Gostaríamos de agradecer ao Instituto Nacional de Envelhecimento (K99/R00 AG055683 a JMR), ao Instituto George e Anne Ryan de Neurociência (EP, GC, JMR), à Faculdade de Farmácia da Universidade de Rhode Island (EP, GC, JMR) e a Konung Gustaf V:s och Drottning Victorias Frimurarestiftelse (JMR). Agradecemos à doutoranda Rebecca Senft, treinando com a professora Susan Dymecki, Departamento de Genética da Harvard Medical School, por nos apresentar o método de flutuação livre. Algumas imagens usadas na Figura 1 foram obtidas de fontes "livres para usar, compartilhar ou modificar, mesmo comercialmente": tubo de rato e microcentrífuga (Pixabay), cérebro de rato (Jonas Töle, Wikimedia Commons), seção de criostato e cérebro de rato (DataBase Center for Life Science, Wikimedia Commons), recipiente de vidro (OpenClipart, FreeSvg.org) e microscópio (Theresa Knott, Open Clip Art Library).

1. Preparação de tecidos para criosecção
<ol><li>Incorpore tecidos fixos em um molde de incorporação apropriado (ver Tabela de Materiais) para criar um bloco de amostra usando uma matriz de amostra apropriada (ver Tabela de Materiais) e congelar em gelo seco. Conservar os blocos de amostras a -80 °C até estarem prontos para a secção. NOTA: Os tecidos fixos são tipicamente preparados por perfusão de roedores adultos (aprox. 2,5 – 30 meses de idade) machos ou fêmeas (ratinho ou rato)34, de acordo com a autorização ética disponível, com um fixador adequado (por exemplo, formalina a 10%), seguido de tecidos pós-fixação no mesmo fixador durante 12 h a 4 °C, lavando os tecidos três vezes com 1x PBS, e colocar os tecidos em 15% e depois em 30% de sacarose em 1x PBS durante a noite ou até que os tecidos afundem35. Os pesquisadores podem tentar adaptar esse protocolo geral a diferentes estágios de desenvolvimento.</li>
</ol>2. Criosecção
<ol><li>Quando estiver pronto para a secção, aclimatete as amostras no criostato por pelo menos 1-2 h antes da secção para evitar a quebra do tecido.</li>
	<li>Usando um criostato, corte o tecido em seções (20-50 μm) e colete em inserções de 6 ou 12 poços (ver Tabela de Materiais) preenchidas com 1x solução de PBS. NOTA: Dependendo da espessura da seção, da quantidade de tecido a ser coletado e do número de inserções de poço usadas, cada poço conterá um número variável de seções que vão de aproximadamente 10 a 40 fatias para poço. Por exemplo, se um cérebro inteiro é seccionado a 40 μm, aproximadamente 18-24 seções serão coletadas em cada poço usando inserções de 12 poços. Além disso, seções de 20 μm podem ser um pouco difíceis de manusear, portanto, 40 μm são recomendados para coloração em massa (ver Discussão).</li>
</ol>3. Armazenando seções
<ol><li>Uma vez recolhidas, lave as seções com PBS 1x recém-preparado por 5 min. Repita 3 vezes.</li>
	<li>Transfira as seções para tubos de microcentrífuga de 2 mL preenchidos com 1-1,5 mL de solução de armazenamento (para 250 mL, misture 70 g de sacarose, 75 mL de etilenoglicol e leve ao volume com tampão fosfato 0,1 M).</li>
	<li>Conservar a -80 °C até estarem prontos para a coloração.</li>
</ol>4. Manchando o Dia I
<ol><li>Retire as amostras do congelador e equilibre-se à temperatura ambiente (RT) durante 10 - 20 min.</li>
	<li>Despeje seções em uma inserção de poço em uma placa de 6 poços para separar a solução de armazenamento das seções.</li>
	<li>Mova a inserção do poço para outro poço contendo aproximadamente 6 mL de 1x TBS. Lave 3 vezes com 1x TBS por 5 min cada em um agitador orbital usando baixa velocidade em RT.</li>
	<li>Enquanto as seções estão lavando, prepare 7 mL (por amostra) de uma solução de bloqueio-permeabilizante consistindo de 1x TBS com 0,3% de Triton X-100 e 3% de soro normal (por exemplo, soro de cavalo normal). Seções de bloco por 30 min em RT no agitador orbital, usando baixa velocidade. NOTA: O bloqueio com soros impede a ligação inespecífica de anticorpos ao tecido ou a receptores FC não específicos – recomenda-se um soro correspondente às espécies do anticorpo secundário, mas, se não estiver disponível, qualquer soro normal de uma espécie diferente do animal hospedeiro de anticorpos primários pode ser usado. O detergente Triton X-100 permite uma melhor penetração de anticorpos através da permeabilização do tecido.</li>
	<li>Preparar 1 ml por amostra de solução de anticorpos primários que consista em anticorpos primários selecionados (diluídos adequadamente) em 1x TBS com Triton X-100 a 0,3% e 1% de soro normal (ver Passo 4.4 Nota). Seções de transferência do poço inseridas em um tubo de microcentrífuga de 2 mL contendo solução de anticorpos primários para se ligar ao(s) antígeno(s) de interesse. NOTA: Múltiplos anticorpos primários podem ser usados (gerados em diferentes espécies hospedeiras).</li>
	<li>Coloque um tubo de microcentrífuga de 2 mL com seções em um misturador rotativo usando baixa velocidade (por exemplo, velocidade 7 rpm) e incube durante a noite por 12-16 h a 4 °C.</li>
</ol>5. Manchar o Dia II
<ol><li>No dia seguinte, despeje seções em um poço inserido em uma placa de 6 poços para separar as seções da solução primária de anticorpos. NOTA: A solução de anticorpos pode ser recolhida e reutilizada; adicionar 0,02% (p/v) de azida de sódio para inibir o crescimento microbiano.</li>
	<li>Lavar as secções 3 vezes com 1x TBS no RT (30 s para as primeiras 2 lavagens e 10 min para a lavagem final).</li>
	<li>Preparar 1 ml por amostra de solução de anticorpos secundários que consista em anticorpo secundário apropriado (diluído em conformidade) em 1x TBS com Triton X-100 a 0,3% e soro normal a 1% (solução de escudo da luz). NOTA: A marcação indireta com um anticorpo secundário conjugado amplifica o sinal e permite a visualização colorimétrica ou fluorescente do alvo da proteína.</li>
	<li>Transfira as seções para um tubo de microcentrífuga de 2 mL contendo solução de anticorpos secundários. Incubar por 2 h em RT em agitador orbital usando baixa velocidade (solução de escudo da luz).</li>
	<li>Despeje seções em uma inserção de poço em uma placa de 6 poços para separar as seções da solução secundária de anticorpos.</li>
	<li>Continuando a proteger as amostras da luz, lave 2 vezes com 1x TBS por 30 s no RT. Em seguida, lave por 15 min em 1x TBS, adicione DAPI (1-0,1 μg / ml), se desejar.</li>
</ol>6. Montagem
<ol><li>Despeje seções em uma câmara histológica retangular de vidro preenchida três quartos com 1x TBS.</li>
	<li>Submerja um slide de vidro no 1x TBS e use um pincel fino para persuadir as seções em direção ao slide.</li>
	<li>Toque suavemente nas seções no slide, certificando-se de que não haja rugas ou dobras.</li>
	<li>Repita até que todas as seções sejam montadas no(s) slide(s). NOTA: Quando um cérebro inteiro, por exemplo, é seccionado a 40 μm, coletado em inserções de 12 poços com uma alíquota contendo 18-24 seções; fatias são normalmente montadas em 1-2 slides, mas menos seções também podem ser montadas por slide, dependendo da preferência do pesquisador.</li>
</ol>7. Deslizamento da tampa
<ol><li>Depois que as seções forem secas na(s) lâmina(s), cerca de 10-15 minutos no RT ou até que as seções pareçam opacas (lembre-se de proteger as lâminas da luz), aplique um meio de montagem aquoso apropriado (endurecimento ou não endurecimento). O antidesbotamento é preferido se estiver usando um anticorpo secundário conjugado fluorescente. NOTA: A qualidade de fluorescência pode ser menor ao usar um meio de montagem de endurecimento, mas as lâminas devem durar mais tempo.</li>
	<li>Usando uma pinça, coloque uma tampa em cima do meio. Cubra com papel de filtro e pressione firmemente para remover o excesso de meio de montagem. NOTA: Se estiver usando um suporte sem endurecimento, pinte as bordas da tampa deslizante com esmalte de unhas transparente para selar.</li>
	<li>Seções de imagem usando um microscópio apropriado. Conservar numa caixa de deslizamento escura a 4 °C. NOTA: As seções podem ser fotografadas usando uma variedade de microscópios, como varredura a laser confocal e fluorescência de campo largo invertida ou vertical, em ampliações (por exemplo, 10x, 20x, 40x) com base nas necessidades do pesquisador.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Childs, G. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathobiology+of+Human+Disease.+Part+IV:+Techniques+in+Experimental+Pathology.">Pathobiology of Human Disease. Part IV: Techniques in Experimental Pathology.</a> Journal of Experimental Medicine. 381923, 3775-3796 (2014).</li><li>Coons, A. H., Creech, H. J., Jones, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunological+Properties+of+an+Antibody+Containing+a+Fluorescent+Group.">Immunological Properties of an Antibody Containing a Fluorescent Group.</a> Experimental Biology and Medicine. 47 (2), 200-202 (1941).</li><li>Goldman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibodies:+indispensable+tools+for+biomedical+research.">Antibodies: indispensable tools for biomedical research.</a> Trends in Biochemical Sciences. 25 (12), 593-595 (2000).</li><li>Taylor, S. N., Harlow, E. D., Lane, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+Antibodies:+A+Laboratory+Manual.">Using Antibodies: A Laboratory Manual.</a> The Quarterly Review of Biology. 74 (3), 374 (1999).</li><li>Towbin, H., Staehelin, T., Gordon, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophoretic+transfer+of+proteins+from+polyacrylamide+gels+to+nitrocellulose+sheets:+procedure+and+some+applications.">Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications.</a> Proceedings of the NationalAcademy of Sciences. 76 (9), 4350-4354 (1979).</li><li>Hermersd&#246;rfer, H., Beesley, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Immunocytochemistry. A Practical Approach. 38 (3), 348-348 (1994).</li><li>Schacht, V., Kern, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basics+of+Immunohistochemistry.">Basics of Immunohistochemistry.</a> Journal of Investigative Dermatology. 135 (3), 1-4 (2015).</li><li>Coons, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+Review+of+Cytology.">International Review of Cytology.</a> International Review of Cytology. 5, 1-23 (1956).</li><li>Mepham, B. L., Britten, K. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunostaining+Methods+for+Frozen+and+Paraffin+Sections.">Immunostaining Methods for Frozen and Paraffin Sections.</a> Lymphoproliferative Diseases. , 187-211 (1990).</li><li>Duraiyan, J., Govindarajan, R., Kaliyappan, K., Palanisamy, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+immunohistochemistry.">Applications of immunohistochemistry.</a> Journal of Pharmacy &amp; Bioallied Sciences. 4, 307-309 (2012).</li><li>Li, A., Yang, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+in+Molecular+Biology.">Methods in Molecular Biology.</a> Methods in Molecular Biology. 2108, 43-55 (2020).</li><li>H&#246;kfelt, T., Fuxe, K., Goldstein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+Immunohistochemistry+to+Studies+on+Monoamine+Cell+Systems+with+Special+Reference+To+Nervous+Tissues.">Applications of Immunohistochemistry to Studies on Monoamine Cell Systems with Special Reference To Nervous Tissues.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 254, 407-432 (1975).</li><li>Okaty, B. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single-cell+transcriptomic+and+anatomic+atlas+of+mouse+dorsal+raphe+Pet1+neurons.">A single-cell transcriptomic and anatomic atlas of mouse dorsal raphe Pet1 neurons.</a> bioRxiv. , (2020).</li><li>Koenig, H., Groat, R. A., Windle, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Physiological+Approach+to+Perfusion-Flxation+of+Tissues+with+Formalin.">A Physiological Approach to Perfusion-Flxation of Tissues with Formalin.</a> Stain Technology. 20 (1), 13-22 (1945).</li><li>Jamur, M. C., Oliver, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fixatives+for+immunostaining.">Cell fixatives for immunostaining.</a> Methods in Molecular Biology. 588, 55-61 (2010).</li><li>van der Loos, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+focus+on+fixation.">A focus on fixation.</a> Biotechnic &amp; Histochemistry. 82 (3), 141-154 (2007).</li><li>Canene-Adams, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue+for+immunohistochemistry.">Preparation of formalin-fixed paraffin-embedded tissue for immunohistochemistry.</a> Methods in Enzymology. 533, 225-233 (2013).</li><li>Bachman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistochemistry+on+freely+floating+fixed+tissue+sections.">Immunohistochemistry on freely floating fixed tissue sections.</a> Methods in Enzymology. 533, 207-215 (2013).</li><li>Sundquist, S. J., Nisenbaum, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+Fos:+rapid+protocols+for+single-+and+double-labeling+c-Fos+immunohistochemistry+in+fresh+frozen+brain+sections.">Fast Fos: rapid protocols for single- and double-labeling c-Fos immunohistochemistry in fresh frozen brain sections.</a> Journal of Neuroscience Methods. 141 (1), 9-20 (2005).</li><li>Bertheau, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variability+of+immunohistochemical+reactivity+on+stored+paraffin+slides.">Variability of immunohistochemical reactivity on stored paraffin slides.</a> Journal of Clinical Pathology. 51 (5), 370-374 (1998).</li><li>Blind, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antigenicity+testing+by+immunohistochemistry+after+tissue+oxidation.">Antigenicity testing by immunohistochemistry after tissue oxidation.</a> Journal ofClinical Pathology. 61 (1), 79-83 (2007).</li><li>Desmet, V. J., Krstulovi&#263;, B., Damme, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histochemical+study+of+rat+liver+in+alpha-naphthyl+isothiocyanate+(ANIT)+induced+cholestasis.">Histochemical study of rat liver in alpha-naphthyl isothiocyanate (ANIT) induced cholestasis.</a> The American Journal of Pathology. 52 (2), 401-421 (1968).</li><li>Bulmer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Histochemistry+of+Ovarian+Macrophages+in+the+Rat.">The Histochemistry of Ovarian Macrophages in the Rat.</a> Journal of Anatomy. 98, 313-319 (1964).</li><li>L&#246;nnerholm, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histochemical+Demonstration+of+Carbonic+Anhydrase+Activity+in+the+Human+Kidney.">Histochemical Demonstration of Carbonic Anhydrase Activity in the Human Kidney.</a> Acta Physiologica Scandinavica. 88 (4), 455-468 (1973).</li><li>Ronnekleiv, O. K., Naylor, B. R., Bond, C. T., Adelman, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+Immunohistochemistry+for+Gonadotropin-Releasing+Hormone+(GnRH)+and+Pro-GnRH,+and+in+Situ+Hybridization+for+GnRH+Messenger+Ribonucleic+Acid+in+Rat+Brain.">Combined Immunohistochemistry for Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) and Pro-GnRH, and in Situ Hybridization for GnRH Messenger Ribonucleic Acid in Rat Brain.</a> Molecular Endocrinology. 3 (2), 363-371 (1989).</li><li>Nadelhaft, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sessile+drop+method+for+immunohistochemical+processing+of+unmounted+sections+of+nervous+tissue.">The sessile drop method for immunohistochemical processing of unmounted sections of nervous tissue.</a> Journal of Histochemistry &amp; Cytochemistry. 32 (12), 1344-1346 (1984).</li><li>Wainer, B. H., Rye, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+horseradish+peroxidase+tracing+combined+with+localization+of+choline+acetyltransferase+immunoreactivity.">Retrograde horseradish peroxidase tracing combined with localization of choline acetyltransferase immunoreactivity.</a> Journal of Histochemistry &amp; Cytochemistry. 32 (4), 439-443 (1984).</li><li>Piekut, D. T., Casey, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Penetration+of+immunoreagents+in+Vibratome-sectioned+brain:+a+light+and+electron+microscopic+study.">Penetration of immunoreagents in Vibratome-sectioned brain: a light and electron microscopic study.</a> Journal of Histochemistry &amp; Cytochemistry. 31 (5), 669-674 (1983).</li><li>Cowan, R. L., Wilson, C. J., Emson, P. C., Heizmann, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parvalbumin-containing+gabaergic+interneurons+in+the+rat+neostriatum.">Parvalbumin-containing gabaergic interneurons in the rat neostriatum.</a> The Journal of Comparative Neurology. 302 (2), 197-205 (1990).</li><li>Kjell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+Imatinib+Treatment+for+Acute+Spinal+Cord+Injury:+Functional+Recovery+and+Serum+Biomarkers.">Delayed Imatinib Treatment for Acute Spinal Cord Injury: Functional Recovery and Serum Biomarkers.</a> Journal of Neurotrauma. 32 (21), 1645-1657 (2015).</li><li>Sterky, F. H., Lee, S., Wibom, R., Olson, L., Larsson, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+mitochondrial+transport+and+Parkin-independent+degeneration+of+respiratory+chain-deficient+dopamine+neurons+in+vivo.">Impaired mitochondrial transport and Parkin-independent degeneration of respiratory chain-deficient dopamine neurons in vivo.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (31), 12937-12942 (2011).</li><li>Watson, R. E., Wiegand, S. J., Clough, R. W., Hoffman, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+cryoprotectant+to+maintain+long-term+peptide+immunoreactivity+and+tissue+morphology.">Use of cryoprotectant to maintain long-term peptide immunoreactivity and tissue morphology.</a> Peptides. 7 (1), 155-159 (1986).</li><li>Estrada, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Long-Term+Cryostorage+of+Brain+Tissue+Sections+for+Quantitative+Histochemistry.">Evaluation of Long-Term Cryostorage of Brain Tissue Sections for Quantitative Histochemistry.</a> The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 65 (3), 153-171 (2017).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Griffiths, G., McDowall, A., Back, R., Dubochet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+preparation+of+cryosections+for+immunocytochemistry.">On the preparation of cryosections for immunocytochemistry.</a> Journal of Ultrastructure Research. 89 (1), 65-78 (1984).</li><li>Capelozzi, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Papel+da+imuno-histoqu&#237;mica+no+diagn&#243;stico+do+c&#226;ncer+de+pulm&#227;o.">Papel da imuno-histoqu&#237;mica no diagn&#243;stico do c&#226;ncer de pulm&#227;o.</a> Jornal Brasileiro de Pneumologia. 35 (4), 375-382 (2009).</li><li>Burry, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Immunocytochemistry. , 65-77 (2009).</li><li>Grabinski, T. M., Kneynsberg, A., Manfredsson, F. P., Kanaan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+combining+RNAscope+in+situ+hybridization+with+immunohistochemistry+in+thick+free-floating+brain+sections+and+primary+neuronal+cultures.">A method for combining RNAscope in situ hybridization with immunohistochemistry in thick free-floating brain sections and primary neuronal cultures.</a> PloS one. 10 (3), 0120120 (2015).</li><li>Warr, W. B., de Olmos, J. S., Heimer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Tract-Tracing Methods. , 207-262 (1981).</li><li>Alvarez-Buylla, A., Ling, C. Y., Kirn, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cresyl+violet:+A+red+fluorescent+Nissl+stain.">Cresyl violet: A red fluorescent Nissl stain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 33 (23), 129-133 (1990).</li></ol>

Nada a divulgar

A imuno-histoquímica (IHC) é uma técnica versátil que se tornou crucial na identificação da expressão e localização de proteínas dentro de seções de tecidos. Este ensaio é usado em toda a comunidade científica para entender melhor as características do tecido em todos os estágios da função normal para os estados de doença. A IHC é empregada em uma variedade de campos, desde o diagnóstico clínico de doenças como o câncer até as descobertas iniciais em pesquisas pré-clínicas10,3...

A imunocoloração é uma prática de pesquisa popular que começou há 130 anos com a descoberta de anticorpos séricos em 1890 por Von Behring1. Durante o início doséculo 20, corantes foram ligados a antígenos e, posteriormente, a anticorpos como forma de quantificar e visualizar reações1, e em 1941 Albert Coons desenvolveu os primeiros marcadores de anticorpos fluorescentes, uma descoberta que revolucionou a microscopia de luz 2,3. O termo "imunocoloração" engloba muitas técnicas que vêm sendo desenvolvidas utilizando esse princípio, incluindo Western blot, citometria de fluxo, ELISA, imunocitoquímica e imuno-histoquímica 3,4. Western blot detecta a presença de proteínas específicas de extratos de tecidos ou células5. As proteínas são separadas por tamanho usando eletroforese em gel, transferidas para uma membrana e sondadas usando anticorpos. Esta técnica indica a presença de proteína e quanta proteína está presente; no entanto, não revela qualquer informação sobre a localização da proteína dentro de células ou tecidos. Outro método, a imunocitoquímica (ICC), marca proteínas dentro das células, tipicamente células cultivadas in vitro. O ICC mostra tanto a expressão quanto a localização de proteínas dentro dos compartimentos celulares6. Para detectar e visualizar uma proteína específica no nível do tecido, a imuno-histoquímica (IHC) é utilizada.
A IHC é um método que os pesquisadores utilizam para atingir antígenos específicos dentro do tecido, aproveitando as propriedades químicas do sistema imunológico 7,8. Ao gerar anticorpos primários e secundários específicos ligados a uma enzima ou a um corante fluorescente, antígenos de interesse podem ser marcados e revelados na maioria dos tecidos (conforme revisado em Mepham e Britten)9. O termo "imuno-histoquímica" por si só não especifica o método de marcação que é usado para revelar o antígeno de interesse; assim, essa terminologia é frequentemente combinada com a técnica de detecção para delinear claramente o método de marcação: imuno-histoquímica cromogênica (CIH) para indicar quando o anticorpo secundário é conjugado a uma enzima, como a peroxidase; ou IHC fluorescente para indicar quando o anticorpo secundário é conjugado a um fluoróforo, como isotiocianato de fluoresceína (FITC) ou tetrametilrodamina (TRITC). A seletividade da IHC permite que clínicos e pesquisadores visualizem a expressão e a distribuição de proteínas pelos tecidos, em vários estados de saúde e doença10. No campo clínico, a IHC é comumente usada para diagnosticar o câncer, bem como para determinar diferenças em vários tipos de câncer. A IHC também tem sido usada para confirmar diferentes tipos de infecções microbianas dentro do corpo, como a hepatite B ou C11. Na pesquisa biomédica, a IHC é frequentemente usada para mapear a expressão de proteínas nos tecidos e é importante na identificação de proteínas anormais observadas em estados de doença. Por exemplo, a neurodegeneração é frequentemente acompanhada pelo acúmulo de proteínas anormais no cérebro, como placas Αβ e emaranhados neurofibrilares na doença de Alzheimer. Modelos animais são frequentemente desenvolvidos para imitar esses estados patológicos, e a IHC é um método que os pesquisadores utilizam para localizar e quantificar as proteínas de interesse10,12,13. Por sua vez, podemos aprender mais sobre as causas dessas doenças e as complicações que surgem com elas.
Há muitas etapas envolvidas na realização da IHC. Primeiro, o tecido de interesse é coletado e preparado para coloração. Indiscutivelmente, a maioria dos pesquisadores prepara amostras de tecido fixo, sendo ótima a perfusão do fixador via sistema circulatório, pois preserva a morfologia14,15. A pós-fixação de amostras de tecido também pode ser utilizada, mas pode produzir resultados abaixo do ideal16. Os fixadores de reticulação, como o formaldeído, atuam criando ligações químicas entre proteínas no tecido17. O tecido fixo é então cortado em camadas ou seções muito finas usando um micrótomo, com muitos pesquisadores preferindo coletar seções congeladas usando um criostato. A partir daí, o tecido é coletado e montado diretamente em uma lâmina de microscópio (método montado em lâmina) ou suspenso em uma solução (método de flutuação livre), como solução salina tamponada com fosfato (PBS)18. O método de coleta utilizado é predeterminado com base nas necessidades do pesquisador, com cada um desses dois métodos apresentando suas próprias vantagens e desvantagens.
O método montado em lâmina é de longe o mais comumente usado, com um benefício importante sendo que seções muito finas (10-14 μm) podem ser preparadas, o que é importante, por exemplo, para investigar interações proteína-proteína. Há também um manuseio mínimo do espécime, o que diminui o dano potencial à integridade estrutural do tecido19. Os pesquisadores costumam usar essa técnica com tecido fresco congelado (tecido que é imediatamente congelado usando gelo seco, isopentano, etc.), o que é muito delicado em comparação com o tecido fixo e muito cuidado para evitar o descongelamento da amostra precisa ser coletado. Outra vantagem de usar seções montadas em deslizamento é que grandes volumes de soluções para coloração geralmente não são necessários4. Assim, os pesquisadores podem usar uma quantidade menor de anticorpos caros ou outros produtos químicos para completar a mancha. Além disso, é possível montar seções de vários grupos experimentais diferentes no mesmo slide, o que pode ser vantajoso, especialmente durante a aquisição da imagem. Por outro lado, existem algumas desvantagens de usar seções montadas em lâmina, mais notavelmente que a seção de tecido é aderida à lâmina, restringindo assim a penetração de anticorpos a um lado da seção, o que limita a espessura da seção e a representação 3D do tecido. Também pode acontecer que, durante as lavagens, as bordas do tecido e seções inteiras possam se desprender da lâmina, tornando inútil todo o experimento. Além disso, a IHC geralmente tem que ser realizada de forma relativamente rápida ao usar a abordagem montada em lâmina para evitar a degradação do epítopo do antígeno 20,21 com lâminas não processadas normalmente armazenadas a -20 ou -80 °C, muitas vezes cobertas e armazenadas horizontalmente ou em caixas de lâmina, resultando em uma pegada de armazenamento relativamente grande. Por fim, a técnica montada em lâminas também pode ser demorada se os pesquisadores precisarem lidar com um grande número de lâminas para processar um grande número de seções de tecido.
Devido a alguns desses desafios usando o método montado em slide, uma modificação chamada método de flutuação livre tornou-se uma alternativa popular. Essa técnica entrou na literatura nas décadas de 1960-702,23,24, ganhando popularidade na década de 1980 25,26,27,28,29, e hoje é um método bem estabelecido que envolve a realização da coloração nas seções coletadas em suspensão, em vez de aderir a um slide 12,30,31 . O método de flutuação livre não é recomendado quando as secções teciduais são inferiores a 20 μm; no entanto, em nossa experiência, é a abordagem de escolha quando seções mais espessas (40-50 μm) devem ser coradas. Um benefício distinto é que os anticorpos podem penetrar em seções flutuantes livres de todos os ângulos e gerar menos coloração de fundo devido a uma lavagem mais eficaz, resultando em melhor sinalização ao fazer imagens. Além disso, as seções são montadas nas lâminas após o processamento, eliminando assim a possibilidade de descolamento tecidual, bem como diminuindo o tempo de ocupação do criostato. O método de flutuação livre também pode ser muito menos trabalhoso, especialmente para estudos biomédicos em larga escala. Por exemplo, é possível manchar muitas (18-40) seções da mesma amostra juntas no mesmo poço, o que economiza tempo na realização das etapas de lavagem e incubação de anticorpos. Além disso, uma vez que um número maior (12-16) de seções pode ser montado por slide usando essa abordagem, muitas vezes é mais conveniente e mais rápido para o pesquisador visualizar e visualizar seções de imagem. Notavelmente, durante a montagem de fatias de tecido nas lâminas, as seções podem ser anexadas e destacadas até que a orientação desejada seja obtida. Os pesquisadores também costumam usar concentrações ligeiramente mais baixas de anticorpos usando o método de flutuação livre e, como as incubações são realizadas em tubos de microcentrífuga, os anticorpos podem ser facilmente coletados e preservados com azida de sódio para reutilização (ver Etapa 5.1). Outra vantagem é que as seções podem ser armazenadas diretamente a -80 °C em pequenos tubos de microcentrífuga com solução crioprotetora32, minimizando assim o espaço de armazenamento e maximizando a longevidade das amostras33. Uma desvantagem de usar essa técnica é que as seções são muito manuseadas e, portanto, estão aptas a danos. Isso, no entanto, pode ser mitigado usando baixas velocidades de agitação e rotação, bem como treinando adequadamente os pesquisadores sobre como transferir as amostras e montar as seções nos slides.
Em conjunto, o IHC é uma ferramenta estabelecida e essencial para visualizar e localizar a expressão de proteínas nos campos de pesquisa clínica e biomédica. A IHC flutuante livre é um método eficiente, flexível e econômico, especialmente na realização de estudos histológicos em larga escala. Aqui, apresentamos um protocolo confiável de IHC fluorescente flutuante livre para a comunidade científica que pode ser adaptado de acordo com a IHC cromogênica e outras colorações, como hematoxilina e eosina ou coloração violeta cresil.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>12-well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear nail polish</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D9542</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding molds</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1841</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene glycol</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formalin solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SF98-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horse serum, heat inactivated</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>26050088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slide boxes</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>71370</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectangular Coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393-081</td>
			<td>24 x 50 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectangular staining dish</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>70312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round artist paintbrush #2</td>
			<td>Princeton Select Series</td>
			<td>3750R</td>
			<td>Brand not important</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibody</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen matrix for embedding</td>
			<td>OCT Tissue-Tek, Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stain tray &#8211; slide staining system</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>71396-B</td>
			<td>Use dark lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost Plus Micro Slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48311-703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TBS</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>X100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectashield antifade mounting medium</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Non-hardening</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Well inserts for 12-well plates</td>
			<td>Corning Netwells</td>
			<td>3477</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Well inserts for 6-well plates</td>
			<td>Corning Netwells</td>
			<td>3479</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whatman filter paper</td>
			<td>Millapore-Sigma</td>
			<td>WHA1440042</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

histological-based stainings using free-floating tissue sections

A imuno-histoquímica é uma técnica amplamente utilizada para visualizar estruturas teciduais específicas, bem como a expressão e localização de proteínas. Duas abordagens alternativas são amplamente utilizadas para lidar com as seções de tecido durante o procedimento de coloração, uma abordagem consiste em montar as seções diretamente em lâminas de vidro, enquanto uma segunda abordagem, a flutuação livre, permite que as seções fixas sejam mantidas e manchadas enquanto suspensas em solução. Embora as abordagens de montagem em lâmina e flutuação livre possam produzir resultados semelhantes, a técnica de flutuação livre permite uma melhor penetração de anticorpos e, portanto, deve ser o método de escolha quando seções mais espessas devem ser usadas para reconstrução 3D dos tecidos, por exemplo, quando o foco do experimento é obter informações sobre projeções dendríticas e axonais em regiões cerebrais. Além disso, uma vez que as seções são mantidas em solução, uma única alíquota pode facilmente acomodar 30 a 40 seções, cujo manuseio é menos trabalhoso, particularmente em estudos biomédicos em larga escala. Aqui, ilustramos como aplicar o método de flutuação livre à coloração imuno-histoquímica fluorescente, com um foco importante em seções cerebrais. Também discutiremos como a técnica de flutuação livre pode ser facilmente modificada para atender às necessidades individuais dos pesquisadores e adaptada a outros tecidos, bem como a outras colorações histoquímicas, como hematoxilina e eosina e violeta cresil, desde que as amostras de tecido sejam adequadamente fixadas, tipicamente com paraformaldeído ou formalina.

O esquema geral do uso do método de flutuação livre para realizar um ensaio imuno-histoquímico fluorescente é ilustrado na Figura 1. Um exemplo representativo de IHC fluorescente usando o método de flutuação livre no cérebro de camundongos examinando a expressão da proteína ácida fibrilar glial (GFAP) é mostrado na Figura 2 em ampliação mais baixa e maior para ilustrar a qualidade geral da coloração. Essa abordagem também é apropriada para rev...

Watch this Scientific Journal Video about Histological-Based Stainings Using Free-Floating Tissue Sections at JoVE.com

Histological-Based Stainings Using Free-Floating Tissue Sections

A técnica de flutuação livre permite que os pesquisadores realizem colorações histológicas, incluindo imuno-histoquímica em seções de tecido fixas para visualizar estruturas biológicas, tipo de célula e expressão e localização de proteínas. Esta é uma técnica histoquímica eficiente e confiável que pode ser útil para investigar uma infinidade de tecidos, como cérebro, coração e fígado.

Coloração histológica usando seções de tecido flutuantes livres

Immunohistochemistry is a widely used technique to visualize specific tissue structures as well as protein expression and localization. Two alternative ...

histological-based-stainings-using-free-floating-tissue-sections

Research

JoVE Journal

Biology

17.7K visualizações.  University of Rhode Island. A técnica de flutuação livre permite que os pesquisadores realizem colorações histológicas, incluindo imuno-histoquímica em seções de tecido fixas para visualizar estruturas biológicas, tipo de célula e expressão e localização de proteínas. Esta é uma técnica histoquímica eficiente e confiável que pode ser útil para investigar uma infinidade de tecidos, como cérebro, coração e fígado.

Vídeo: Histological-Based Stainings Using Free-Floating Tissue Sections

Immunohistochemistry: Paraffin Sections Using the Vectastain ABC Kit from Vector Labs

Immunohistochemistry (IHC) is a valuable technique utilized to localize/visualize protein expression in a mounted tissue section using specific antibodies. There are two methods: the direct and indirect method. In this experiment, we will only describe the use of indirect IHC staining. Indirect IHC staining utilizes highly specific primary and biotin-conjugated secondary antibodies. Primary antibodies are utilized to discretely identify proteins of interest by binding to a specific epitope, while secondary antibodies subtract for non-specific background staining and amplify signal by forming complexes to the primary antibody. Slides can either be generated from frozen sections, or paraffin embedded sections mounted on glass slides. In this protocol, we discuss the preparation of paraffin-embedded sections by dewaxing, hydration using an alcohol gradient, heat induced antigen retrieval, and blocking of endogenous peroxidase activity and non-specific binding sites. Some sections are then stained with antibodies specific for T cell marker CD8 and while others are stained for tyrosine hydroxylase. The slides are subsequently treated with appropriate secondary antibodies conjugated to biotin, then developed utilizing avidin-conjugated horseradish peroxidase (HRP) with Diaminiobenzidine (DAB) as substrate. Following development, the slides are counterstained for contrast, and mounted under coverslips with permount. After adequate drying, these slides are then ready for imaging.

Imuno-histoquímica: Seções de parafina Usando o Kit de Vectastain ABC Vector Labs

Immunohistochemistry (IHC) is a valuable technique utilized to localize/visualize protein expression in a mounted tissue section using specific ...

Biologia

Immunohistochemistry on Paraffin Sections of Mouse Epidermis Using Fluorescent Antibodies

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, suprabasal, and stratum corneum layers. The precise localization within the epidermis of a particular protein lends clues toward its functional role within the epidermis. In this chapter, we describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory. Paraffin sections generally provide much better morphology, hence, superior results and photographs; however, not all antibodies will work with the harsh fixation and treatment involved in their processing. Therefore, the protocol for frozen sectioning is also included. Within paraffin sectioning, two fixation protocols are described (Bouin's and paraformaldehyde); the choice of fixative will be directly related to the antibody specifications and may require another fixing method.

We describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory.

Imuno-histoquímica em parafina da epiderme do rato utilizando anticorpos fluorescentes

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, ...

Rapid Genotyping of Mouse Tissue Using Sigma's Extract-N-Amp Tissue PCR Kit

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is determined. Conventional preparation of tissues for PCR-ready DNA often take several hours to days, depending on the tissue sample. The genotype of the sample may thus be delayed for several days, which is not an option for many different types of experiments. Here we demonstrate the complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR Kit. First, we demonstrate the fifteen-minute extraction of DNA from the tissue sample. Then, we demonstrate the real time read-out of the PCR amplification of the sample, which allows for the identification of a positive sample as it is being amplified. Together, the rapid extraction and real-time readout allow for a prompt identification of genotype of a variety different types of tissues through the reliable method of PCR.

Rapid Genotyping of Mouse Tissue Using Sigma&#039;s Extract-N-Amp Tissue PCR Kit

The complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, is done in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR kit.

A genotipagem rápida de tecido Mouse Usando Extract-N-Amp Tissue Sigma PCR Kit

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is ...

Actin Co-Sedimentation Assay; for the Analysis of Protein Binding to F-Actin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates tension and helps maintains cellular shape.  Although the actin cytoskeleton is a rigid structure, it is a dynamic structure that is constantly remodeling.  A number of proteins can bind to the actin cytoskeleton.  The binding of a particular protein to F-actin is often desired to support cell biological observations or to further understand dynamic processes due to remodeling of the actin cytoskeleton. The actin co-sedimentation assay is an in vitro assay routinely used to analyze the binding of specific proteins or protein domains with F-actin.  The basic principles of the assay involve an incubation of the protein of interest (full length or domain of) with F-actin, ultracentrifugation step to pellet F-actin and analysis of the protein co-sedimenting with F-actin.  Actin co-sedimentation assays can be designed accordingly to measure actin binding affinities and in competition assays.

Proteins bind to filamentous actin (F-actin) through distinct actin binding modules. In this video we demonstrate the procedure of actin co-sedimentation, which is an in vitro assay routinely used to analyze proteins or specific domains that bind F-actin.

Actina Ensaio Co Sedimentação; para a Análise da proteína de ligação a F-Actina

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

Seções incluído em parafina e congelados de Drosophila Músculos Adulto

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) using Drosophila tissue

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at different developmental stages. Epigenetic regulation contributes to a broad spectrum of biological processes, including cellular differentiation during embryonic development and homeostasis in adulthood. A critical strategy in epigenetic studies is to examine how various histone modifications and chromatin factors regulate gene expression. To address this, Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) is used widely to obtain a snapshot of the association of particular factors with DNA in the cells of interest.
ChIP technique commonly uses cultured cells as starting material, which can be obtained in abundance and homogeneity to generate reproducible data. However, there are several caveats: First, the environment to grow cells in Petri dish is different from that in vivo, thus may not reflect the endogenous chromatin state of cells in a living organism. Second, not all types of cells can be cultured ex vivo. There are only a limited number of cell lines, from which people can obtain enough material for ChIP assay.
Here we describe a method to do ChIP experiment using Drosophila tissues. The starting material is dissected tissue from a living animal, thus can accurately reflect the endogenous chromatin state. The adaptability of this method with many different types of tissue will allow researchers to address a lot more biologically relevant questions regarding epigenetic regulation in vivo1, 2. Combining this method with high-throughput sequencing (ChIP-seq) will further allow researchers to obtain an epigenomic landscape.

Chromatin Immunoprecipitation ChIP using Drosophila tissue

Recently high-throughput sequencing technology has greatly increased sensitivity of Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) experiment and prompted its application using purified cells or dissected tissue. Here we delineate a method to use ChIP technique with Drosophila tissue, which can address the endogenous chromatin state in a well-characterized biological system.

Cromatina imunoprecipitação (CHIP), utilizando Drosophila Tecido

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at ...

A Rapid Automated Protocol for Muscle Fiber Population Analysis in Rat Muscle Cross Sections Using Myosin Heavy Chain Immunohistochemistry

Quantification of muscle fiber populations provides a deeper insight into the effects of disease, trauma, and various other influences on skeletal muscle composition. Various time-consuming methods have traditionally been used to study fiber populations in many fields of research. However, recently developed immunohistochemical methods based on myosin heavy chain protein expression provide a quick alternative to identify multiple fiber types in a single section. Here, we present a rapid, reliable and reproducible protocol for improved staining quality, allowing automatic acquisition of whole cross sections and automatic quantification of fiber populations with ImageJ. For this purpose, embedded skeletal muscles are cut in cross sections, stained using myosin heavy chains antibodies with secondary fluorescent antibodies and DAPI for cell nuclei staining. Whole cross sections are then scanned automatically using a slide scanner to obtain high-resolution composite pictures of the entire specimen. Fiber population analyses are subsequently performed to quantify slow, intermediate and fast fibers using an automated macro for ImageJ. We have previously shown that this method can identify fiber populations reliably to a degree of &#177;4%. In addition, this method reduces inter-user variability and time per analyses significantly using the open source platform ImageJ.

Here, we present a protocol for rapid muscle fiber analyses, which allows improved staining quality, and thereby automatic acquisition and quantification of fiber populations using the freely available software ImageJ.

Um Protocolo Automatizado Rápido para Muscle Fiber Análise População em músculo secções transversais Usando Cadeia miosina pesada Imunohistoquímica

Quantification of muscle fiber populations provides a deeper insight into the effects of disease, trauma, and various other influences on skeletal muscle ...

Use of Anti-phospho-girdin Antibodies to Visualize Intestinal Tuft Cells in Free-Floating Mouse Jejunum Cryosections

The actin binding protein girdin is a cytosolic protein that is required for actin remodeling to trigger cell migration in various tissues. Girdin is phosphorylated by both receptor and non-receptor tyrosine kinases at tyrosine 1798. Omori et al. developed site- and phosphorylation status-specific antibodies against human girdin at tyrosine-1798 (pY1798), which specifically bind to phosphorylated tyrosine-1798, but not to unphosphorylated tyrosine-1798. pY1798 antibodies have been used to specifically label tuft cells (TCs) that are present in mammalian gastrointestinal tissues, but the function of these cells is unclear. This protocol allows the robust visualization of TCs in the jejunum using pY1798 antibodies and immunofluorescence. To ensure successful and simple TC visualization, this protocol includes two histological techniques: production of free-floating cryosections from gelatin-filled jejunum tissue, and low-temperature antigen retrieval at 50 &#176;C for 3 h. Filling the jejunum with gelatin maintains the shape of free-floating sections throughout the staining procedure, whereas low-temperature antigen retrieval ensures robust signals from TCs. Successful use of this protocol results in pY1798 staining of TCs distributed from villus tip to crypt. Stained TCs have a spool-shaped soma and fluorescent signals condense at the lumenal tip, which corresponds to the protruding &#39;tuft.&#39;&#160;Phalloidin staining colocalized with pY1798-positive TCs at the thickened brush border, and corresponds to a rootlet mass extending from the TC tuft. This protocol could be used to examine TCs in human biopsy samples collected with gastrointestinal endoscopes. Furthermore, TCs were recently reported to accumulate following parasite infection in mice, suggesting that this protocol could have applications for diagnosis of parasite infections in the human gut.

Kuga et al. discovered that phosphorylation-status specific antibodies against the actin binding protein girdin phosphorylated at tyrosine 1798 (pY1798) can be used to label tuft cells (TCs). This protocol allows robust visualization of TCs using immunofluorescent staining of free-floating jejunum cryosections with pY1798 antibodies.

Uso de anticorpos Antifosfo-girdin Visualizar células intestinais topete no Mouse flutuante Jejunum Cryosections

The actin binding protein girdin is a cytosolic protein that is required for actin remodeling to trigger cell migration in various tissues. Girdin is ...

Pancreatic Islet Embedding for Paraffin Sections

Experiments using isolated pancreatic islets are important for diabetes research, but islets are expensive and of limited abundance. Islets contain a mixed cell population in a structured architecture that impacts function, and human islets are widely variable in cell type composition. Current frequently used methods to study cultured islets include molecular studies performed on whole islets, lumping disparate islet cell types together, or microscopy or molecular studies on dispersed islet cells, disrupting islet architecture. For in vivo islet studies, paraffin-embedded pancreas sectioning is a powerful technique to assess cell-specific outcomes in the native pancreatic environment. Studying post-culture islets by paraffin sectioning would offer several advantages: detection of multiple outcomes on the same islets (potentially even the exact-same islets, using serial sections), cell-type-specific measurements, and maintaining native islet cell-cell and cell-substratum interactions both during experimental exposure and for analysis. However, existing techniques for embedding isolated islets post-culture are inefficient, time consuming, prone to loss of material, and generally produce sections with inadequate islet numbers to be useful for quantifying outcomes. Clinical pathology laboratory cell block preparation facilities are inaccessible and impractical for basic research laboratories. We have developed an improved, simplified bench-top method that generates sections with robust yield and distribution of islets. Fixed islets are resuspended in warm histological agarose gel and pipetted into a flat disc on a standard glass slide, such that the islets are distributed in a plane. After standard dehydration and embedding, multiple (10+) 4 - 5 &#181;m sections can be cut from the same islet block. Using this method, histological&#160;and immunofluorescent analyses can be performed on mouse, rat, and human islets. This is an effective, inexpensive, time-saving approach to assess cell-type-specific, intact-architecture outcomes from cultured islets.

Ex vivo pancreatic islet studies are important for diabetes research. Existing techniques to study cultured islets in their native 3-dimensional architecture are time consuming, inefficient, and infrequently used. This work describes a new, simple, and efficient method for generating high-quality paraffin sections of whole cultured islets.

Ilhota pancreatic incorporação para cortes de parafina

Experiments using isolated pancreatic islets are important for diabetes research, but islets are expensive and of limited abundance. Islets contain a ...