JoVE Logo

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Недавние работы раскрывают нейронное воздействие на клетки высокодипломной детской глиомы (pHGG) и их взаимные взаимодействия. Настоящая работа показывает разработку модели in vitro совместного культивирования pHGG-клеток и глутаматергических нейронов и записывающей их электрофизиологические взаимодействия для имитации этих взаимодействий.

Аннотация

Детские высокодифференцированные глиомы (pHGG) представляют собой рак мозга у детей и подростков, которые имеют быстрый мрачный прогноз. Поскольку существует необходимость преодолеть устойчивость к текущим методам лечения и найти новый способ лечения, моделирование заболевания как можно ближе в условиях in vitro для тестирования новых лекарств и терапевтических процедур является очень требовательным. Изучение их фундаментальных патобиологических процессов, включая гипервозбудимость глутаматергических нейронов, станет реальным шагом вперед в понимании взаимодействий между мозгом окружающей среды и клетками pHGG. Таким образом, чтобы воссоздать взаимодействия нейронов / клеток pHGG, эта работа показывает разработку функциональной модели in vitro , кокультурирующей индуцированные человеком плюрипотентные стволовые (hiPS) корковые глутаматергические нейроны pHGG в разделенные микрофлюидные устройства и процесс регистрации их электрофизиологических модификаций. Первым шагом была дифференциация и характеристика глутаматергических нейронов человека. Во-вторых, клетки культивировали в микрофлюидных устройствах с клеточными линиями, полученными из pHGG. Микроокружение мозга и активность нейронов были затем включены в эту модель для анализа электрического воздействия клеток pHGG на эти нейроны микросреды. Электрофизиологические записи соединяются с использованием многоэлектродных массивов (MEA) с этими микрофлюидными устройствами для имитации физиологических условий и записи электрической активности всей нейронной сети. Значительное увеличение возбудимости нейронов было подчеркнуто в присутствии опухолевых клеток.

Введение

Педиатрические высокодифференцированные глиомы (pHGG) демонстрируют расширенное генотипическое и фенотипическое разнообразие в зависимости от возраста пациента, анатомического расположения и расширения опухоли, а также молекулярных драйверов1. Это агрессивные опухоли головного мозга, которые плохо контролируются с помощью доступных в настоящее время вариантов лечения и являются основной причиной смерти, связанной с раком мозга у детей и подростков2. Так, более 80% пациентов рецидивируют в течение 2 лет после постановки диагноза, а их медиана выживаемости составляет 9-15 месяцев, в зависимости от расположения мозга и мутаций водителя. Отсутствие лечебного лечения является основным стимулом для лабораторных исследований и подчеркивает непосредственную потребность в новых инновационных терапевтических подходах. С этой целью были разработаны клеточные линии, полученные от пациента (PDCL) с надеждой обеспечить разнообразие pHGG3 в двумерных (2D) линиях и / или трехмерных (3D) невросферах. Тем не менее, эти клеточные культуры in vitro, полученные от пациента, не имитируют все переменные ситуации мозга. Эти модели не учитывают макроскопические и микроскопические нейроанатомические среды, обычно описываемые в pHGG.

Обычно pHGG у детей младшего возраста в основном развивается в понтиновой и таламической областях, тогда как HGG подростков и молодых людей концентрируются в кортикальных областях, особенно в лобно-височных долях1. Эти особенности местоположения в педиатрическом возрасте, по-видимому, связаны с различными средами, приводящими к глиомагенезу и заглубляющей сети между опухолевыми клетками и специфической нейронной активностью4,5,6. Хотя механизмы до сих пор не идентифицированы, pHGG в основном развивается из нейронных клеток-предшественников по траектории дифференцировки астроглиальных и олигодендроглиальных линий. Хотя роль этих глиальных линий долгое время ограничивалась простой структурной поддержкой нейронов, в настоящее время четко установлено, что они полностью интегрируются в нейронные цепи и демонстрируют сложные двунаправленные глиально-нейрональные взаимодействия, способные реорганизовывать структурные области мозга и реконструировать нейронные схемы4,7,8 . Более того, увеличение количества доказательств указывает на то, что центральная нервная система (ЦНС) играет решающую роль в инициации и прогрессировании рака мозга. Последние работы были сосредоточены на активности нейронов, которая, по-видимому, стимулирует рост и митоз глиальных злокачественных новообразований через секретируемые факторы роста и прямые электрохимические синаптические коммуникации6,9. Взаимно, полноценные клетки глиомы, по-видимому, влияют на функцию нейронов с увеличением глутаматергической нейронной активности и модулируют работу цепей, в которые они структурно и электрически интегрированы9. Таким образом, исследования с использованием моделей, полученных от пациента, и новых инструментов нейробиологии, контролирующих действие нейронов, продемонстрировали специфическое для схемы влияние нейронной активности на расположение, рост и прогрессирование глиомы. Большинство из этих нейронных проекций, участвующих в глиомах, являются глутаматергическими и сообщаются через секрецию глутамата. Обычно описываются специфические глутаматергические биомаркеры, такие как mGluR2 или vGlut1/26.

Интересно, что, несмотря на свою молекулярную гетерогенность, детские и взрослые полноценные глиомы демонстрируют типичный пролиферативный ответ на глутаматергическую активность нейронов и другие секретируемые факторы, такие как нейролигин-3 или BDNF (нейротрофический фактор мозга)4,6,10,11,12,13 . В корковых областях детские и взрослые HGG могут индуцировать гипервозбудимость нейронов через повышенную секрецию глутамата и ингибировать интернейроны ГАМК, что приводит к глиомам, связанным с эпилептической сетевой активностью14,15. Кроме того, нейронные цепи могут быть реконструированы глиомами, подталкивающими конкретные неврологические задачи, например, язык, и могут реквизировать дополнительную организованную нейронную активность9.

Основываясь на этом обосновании, продвижение понимания двунаправленных связей между клетками глиомы и нейронами должно быть полностью выяснено и интегрировано с ранними стадиями подходов pHGG in vitro. Такое инновационное моделирование имеет решающее значение для понимания и измерения влияния электрической активности нейронов во время тестирования на наркотики и прогнозирования реакции pHGG в схему мозга. Последние разработки в области инструментов нейробиологии, такие как микрофлюидные устройства и исследовательские работы pHGG, являются основой для разработки новых подходов к моделированию и теперь могут интегрировать микросреду мозга в модели pHGG in vitro3,16,17,18,19. В сочетании с электрофизиологическими записями с использованием многоэлектродных массивов (MEA) микрофлюидные устройства20,21,22 предлагают возможность имитировать физиологические условия при записи электрической активности всей нейронной сети и извлекать параметры сетевой связности при нескольких условиях. Это устройство23,24 позволяет сначала точно наносить ячейки в камеру непосредственно на MEA. Эта технология позволяет контролировать плотность и однородность посева клеток на MEA и точно контролировать обмен средами, что является критическим шагом для дифференциации нейронных предшественников человека непосредственно в устройствах. Кроме того, настоящая камера осаждения может быть засеяна несколькими клетками в разные моменты времени.

Таким образом, это исследование было направлено на разработку функциональной модели in vitro , совместно культивирующей человеческие плюрипотентные стволовые (hiPS) корковые глутаматергические нейроны и клетки, полученные из pHGG, в микрофлюидные устройства и записывающую их электрическую активность для оценки электрических взаимодействий между обеими клеточными популяциями. Во-первых, кортикальные глутаматергические нейроны, полученные из hiPS, были получены и охарактеризованы в микрофлюидных устройствах на разных стадиях культивирования [день 4 (D4), как клетки hiPS, и день 21 (D21) и день 23 (D23), как глутаматергические зрелые нейроны]. Для второго этапа совместной культивирования использовались две модели pHGG: коммерциализированная педиатрическая линия UW479 и клетки pHGG, инициированные из опухоли пациента (BT35)3, несущие мутацию драйвера H3.3 K27M. Наконец, мы выполнили электрофизиологические записи глутаматергических клеток на D21 перед посевом pHGG-клеток и D23 после 48 ч совместной культуры в одно и то же микрофлюидное устройство. Взаимодействия между глутаматергическими нейронами и pHGG-клетками характеризовались значительным увеличением регистрируемой электрофизиологической активности.

протокол

Для этого протокола номер аккредитации, связанный с использованием материалов человека, - DC-2020-4203.

1. Изготовление, подготовка и обработка микрофлюидных устройств

  1. Изготовление пресс-форм СУ-8 с использованием обычных методов фотолитографии18.
    ПРИМЕЧАНИЕ: С этой целью были разработаны две фотолитографические маски для построения двух слоев структур фоторезиста на подложке кремниевой пластины и тонкого слоя фоторезиста SU-8 2005 (высота 3,2 мкм и ширина 6 ± 1 мкм), который определяет асимметричные микроплоты под рисунок основных каналов, выполненных в SU-8 2100 (высота 200 мкм, ширина 1 мм, и 13 мм в длину) (см. дополнительный рисунок S1).
  2. Активируйте пластину с помощью плазменного очистителя (5.00e-1 torr, высокий радиочастотный (RF) уровень) в течение 1 мин и силанизируйте ее с помощью 1 мл (трихлор(1H,1H,2H,2H-перфтороктил)силана в алюминиевой папке в осушитель в течение 30 мин.
  3. Приготовьте полидиметилсилоксан (PDMS) в соотношении 10:1, смешайте преполимер с катализатором, пропустите его в вакуумный осушитель для удаления захваченных пузырьков и медленно бросьте на форму перед отверждением в духовке при 80 °C в течение 40 минут.
  4. Вырежьте его после этого с помощью бритвы нужного размера перед отслаиванием формы. Выбивайте входную и выходную зоны, чтобы получить отверстия шириной 3 мм, очистите PDMS и защитите его с помощью клейкой ленты.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Толщина конечного устройства PDMS составляет приблизительно 5 мм.
  5. Обработайте устройство с помощью плазменного очистителя (5.00e-1 torr, высокий уровень ВЧ в течение 1 мин), соберите его с полистирольной чашкой Петри и подвергайте вакуум воздействию ультрафиолетового излучения в течение 30 мин.
  6. Заполните пипеткой входное отверстие микрофлюидного устройства перед использованием 70% этанолом и опорожните его путем аспирации пипетирования.
  7. Промыть микрофлюидное устройство, добавив впускные резервуары Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (D-PBS) и опорожнить его, пипетируя аспирацию три раза подряд.
  8. Нанесите на устройство покрытие с использованием 0,05 мг/мл поли-D-лизина и поместите его в инкубатор (37 °C, 5% CO2). Через 24 ч промыть устройство, добавив во входной резервуар нейробазальную среду и опорожнить его путем пипетирования аспирации три раза подряд.
  9. Наполните микрофлюидный чип средой для культивирования клеток и оставьте его при комнатной температуре до использования в течение максимум 2 ч.

2. Подготовка и посев клеток в микрофлюидном устройстве

  1. Культивирование, посев и иммунофлуоресцентная характеристика корковых глутаматергических нейронов человека, полученных из hiPS
    ПРИМЕЧАНИЕ: Проведение экспериментов с коммерциализированными кортикальными глутаматергическими нейронами, полученными из hiPS (Рисунок 1А). Сохранять материалы, полученные от человека, и обращаться с ними с одобрения и в соответствии с руководящими принципами законодательства.
    1. Опорожняйте входной и выходной резервуары микрофлюидного устройства аспирацией пипетки перед посевом, позволяя заполнять средой только каналы устройства.
    2. Засейте hiPS-клетки на 0-й день (D0), положив 10 мкл 6,5 x 106 суспензии hiPS/мл (например, концентрация 900 клеток/мм2 ) на среду, состав которой приведен в таблице 1, и оставьте устройство под капотом (при комнатной температуре) в течение 15 мин, чтобы клетки могли прикрепиться.
    3. Через 15 мин заполняют как впускные, так и выходные резервуары 50 мкл питательной среды D4, весь состав которой приведен в таблице 1, и перекладывают устройство в инкубатор (37 °C, 5% CO2).
    4. Поддерживать дифференцировку глутаматергических нейронов в течение 23 дней (фиг.1А(1), микроскопия) в контролируемой среде (37 °C, 5% CO2) и с помощью специфической клеточной культуральной среды, состав которой описан в таблице 1. Регулярно заменяйте носитель, как описано в следующем шаге 5. чуть ниже и следуйте инструкциям, как показано на рисунке 1B.
    5. Заменяйте среду каждые 3 - 4 дня после таблицы 1 состава. Используйте посевную среду до D4, среду D4 до D7, среду D7 до D11 и среду D11 в течение оставшегося времени культуры.
    6. Делайте микроскопические снимки на D4, D21 и D23 с помощью стандартного фазово-контрастного микроскопа для оценки жизнеспособности клеток и подсчета клеток.
    7. Для характеристики зафиксируйте дифференцированные глутаматергические нейроны в 4% параформальдегиде (PFA) в течение 30 мин при комнатной температуре после аспирации среды и следуйте протоколу иммунофлуоресцентного окрашивания.
    8. Промыть клетки три раза фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) и пропитать их в течение 10 мин с 0,1% Triton-X, а затем 30 мин с 3% бычьим сывороточным альбумином (BSA). Добавьте первичные антитела и инкубируйте устройство в течение ночи при 4 °C.
    9. Промыть клетки три раза PBS и инкубировать далее с соответствующими вторичными антителами в течение 2 ч при комнатной температуре.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Иммунофлуоресцентные антитела, используемые в исследовании, перечислены в таблице 2.
    10. Промыть клетки три раза PBS и противопачкать DAPI (4',6-диамино-2-фенилиндол) в течение 10 мин при комнатной температуре.
    11. Получайте изображения с помощью инвертированного эпифлуоресцентного микроскопа, оснащенного CMOS-камерой (Complementary metal-oxide-semiconductor), и анализируйте с помощью соответствующего программного обеспечения для анализа изображений.
    12. Откройте окрашенные изображения DAPI и выполните бинаризацию с помощью процедуры пороговых значений в программном обеспечении. Для этого нажмите на Image > Adjust > Threshold, и задайте соответствующие параметры, чтобы отличить ядро от фона. Затем нажмите «Применить > процесс > водоразделе, чтобы разделить совокупное ядро.
    13. После этого используйте функцию врожденного программного обеспечения Analyze Particles для интерпретации двоичных изображений. Для этого нажмите « Анализировать», а затем « Анализировать частицы» и после этого задайте соответствующие параметры: фильтр размера и цикличности (исключить из анализа объекты размером менее 7 мкм, размером более 20 мкм или с окружностью менее 0,1 мкм).
    14. Объедините контурные изображения, полученные в результате анализа DAPI, с соответствующими иммунофлуоресцентными изображениями для проверки правильности окрашивания.
    15. Наконец, сохраните связанные данные (количество объектов, средняя площадь, % покрытия и т.д.) для различных биомаркеров и количественно оцените экспрессию на D4 и/или D21 с использованием соответствующего программного обеспечения для количественной оценки.
  2. Клеточная культура коммерциализированной линии pHGG, UW479, и клеточной линии, полученной от пациента, BT353
    1. Культивируйте обе клеточные линии в DMEM/F-12 GlutaMAX с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) в колбе для клеточной культуры. Дождитесь 80% слияния каждой клеточной линии, как показано на рисунке 1С.
    2. Поддерживайте эти pHGG-клетки в контролируемой среде при 37 °C в нормоксических условиях на протяжении всех экспериментов.

3. Протокол совместного культивирования

  1. Скорректируйте день посева и концентрацию для клеточных линий UW479 и BT35, чтобы достичь 80% сливающихся клеток, когда должна начаться кокультура, что соответствует 21 дню культивирования для глутаматергических нейронов.
  2. Трипсинизируют клетки UW479 и BT35 и засевают их поверх глутаматергических нейронов в каждом выделенном микрофлюидном устройстве (с целевой плотностью 900 клеток / мм2 для каждого типа клеток) перед посевом клеток pHGG в микрофлюидное устройство, содержащее зрелые глутаматергические нейроны.
  3. Поддерживать кокультуры в течение 2 дней в контролируемой среде (37 °C, 5% CO2) с глутаматергическим нейроном D11 и последующей средой, подробно описанной в таблице 1.
  4. Подсчитайте клетки pHGG с помощью микроскопических изображений, проанализированных с помощью программного обеспечения для анализа изображений, чтобы оценить их жизнеспособность. Рассчитайте процент ячеек.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте следующую формулу: 100 - ((количество ячеек при D23 / количество ячеек при D21) x 100).

4. Электрофизиологический учет

  1. Выполните электрофизиологическую запись с помощью коммерческой системы и коммерчески доступного программного обеспечения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперименты проводились с МЭА, который состоял из электродов диаметром 30 мкм, расположенных на 100 мкм.
  2. Выполните первую электрофизиологическую запись на глутаматергических нейронах в D21 перед посевом клеток pHGG. Используйте дифференцированные глутаматергические нейроны в качестве контроля и культивируйте их отдельно параллельно с кокультурой. Выполните вторую запись для обоих условий, как описано в следующем шаге под номером 3.
  3. Выполните вторую электрофизиологическую запись на D23 (после 2 дней совместной культивации).

5. Электрофизиологическая обработка данных

  1. Фильтруйте необработанные данные с помощью полосового фильтра Баттерворта 2-го порядка (с частотами полосы пропускания 100 Гц и 2500 Гц).
  2. Для обнаружения шипов вычислите средний квадрат корня сигнала за 10 минут записи для каждого электрода и установите порог амплитуды, соответствующий восьмикратному квадратному значению этого среднего корня.
  3. Примените алгоритм PTSD (Precision Timing Spike Detection25), учитывая максимальную продолжительность 2 мс для одного потенциала действия.
  4. Рассмотрим как активный электрод, каждый электрод обнаруживает не менее 5 шипов/мин. Продолжайте анализ, если активны не менее 10% регистрирующих электродов.
  5. Разделите количество обнаруженных всплесков на период регистрации, чтобы рассчитать среднюю скорость срабатывания каждого активного электрода. Рассчитайте среднюю скорость стрельбы для каждого независимого эксперимента. В конечном счете, вычислите среднее значение по условию (±SEM) и выразите его как функцию в день записи.
  6. Вычислите растровую диаграмму для каждого эксперимента, представляющую события, обнаруженные для каждого активного электрода в зависимости от времени. Затем рассчитайте временные скорости срабатывания (или мгновенные скорости срабатывания) всех активных электродов, что позволит контролировать синхронность активности нейронной сети.
  7. Наконец, генерируйте гистограммы с помощью программного обеспечения для количественной оценки и выполняйте сравнения с помощью тестов Kruskal Wallis.

Результаты

До изучения электрических взаимодействий между глутаматергическими нейронами и клетками глиомы были охарактеризованы корковые глутаматергические нейроны, полученные из hiPS, для проверки возможности их культивирования в микрофлюидных устройствах (рисунок 1A

Обсуждение

В этой работе описывается точная функциональная модель in vitro для оценки взаимодействия между кортикальными глутаматергическими нейронами человека, полученными из hiPS, и опухолевыми клетками головного мозга в микрофлюидных устройствах. Одним из важнейших шагов в настоящем проток?...

Раскрытие информации

AB, MG, JR, LM, ML, JV, DD работают в NETRI, FL является главным техническим директором NETRI, а TH является главным научным сотрудником NETRI. Другим авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантами программы Satt Conectus, Фонда Страсбургского университета, ассоциаций «J'ai demandé la lune», «Une roulade pour Charline», «LifePink», «Franck, Rayon de Soleil» и «Semeurs d'Etoile». Мы благодарим детей и семьи, пострадавшие от HGG, за их вклад в это исследование и их поддержку.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
256MEA100/30iR-ITO-w/oMCS256MEA100/30iR-ITO-w/o
40 µm probe for Scepter counter Dutscher53750
60 µm probe for Scepter counter Dutscher51999
AccutaseSigmaA6964
Ala -Gln (GlutaMAX)SigmaG8541
Axel Observer 7 MicroscopeZeiss431007-9904-000
Cell culture flask with cap with filter membrane 70 mL Falcon®Dutscher353109
Class II Biological Safety CabinetThermo ScientificHERASafe type KS12
Colibri 7 LEDZeiss4230529710-000
Cortical Glutamatergic Neurons BrainXellBX-0300
DMEM/F-12 (1:1) GlutaMAXGibco31331-028
DMEM/F12 MediumSigmaD8437
DPBS 1XDutscherL0615-500
EasYFlaskTM cell culture flasks 75cm3Nunc156499
Foetal Bovine Serum (FBS)Dutscher500105
GDNFPeprotech450-10
GeltrexLife TechnologiesA1413201
Human BDNFPeprotech450-02
IncubatorMemmertIC0150med
MCS InterFace BoarderMCS181205-MEA2100-11240
MEA2100MCS181205-MEA2100-11240
Micropipette P10SartoriusLH-729020
Micropipette P100SartoriusLH-729050
Micropipette P1000SartoriusLH-729070
Micropipette P200SartoriusLH-729060
Microtube Eppendorf 1,5 ml Safe-LockDutscher33290
MultiChannel ExperimenterMCS-
N2 Supplement-AStemCell7152
Neurobasal MediumLife Technologies21103049
Neurocult SM1 neuronal supplementStemCell5711
Non filter tip 0.1 - 10 µl ClearLine® sterile in removable-lid rack Dutscher030570ACL
Non filter tip 1 - 200 µl ClearLine® sterile in removable-lid rack Dutscher032260CL
Non filter tip 50 - 1250 µl ClearLine® sterile in removable-lid rackDutscher134760CL
Non-essential amino acids (NEAA) without L-glutamineDutscherX0557-100
Pipeteur Pipet-Aid XP GravityDrummond4000202/4038202
Pipette for cell culture 10 mL Falcon® Dutscher357551
Pipette for cell culture 5 mL Falcon® Dutscher357543
Plaque chauffante (CultureTemp)Belart370151000
Poly-D-LysineSigmaP6407
Primovert microscopeZeiss415510-1100-000
Scepter (Handheld Automated Cell Counter)MilliporePHCC00000
TGF-β1Peprotech100-21C
Tube with conical bottom 15 mL (bulk) Falcon® Dutscher352096
Tube with conical bottom 50 mL (bulk) Falcon® Dutscher352070

Ссылки

  1. Mackay, A., et al. Integrated molecular meta-analysis of 1,000 pediatric high-grade and diffuse intrinsic pontine glioma. Cancer Cell. 32 (4), 520-537 (2017).
  2. Ostrom, Q. T., et al. Alex's lemonade stand foundation infant and childhood primary brain and central nervous system tumors diagnosed in the United States in 2007-2011. Neuro-Oncology. 16, 1-36 (2015).
  3. Blandin, A. F., et al. Hypoxic environment and paired hierarchical 3D and 2D models of pediatric H3.3-mutated gliomas recreate the patient tumor complexity. Cancers (Basel). 11 (12), 1875 (2019).
  4. Monje, M. Synaptic communication in brain cancer. Cancer Research. 80 (14), 2979-2982 (2020).
  5. Mount, C. W., Yalçın, B., Cunliffe-Koehler, K., Sundaresh, S., Monje, M. Monosynaptic tracing maps brain-wide afferent oligodendrocyte precursor cell connectivity. eLife. 18 (8), 49291 (2019).
  6. Venkatesh, H. S., et al. Electrical and synaptic integration of glioma into neural circuits. Nature. 573 (7775), 539-545 (2019).
  7. Blanco-Suárez, E., Caldwell, A. L., Allen, N. J. Role of astrocyte-synapse interactions in CNS disorders. Journal of Physiology. 595 (6), 1903-1916 (2017).
  8. Neftel, C., et al. An integrative model of cellular states, plasticity, and genetics for glioblastoma. Cell. 178 (4), 835-849 (2019).
  9. Krishna, S., et al. Glioblastoma remodeling of neural circuits in the human brain decreases survival. BioRxiv. , (2021).
  10. Venkataramani, V., et al. Glutamatergic synaptic input to glioma cells drives brain tumour progression. Nature. 573 (7775), 532-538 (2019).
  11. Wang, X., et al. Reciprocal signaling between glioblastoma stem cells and differentiated tumor cells promotes malignant progression. Cell Stem Cell. 22 (4), 514-528 (2018).
  12. Venkatesh, H. S., et al. Targeting neuronal activity-regulated neuroligin-3 dependency in high-grade glioma. Nature. 549 (7673), 533-537 (2017).
  13. Venkatesh, H. S., et al. Neuronal activity promotes glioma growth through Neuroligin-3 secretion. Cell. 161 (4), 803-816 (2015).
  14. Buckingham, S. C., et al. Glutamate release by primary brain tumors induces epileptic activity. Nature Medicine. 17 (10), 1269-1274 (2011).
  15. Campbell, S. L., Buckingham, S. C., Sontheimer, H. Human glioma cells induce hyperexcitability in cortical networks. Epilepsia. 53 (8), 1360-1370 (2012).
  16. Maisonneuve, B. G. C., Vieira, J., Larramendy, F., Honegger, T. Microchannel patterning strategies for in vitro structural connectivity modulation of neural networks. BioRxiv. , (2021).
  17. Pastore, V. P., Godjoski, A., Martinoia, S., Massobrio, P. SpiCoDyn: A toolbox for the analysis of neuronal network dynamics and connectivity from multi-site spike signal recordings. Neuroinformatics. 16 (1), 15-30 (2018).
  18. Honegger, T., Thielen, M. I., Feizi, S., Sanjana, N. E., Voldman, J. Microfluidic neurite guidance to study structure-function relationships in topologically-complex population-based neural networks. Scientific Reports. 6, 28384 (2016).
  19. Nguyen, A., et al. Characterization of the transcriptional and metabolic responses of pediatric high grade gliomas to mTOR-HIF-1α axis inhibition. Oncotarget. 8 (42), 71597-71617 (2017).
  20. Taylor, A. M., Dieterich, D. C., Ito, H. T., Kim, S. A., Schuman, E. M. Microfluidic local perfusion chambers for the visualization and manipulation of synapses. Neuron. 66 (1), 57-68 (2010).
  21. Cerea, A., et al. Selective intracellular delivery and intracellular recordings combined in MEA biosensors. Lab on a Chip. 18 (22), 3492-3500 (2018).
  22. Bruno, G., et al. Microfluidic multielectrode arrays for spatially localized drug delivery and electrical recordings of primary neuronal cultures. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 626 (2020).
  23. Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature Protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
  24. Maisonneuve, B. G. C., et al. Deposition chamber technology as building blocks for a standardized brain on chip framework. BioRxiv. , (2021).
  25. Maccione, A., et al. A novel algorithm for precise identification of spikes in extracellularly recorded neuronal signals. Journal of Neuroscience Methods. 177 (1), 241-249 (2009).
  26. Andreiuk, B., et al. Fluorescent polymer nanoparticles for cell barcoding in vitro and in vivo. Small. 13 (38), (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

177

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Исследования

Образование

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены