deve ser filtrada a fim de remover aglomerados de células, ovos não digeridos e larvas chocadas. Filtrar adicionais 4-5 ml de fresco meio L-15 através do filtro para recuperar as células. Não use força excessiva durante a etapa de filtração para evitar damaging o filtro e / ou as células. </li></ol> 4. A cultura de células <ol><li> Agregar as células dissociadas por centrifugação a 900 x g (~ 2500 rpm) durante 3 min (*). Usando uma pipeta P1000 e dicas estéreis retire cuidadosamente todo o sobrenadante. Ressuspender as células peletizadas em completa meio L-15 e a placa 1 ml / poço. A quantidade de meio adicionado depende do número de placas 8P utilizado, a confluência dos vermes nas placas, e do tipo de experiências que vão ser realizadas sobre as células. A densidade celular pode ser determinado utilizando um hemocitómetro. Para gravações de patch-clamp chapeamento densidade de ~ 230 mil células / cm 2 é o ideal. </li><li> Mantenha a placa de 24 poços em um recipiente Tupperware de plástico com papel-toalha molhada para evitar a evaporação do meio de cultura. Guardar o recipiente numa incubadora humidificada a 20 ° C e ar ambiente. </li><li> As células são normalmente preparados para os testes dentro de 24 horas, quando a diferenciação morfológica e expressaíon de marcadores GFP estão completos. As células podem ser mantidas em cultura durante até 2 semanas, mas são geralmente mais saudável até 7-9 dias após o plaqueamento. O meio deve ser substituído uma vez por dia para manter as células saudáveis. </li></ol>

C. elegans é um poderoso organismo modelo para decifrar os caminhos genéticos envolvidos no desenvolvimento, comportamento e envelhecimento. A sua conveniência provém principalmente da facilidade com que ele pode ser manipulado geneticamente e do seu ciclo de vida curto. Apesar da sua conveniência, C. elegans tem suas limitações. C. elegans células são pequenas e confinado dentro de uma cutícula pressurizado que limita a aplicação de métodos que requerem o acesso directo às célu...

Caenorhabditis elegans (C. elegans) é um poderoso organismo modelo para investigar as bases moleculares da função celular, diferenciação e comportamento. Embora o seu genoma, metabólica e vias biossintéticas são semelhantes aos vertebrados &#39;, a sua tratabilidade genética e molecular são muito maiores 2. Entre as suas vantagens são o seu tamanho e a anatomia simples, o seu ciclo de vida rápida (3 dias a 25 ° C), tempo de vida curto (2 semanas) e um grande número de descendentes (&gt; 200). Devido à sua natureza hermafrodita e ciclo de vida curto, manipulações moleculares e genéticos são simples em C. elegans, incluindo a geração de animais transgênicos 3,4 ea aplicação de técnicas genéticas knock-down, como interferência de RNA 5. C. elegans corpo e casca de ovo são transparentes. Portanto, as células podem ser facilmente visualizadas tanto no adulto e o embrião usando microscopia padrão. Nos últimos 40 anos, a C. elegans </em&gt; comunidade criou recursos inestimáveis ​​para C. pesquisa elegans incluindo uma grande coleção de mutantes, nocautes e transgênicos, uma descrição detalhada da anatomia e desenvolvimento 6,7, incluindo a reconstrução completa do sistema nervoso 8, e um genoma completamente seqüenciado, que é bem anotado e disponível para toda a comunidade ( <a href="http://www.wormbase.com" target="_blank">www.wormbase.com</a> ). Apesar das inúmeras vantagens, algumas abordagens experimentais têm sido um desafio em C. elegans. Estes incluem os que exigem a acessibilidade à membrana plasmática das células e isolamento de tecidos ou tipos celulares. Na verdade C. tecidos elegans estão confinados dentro do seu esqueleto hidrostática pressurizado, o qual não é facilmente digerida por tratamento enzimático ou detergentes. No final da década de 1990 Miriam Goodman e Janet Richmond pioneira métodos para registros eletrofisiológicos de C. elegansneurônios e células musculares em situ 9,10. Embora estes métodos nos deu importantes insights sobre neuronal e na função muscular in vivo, eles são um desafio e baixo rendimento. Métodos alternativos para estudar a função das células in vivo foram desenvolvidos, principalmente nomeadamente imagiologia cálcio vivo utilizando sensores de cálcio geneticamente codificado como GCamP e cameleon 11-13. Estes métodos, porém, não permite a utilização de ferramentas farmacológicas, porque eles são aplicados em animais vivos intactos. A primeira tentativa de cultivo C. elegans células in vitro em larga escala foi feita por Laird Bloom durante a preparação da sua tese de doutoramento 14. Infelizmente, as dificuldades encontradas com fraca adesão das células ao substrato, diferenciação celular pobres e sobrevivência impediu o estabelecimento deste protocolo no início como um método de cultura celular robusto. Em 1995, Edgar e colegas publicaram um procedimentopara investigar a divisão celular e morfogénese de isolamento e cultura de uma única C. elegans embriões 15. As células embrionárias obtidos por digestão das cascas de ovo com uma combinação de tratamento enzimático e dissociação manual, continuou a proliferar, produzindo-se ~ 500 células para 15. Posteriormente, Leung e colegas cultivaram um pequeno número de blastômeros para estudar a morfogênese intestinal. Eles mostraram que um em vitro isolado E blastômeros produziu células intestinais polarizadas que criaram uma estrutura análoga à do lúmen intestinal, interagindo uns com os outros através de aderentes apicais junções 16. Buechner e seus colegas também relataram um método semelhante para cultura C. elegans células embrionárias in vitro 17. Com base neste trabalho precoce, Christensen e seus colegas desenvolveram um protocolo robusto para a cultura C embrionário. elegans células in vitro 1. Elesmostrou que isolado C. elegans células podem diferenciar-se em vários tipos de células e manter as características que possuem in vivo, incluindo a expressão de marcadores específicos de células. Várias técnicas que são um desafio in vivo, pode ser aplicado em isolado C. elegans células embrionárias. Estes incluem electrofisiológico 1,18 19, de imagem e de técnicas imunoquímicas 20,21, bem como o isolamento de tipos de células específicas de célula fluorescente-Activated (FACS) para a construção de células específicas de bibliotecas de cDNA 22,23. Gene knockdown técnicas, tais como interferência de RNA (RNAi) pode ser aplicado em cultura C. elegans células 1 e um método de marcação metabólica novo usando azido-açúcar como uma ferramenta para a descoberta de glicoproteína, foi recentemente desenvolvido para cultivados in vitro C. elegans células 24. Em conclusão, o método de cultura de células se expande a matriz of técnicas que podem ser aplicadas para a C. modelo elegans num esforço para decifrar a função do gene no contexto de um organismo vivo. Descrevemos aqui o protocolo para o cultivo C. elegans células embrionárias in vitro, que é em grande parte baseado no protocolo descrito primeiramente por Christiansen e colegas 1.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>REAGENTS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Peptone</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>90000-382</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Difco Agar Granulated</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>90000-784</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Tryptone</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>90000-284</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Yeast Extract</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>90000-724</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz's L-15 Medium (1x) Liquid</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11415-064</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16140-063</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-streptomycin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4333-100ML</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chitinase from Streptomyces Griseus</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C6137-25UN</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NA22 Escherichia coli</td>
			<td>Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut Lectin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L0881-10MG</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>57903-1KG</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-(+)Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>67528-1KG</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene glycol-bis (2-aminoethylether), N,N,N',N'- tetraacidic acid (EGTA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E0396-25G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hepes</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3375-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholesterol</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>57653-1KG</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9333-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C1016-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M8266-100G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M2643-500 g</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2HPO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P2222-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9791-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S8045-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P1767-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclaved distilled H2O</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>101-1000 &mu;l Blue Graduated Pipet Tips</td>
			<td>USA Scentific</td>
			<td>1111-2821</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml Sterilized Pipet Individually Wrapped</td>
			<td>USA Scentific</td>
			<td>1071-0810</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ergonomic Variable Volume (100-1000 &mu;l) Pipettor with tip ejector</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>89079-974</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Pipet Aid, Drummond</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>53498-103</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer Plastic Pipet Sterile</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>14670-114</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml Conical Tube</td>
			<td>USA Scentific</td>
			<td>1475-1611</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Conical Tube</td>
			<td>USA Scentific</td>
			<td>1500-1811</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile 18 gauge Needles</td>
			<td>Becton, Dickinson and Co.</td>
			<td>305196</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile 10 ml Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Co.</td>
			<td>305482</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Syringe Filters Corning 0,20 &mu;m pore size</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431224</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrodic 25 mm Syringe filter w/5 &mu;m versapor Membrane</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>28144-095</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60x15 mm Petri Dish Sterile</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>82050-548</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x15 mm Petri Dish Sterile</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>82050-912</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 mm Diameter Glass Coverslips</td>
			<td>VWR International Inc.</td>
			<td>48300-560</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Cell Culture Plates 24 Well Flat Bottom w/lid</td>
			<td>Thomas scientific</td>
			<td>6902A09</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5- Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge 5702</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>022629883</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar Flow Hood</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope with x10 objective</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambient air humidified Incubator</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for culturing embryonic c. elegans cells

C. elegans é um poderoso sistema de modelo, em que as técnicas genéticas e moleculares são facilmente aplicáveis. Até há pouco tempo, porém, as técnicas que requerem o acesso directo às células e o isolamento de tipos de células específicos, não pôde ser aplicada em C. elegans. Esta limitação foi devido ao facto de que os tecidos estão confinados dentro de uma cutícula pressurizado que não é facilmente digerida por tratamento com enzimas e / ou detergentes. Baseado no trabalho pioneiro por Laird Bloom, Christensen e seus colegas desenvolveram um método robusto para a cultura C. elegans células embrionárias em larga escala. Os ovos são isolados a partir de adultos grávidas por tratamento com lixívia / NaOH e subsequentemente tratado com quitinase para remover as cascas. As células embrionárias são, em seguida, dissociados por pipetagem manual e plaqueadas sobre substrato de vidro coberto, em meio enriquecido com soro. Dentro de 24 horas de celas de isolamento começam a diferenciar alterando a morfologia e expressando marke específico de célulars. C. elegans células cultivadas usando este método para sobreviver até duas semanas in vitro, e foram utilizados para electrofisiológico, imunoquímicos e de imagem, bem como as análises terem sido escolhidas e utilizadas para microsséries de perfilamento.

C. elegans células em cultura e diferenciar células expressam marcadores específicos Christensen e colegas usando a coloração azul de tripan demonstrou que&gt; 99% dos embrionário C. elegans células sobrevivem ao procedimento de isolamento. No dia 9, e 22 após o plaqueamento, 85% e 65%, respectivamente, estão ainda vivos 1. Isolada embrionário C. células elegans devem aderir a um substrato, a fim de se diferenciar. As células que não c...

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A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

Descrevemos aqui um protocolo revisto para a cultura em grande escala de embrionário C. elegans células. Embryonic C. elegans células cultivadas in vitro utilizando este método, parece diferenciar e recapitular a expressão de genes de uma forma específica de célula. As técnicas que necessitem de acesso directo para as células ou o isolamento de tipos específicos de células a partir de outros tecidos podem ser aplicadas em C. elegans células cultivadas.

Um Método para o cultivo embrionário<em&gt; C. elegans</em&gt; Células

C. elegans is a powerful model system, in which genetic and molecular techniques are easily applicable. Until recently though, techniques that require ...

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Research

JoVE Journal

Biology

A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

15.4K visualizações.  University of Miami.  Descrevemos aqui um protocolo revisto para a cultura em grande escala de embrionário C. elegans células. Embryonic C. elegans células cultivadas in vitro utilizando este método, parece diferenciar e recapitular a expressão de genes de uma forma específica de célula. As técnicas que necessitem de acesso directo para as células ou o isolamento de tipos específicos de células a partir de outros tecidos podem ser aplicadas em C. eleg...

Vídeo: A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Geração de transgênicos Estável C. elegans Usando microinjeção

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Biologia

Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson's Disease Genes

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations at risk. In the process of attempting to identify novel genetic factors associated with PD, scientists have generated many lists of candidate genes, polymorphisms, and proteins that represent important advances, but these leads remain mechanistically undefined. Our work is aimed toward significantly narrowing such lists by exploiting the advantages of a simple animal model system. While humans have billions of neurons, the microscopic roundworm Caenorhabditis elegans has precisely 302, of which only eight produce dopamine (DA) in hemaphrodites. Expression of a human gene encoding the PD-associated protein, alpha-synuclein, in C. elegans DA neurons results in dosage and age-dependent neurodegeneration.
Worms expressing human alpha-synuclein in DA neurons are isogenic and express both GFP and human alpha-synuclein under the DA transporter promoter (Pdat-1). The presence of GFP serves as a readily visualized marker for following DA neurodegeneration in these animals. We initially demonstrated that alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration could be rescued in these animals by torsinA, a protein with molecular chaperone activity 1. Further, candidate PD-related genes identified in our lab via large-scale RNAi screening efforts using an alpha-synuclein misfolding assay were then over-expressed in C. elegans DA neurons. We determined that five of seven genes tested represented significant candidate modulators of PD as they rescued alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration 2. Additionally, the Lindquist Lab (this issue of JoVE) has performed yeast screens whereby alpha-synuclein-dependent toxicity is used as a readout for genes that can enhance or suppress cytotoxicity. We subsequently examined the yeast candidate genes in our C. elegans alpha-synuclein-induced neurodegeneration assay and successfully validated many of these targets 3, 4.
Our methodology involves generation of a C. elegans DA neuron-specific expression vector using recombinational cloning of candidate gene cDNAs under control of the Pdat-1 promoter. These plasmids are then microinjected in wild-type (N2) worms, along with a selectable marker for successful transformation. Multiple stable transgenic lines producing the candidate protein in DA neurons are obtained and then independently crossed into the alpha-synuclein degenerative strain and assessed for neurodegeneration, at both the animal and individual neuron level, over the course of aging.

Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson&#039;s Disease Genes

This video demonstrates how to use C. elegans to assess dopaminergic neuron neurodegeneration as a model for Parkinson's disease. Furthermore, genetic screens are used to identify factors that either enhance degeneration or are neuroprotective.

Aplicação de um elegans dopamina C. Ensaio degeneração dos neurônios de Validação do Potencial Doença de Parkinson Genes

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations ...

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid generation time and short life span, easy and inexpensive maintenance, fully sequenced genome, and array of RNAi resources and mutant animals. Additionally, analysis of the C. elegans genome revealed a great similarity between worms and higher vertebrates, which suggests that research in worms could be an important adjunct to studies performed in whole mice or cultured cells. A powerful and important part of worm research is the ability to use transgenic animals to study gene localization and function. Transgenic animals can be created either via microinjection of the worm germline or through the use of biolistic bombardment. Bombardment is a newer technique and is less familiar to a number of labs. Here we describe a simple protocol to generate transgenic worms by biolistic bombardment with gold particles using the Bio-Rad PDS-1000 system. Compared with DNA microinjection into hermaphrodite germline, this protocol has the advantage of not requiring special skills from the operator with regards to identifying worm anatomy or performing microinjection. Further multiple transgenic lines are usually obtained from a single bombardment. Also in contrast to microinjection, biolistic bombardment produces transgenic animals with both extrachromosomal arrays and integrated transgenes. The ability to obtain integrated transgenic lines can avoid the use of mutagenic protocols to integrate foreign DNA. In conclusion, biolistic bombardment can be an attractive method for the generation of transgenic animals, especially for investigators not interested in investing the time and effort needed to become skilled at microinjection.

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

Transgenic worms are commonly used in C. elegans research. Described is a simple, yet effective, protocol to introduce transgenes into worms using biolistic bombardment with DNA-coated gold particles. The effort involved and results of bombardment compare favorably with microinjection for the generation of transgenic animals.

Geração de transgênicos C. elegans Por biobalística Transformação

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid ...

The Production of C. elegans Transgenes via Recombineering with the galK Selectable Marker

The creation of transgenic animals is widely utilized in C. elegans research including the use of GFP fusion proteins to study the regulation and expression pattern of genes of interest or generation of tandem affinity purification (TAP) tagged versions of specific genes to facilitate their purification. Typically transgenes are generated by placing a promoter upstream of a GFP reporter gene or cDNA of interest, and this often produces a representative expression pattern. However, critical elements of gene regulation, such as control elements in the 3' untranslated region or alternative promoters, could be missed by this approach. Further only a single splice variant can be usually studied by this means. In contrast, the use of worm genomic DNA carried by fosmid DNA clones likely includes most if not all elements involved in gene regulation in vivo which permits the greater ability to capture the genuine expression pattern and timing. To facilitate the generation of transgenes using fosmid DNA, we describe an E. coli based recombineering procedure to insert GFP, a TAP-tag, or other sequences of interest into any location in the gene. The procedure uses the galK gene as the selection marker for both the positive and negative selection steps in recombineering which results in obtaining the desired modification with high efficiency. Further, plasmids containing the galK gene flanked by homology arms to commonly used GFP and TAP fusion genes are available which reduce the cost of oligos by 50% when generating a GFP or TAP fusion protein. These plasmids use the R6K replication origin which precludes the need for extensive PCR product purification. Finally, we also demonstrate a technique to integrate the unc-119 marker on to the fosmid backbone which allows the fosmid to be directly injected or bombarded into worms to generate transgenic animals. This video demonstrates the procedures involved in generating a transgene via recombineering using this method.

The Production of C. elegans Transgenes via Recombineering with the galK Selectable Marker

The ability to produce transgenes for Caenorhabditis elegans using genomic DNA carried by fosmids is particularly attractive as all of the native regulatory elements are retained. Described is a simple and robust procedure for the production of transgenes via recombineering with the galK selectable marker.

Produção de C. elegans Transgenes via Recombineering com o GalK Marcador selecionável

The creation of transgenic animals is widely utilized in C. elegans research including the use of GFP fusion proteins to study the regulation and ...

Robust Generation of Hepatocyte-like Cells from Human Embryonic Stem Cell Populations

Despite progress in modelling human drug toxicity, many compounds fail during clinical trials due to unpredicted side effects. The cost of clinical studies are substantial, therefore it is essential that more predictive toxicology screens are developed and deployed early on in drug development (Greenhough et al 2010). Human hepatocytes represent the current gold standard model for evaluating drug toxicity, but are a limited resource that exhibit variable function. Therefore, the use of immortalised cell lines and animal tissue models are routinely employed due to their abundance. While both sources are informative, they are limited by poor function, species variability and/or instability in culture (Dalgetty et al 2009). Pluripotent stem cells (PSCs) are an attractive alternative source of human hepatocyte like cells (HLCs) (Medine et al 2010). PSCs are capable of self renewal and differentiation to all somatic cell types found in the adult and thereby represent a potentially inexhaustible source of differentiated cells. We have developed a procedure that is simple, highly efficient, amenable to automation and yields functional human HLCs (Hay et al 2008 ; Fletcher et al 2008 ; Hannoun et al 2010 ; Payne et al 2011 and Hay et al 2011). We believe our technology will lead to the scalable production of HLCs for drug discovery, disease modeling, the construction of extra-corporeal devices and possibly cell based transplantation therapies.

This article will focus on the generation of human hepatic endoderm from human embryonic stem cell populations.

Geração robusto de Hepatócito-like Células de populações humanas células-tronco embrionárias

Despite progress in modelling human drug toxicity, many compounds fail during clinical trials due to unpredicted side effects. The cost of clinical ...

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated tools and resources for studies in this system are facilitating continued discovery of genes with more subtle phenotypes or roles. 
Here we present a generalized protocol we adapted for identifying C. elegans genes with postembryonic phenotypes of interest using RNAi2. This procedure is easily modified to assay the phenotype of choice, whether by light or fluorescence optics on a dissecting or compound microscope. This screening protocol capitalizes on the physical assets of the organism and molecular tools the C. elegans research community has produced. As an example, we demonstrate the use of an integrated transgene that expresses a fluorescent product in an RNAi screen to identify genes required for the normal localization of this product in late stage larvae and adults. First, we used a commercially available genomic RNAi library with full-length cDNA inserts. This library facilitates the rapid identification of multiple candidates by RNAi reduction of the candidate gene product. Second, we generated an integrated transgene that expresses our fluorecently tagged protein of interest in an RNAi-sensitive background. Third, by exposing hatched animals to RNAi, this screen permits identification of gene products that have a vital embryonic role that would otherwise mask a post-embryonic role in regulating the protein of interest. Lastly, this screen uses a compound microscope equipped for single cell resolution.

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

We describe a sensitized method to identify postembryonic regulators of protein expression and localization in C. elegans using an RNAi-based genomic screen and an integrated transgene that expresses a functional, fluorescently tagged protein.

RNAi de triagem para identificar fenótipos pós-embrionário em C. elegans</em

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated ...

Preparation of Mouse Embryonic Fibroblast Cells Suitable for Culturing Human Embryonic and Induced Pluripotent Stem Cells

In general, human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs)1 can be cultured under variable conditions. However, it is not easy to establish an effective system for culturing these cells. Since the culture conditions can influence gene expression that confers pluripotency in hESCs and hiPSCs, the optimization and standardization of the culture method is crucial.
The establishment of hESC lines was first described by using MEFs as feeder cells and fetal bovine serum (FBS)-containing culture medium2. Next, FBS was replaced with knockout serum replacement (KSR) and FGF2, which enhances proliferation of hESCs3. Finally, feeder-free culture systems enable culturing cells on Matrigel-coated plates in KSR-containing conditioned medium (medium conditioned by MEFs)4. Subsequently, hESCs culture conditions have moved towards feeder-free culture in chemically defined conditions5-7. Moreover, to avoid the potential contamination by pathogens and animal proteins culture methods using xeno-free components have been established8.
To obtain improved conditions mouse feeder cells have been replaced with human cell lines (e.g. fetal muscle and skin cells9, adult skin cells10, foreskin fibroblasts11-12, amniotic mesenchymal cells13). However, the efficiency of maintaining undifferentiated hESCs using human foreskin fibroblast-derived feeder layers is not as high as that from mouse feeder cells due to the lower level of secretion of Activin A14. Obviously, there is an evident difference in growth factor production by mouse and human feeder cells.
Analyses of the transcriptomes of mouse and human feeder cells revealed significant differences between supportive and non-supportive cells. Exogenous FGF2 is crucial for maintaining self-renewal of hESCs and hiPSCs, and has been identified as a key factor regulating the expression of Tgf&beta;1, Activin A and Gremlin (a BMP antagonist) in feeder cells. Activin A has been shown to induce the expression of OCT4, SOX2, and NANOG in hESCs15-16.
For long-term culture, hESCs and hiPSCs can be grown on mitotically inactivated MEFs or under feeder-free conditions in MEF-CM (MEF-Conditioned Medium) on Matrigel-coated plates to maintain their undifferentiated state. Success of both culture conditions fully depends on the quality of the feeder cells, since they directly affect the growth of hESCs.
Here, we present an optimized method for the isolation and culture of mouse embryonic fibroblasts (MEFs), preparation of conditioned medium (CM) and enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) to assess the levels of Activin A within the media.

The quality of mouse embryonic fibroblasts (MEFs) is dictated by the right strain of mouse such as CF-1. Pluripotency-supportive MEFs and conditioned media (CM) obtained from these should contain optimal concentrations of Activin A, Gremlin and Tgf&beta;1 needed for the Activin/Nodal and FGF pathways to co-operatively maintain self-renewal and pluripotency.

Preparação de células embrionárias de camundongos Fibroblastos adequados para a cultura de células-tronco embrionárias humanas e pluripotentes induzidas

In general, human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs)1 can be cultured under variable conditions. However, it ...

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

The pancreas controls vital functions of our body, including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar levels1. Although in the past decade many studies have contributed to a solid foundation for understanding pancreatic organogenesis, important gaps persist in our knowledge of early pancreas formation2. A complete understanding of these early events will provide insight into the development of this organ, but also into incurable diseases that target the pancreas, such as diabetes or pancreatic cancer. Finally, this information will generate a blueprint for developing cell-replacement therapies in the context of diabetes.
 During embryogenesis, the pancreas originates from distinct embryonic outgrowths of the dorsal and ventral foregut endoderm at embryonic day (E) 9.5 in the mouse embryo3,4. Both outgrowths evaginate into the surrounding mesenchyme as solid epithelial buds, which undergo proliferation, branching and differentiation to generate a fully mature organ2,5,6. Recent evidences have suggested that growth and differentiation of pancreatic cell lineages, including the insulin-producing &beta;-cells, depends on proper tissue-architecture, epithelial remodeling and cell positioning within the branching pancreatic epithelium7,8. However, how branching morphogenesis occurs and is coordinated with proliferation and differentiation in the pancreas is largely unknown. This is in part due to the fact that current knowledge about these developmental processes has relied almost exclusively on analysis of fixed specimens, while morphogenetic events are highly dynamic.
 Here, we report a method for dissecting and culturing mouse embryonic pancreatic buds ex vivo on glass bottom dishes, which allow direct visualization of the developing pancreas (Figure 1). This culture system is ideally devised for confocal laser scanning microscopy and, in particular, live-cell imaging. Pancreatic explants can be prepared not only from wild-type mouse embryos, but also from genetically engineered mouse strains (e.g. transgenic or knockout), allowing real-time studies of mutant phenotypes. Moreover, this ex vivo culture system is valuable to study the effects of chemical compounds on pancreatic development, enabling to obtain quantitative data about proliferation and growth, elongation, branching, tubulogenesis and differentiation. In conclusion, the development of an ex vivo pancreatic explant culture method combined with high-resolution imaging provides a strong platform for observing morphogenetic and differentiation events as they occur within the developing mouse embryo.

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

Here, we describe a method for isolation, culture and manipulation of mouse embryonic pancreas. This represents an excellent ex vivo system for studying various aspects of pancreatic development, including morphogenesis, differentiation and growth. Pancreatic bud explants can be cultured for several days and used in a range of different applications, including whole-mount immunofluorescence and live imaging.

Um Sistema de<em&gt; Ex vivo</em&gt; A cultura de Pâncreas embrionárias

The pancreas controls vital functions of our body,  including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar  levels1. Although in the ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Básico<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Métodos: Sincronização e observação

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...