АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Органоиды опухолей произвели революцию в исследованиях рака и подходе к персонализированной медицине. Они представляют собой клинически значимую модель опухоли, которая позволяет исследователям оставаться на шаг впереди опухоли в клинике. Этот протокол устанавливает опухолевые органоиды из свежих образцов ткани опухоли поджелудочной железы и ксенотрансплантатов, полученных от пациента при аденокарциноме поджелудочной железы.

Аннотация

Опухолевые органоиды представляют собой трехмерные (3D) модели опухолей ex vivo , которые повторяют биологические ключевые особенности исходных первичных опухолевых тканей. Органоиды опухолей, полученные от пациентов, используются в трансляционных исследованиях рака и могут применяться для оценки чувствительности и резистентности к лечению, межклеточных взаимодействий и взаимодействий опухолевых клеток с микроокружением опухоли. Опухолевые органоиды представляют собой сложные системы культивирования, требующие передовых методов культивирования клеток и питательных сред со специфическими коктейлями факторов роста и биологической базальной мембраной, имитирующей внеклеточную среду. Возможность создания первичных опухолевых культур в значительной степени зависит от исходной ткани, клеточности и клинических особенностей опухоли, таких как степень опухоли. Кроме того, важнейшими элементами этой процедуры являются сбор образцов тканей, качество и количество материала, а также правильное биобанкирование и хранение. Технические возможности лаборатории также являются решающими факторами, которые следует учитывать. Здесь мы сообщаем о валидированной СОП/протоколе, который технически и экономически осуществим для культивирования опухолевых органоидов ex vivo из свежих образцов тканей происхождения из аденокарциномы поджелудочной железы, либо из свежей первичной резецированной донорской ткани пациента, либо из ксенотрансплантатов, полученных от пациента (PDX). Описанный здесь метод может быть выполнен в лабораториях с базовыми тканевыми культурами и оборудованием для мышей и адаптирован для широкого применения в области трансляционной онкологии.

Введение

Опухолевые органоиды представляют собой трехмерные (3D) организованные культуры ex vivo, полученные из свежей опухолевой ткани и обеспечивающие модели рака. Опухолевые органоиды повторяют биологические ключевые особенности исходной первичной опухоли 1,2,3,4 и могут быть расширены на срок до нескольких месяцев и криоконсервированы, подобно обычным иммортализированным клеточным линиям. Органоиды опухолей представляют собой биобанк моделей опухолей, полученных от пациентов, для трансляционной/персонализированной медицины5 и представляют собой важный шаг вперед в системах/моделях биологии раковых клеток. Органоиды опухолей, полученные от пациентов, могут быть использованы в качестве моделей ex vivo для прогнозирования эффективности (нео)адъювантной онкологической/фармакологической терапии, для которой из свежей опухолевой ткани устанавливают культуры и проводят анализы на чувствительность к лекарственным препаратам или фармакотипирование на индивидуальной основе для выявления эффективных агентов для последующих линий терапии 1,4. Кроме того, опухолевые органоиды преодолевают ограниченность доступности первичной опухолевой ткани и, что более важно, представляют собой прекрасную альтернативу или комплементарную систему для мышиных моделей in vivo, таких как ксенотрансплантаты, полученные от пациента (PDX)2. Сложность опухолевых органоидов увеличивается, если первичные опухолевые клетки сочетаются со стромальными клетками, которые находятся в опухолевом микроокружении (ТМЭ), такими как рак-ассоциированные фибробласты (CAF), эндотелиальные клетки и иммунные клетки, которые имитируют функционирование и сложную клеточность первичной опухоли. Органоиды опухолей были установлены для многих типов опухолей с использованием стандартизированных протоколов 6,7,8,9,10. Размножение органоидов из различных солидных опухолей, включая колоректальную ткань и ткань рака молочной железы, хорошо известно и технически доступно 11,12,13,14,15.

Хирургическая резекция опухоли или биопсия опухоли позволяют получить первичные образцы опухолевой ткани. В идеале образцы опухолевой ткани должны поступать из центра опухолевой массы или вторгающегося края опухоли, а также из нормально выглядящей ткани, прилегающей к опухоли. По сравнению с обычными 2D-культурами, опухолевые органоиды требуют нескольких «дополнений», включая биологическую базальную мембрану (например, матригель, гидрогель или каркас на основе коллагена), которая имитирует внеклеточный TME, и жидкую питательную среду, которая поставляет определенные питательные вещества и факторы роста и поддерживает пролиферацию и жизнеспособность клеток в культуре16.

Наиболее основными этапами первичной клеточной культуры являются промывание тканей в физиологическом растворе для предотвращения загрязнения, механическое разрезание/расщепление опухоли на мелкие кусочки по 1-3мм3 и обработка коллагеназой для ферментативного расщепления ткани. Затем переваренную смесь фильтруют для удаления крупных фрагментов ткани, ресуспендируют в биологической базальной мембране, такой как Matrigel, и покрывают в виде куполов в культуральных планшетах с низким прикреплением для усиления роста без прикрепления. Матричные купола базальной мембраны покрыты жидкой питательной средой и дополнены глютамином и антибиотиками во избежание контаминации, а также специфическими факторами роста в зависимости от типа ткани 7,8,9,16,17. Другие соответствующие клетки, присутствующие в объемной опухоли и TME, также могут быть выделены, такие как ассоциированные с раком фибробласты (CAF) и иммунные клетки. Этот метод, который недавно был рассмотрен18, позволяет создавать кокультуры с различными типами клеток для изучения ответа на терапию в более «реалистичной» опухолевой среде. Кроме того, могут быть изучены межклеточные взаимодействия и взаимодействие между опухолевыми клетками и компонентами окружающего биологического матрикса.

Показатель успешности установления органоидов опухоли с использованием свежей ткани, полученной при биопсии или резецированной опухолевой ткани желудочно-кишечного тракта, составляет около 50%11, а вероятность успеха в последнем случае в значительной степени зависит от типа и происхождения ткани4, в частности, от степени опухоли и общей клеточности опухоли. Трехмерные модели опухолей имеют различную сложность, от простых одноклеточных агрегатов до очень сложных инженерных моделей, состоящих из различных типов клеток. Терминология, используемая для описания 3D-культур в литературе, крайне противоречива 19,20,21, поскольку используются разные термины, такие как сфероиды, опухолевые сферы и органоиды, хотя разница между ними неясна. Поскольку четкого консенсуса по определению еще не достигнуто, в данной статье опухолевый органоид описывается как организованная культура опухолевых клеток, встроенная в биологическую базальную мембрану.

В настоящем документе приводится валидированный протокол для установления опухолевых органоидов из свежих образцов тканей, полученных из свежей первичной резецированной или PDX-протоковой аденокарциномы поджелудочной железы (PDAC), и этот протокол может быть выполнен в большинстве лабораторий, имеющих базовое оборудование для культивирования тканей. Этот протокол был адаптирован из нескольких современных протоколов, которые в настоящее время используются для установления опухолевых органоидов или опухолей из опухолевой ткани пищеварительной системы из групп Дэвида Тувесона9, Ханса Клеверса8 и Ауреля Перрена7.

В этом протоколе не обсуждается, как собирается свежая ткань. Для получения высококачественной свежей опухолевой ткани человека важна эффективная координация между хирургами, которые собирают ткань, и патологоанатомическим отделением, которое извлекает образец ткани для культивирования органоидов. Кроме того, при использовании PDX в качестве источника свежих тканей также важна эффективная координация с человеком, который собирает образец ткани. Очень важно получить образец ткани как можно быстрее (в течение 30-60 минут с момента забора), чтобы сохранить высокое качество.

протокол

Все процедуры были проведены в соответствии с институциональными руководящими принципами по благополучию экспериментальных животных, утвержденными Комитетом по этике Автономного университета Мадрида (CEI 103-1958-A337) и La Comunidad de Madrid (PROEX 294/19), а также в соответствии с руководящими принципами этического поведения при уходе за животными и их использовании, изложенными в Международных руководящих принципах биомедицинских исследований с участием животных. разработан Советом международных организаций медицинских наук (CIOMS). Протокол следовал этическим принципам биомедицинских исследований с письменным информированным согласием. Было получено предварительное этическое одобрение на использование свежих тканей для создания опухолевых органоидных культур. Образцы были предоставлены больницей BioBank Ramón y Cajal-IRYCIS (Национальный реестр биобанков B.0000678), интегрированы в платформу биобанков и биомоделей ISCIII (PT20/00045) и обработаны в соответствии со стандартными операционными процедурами с соответствующим этическим одобрением. Опухоли были подкожно имплантированы,как описано ранее, 6-недельным самкам голых мышей NU-Foxn1nu с ослабленным иммунитетом (см. таблицу материалов) и пассированы in vivo для создания PDAC PDX.

1. Подготовка эксперимента

  1. Работайте с образцами для людей в шкафу биологической безопасности класса II.
  2. Носите лабораторный халат, защитные перчатки и очки на протяжении всей процедуры, чтобы избежать инфицирования тканевыми патогенами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Минимум 3 часа требуется для обработки свежего образца ткани и нанесения органоидов и фибробластов.
  3. Свежие образцы тканей 22 обрабатывают в течение максимум24 ч после сбора и хранят при 4 °С в питательной среде для тканей (DMEM с добавлением 10% FBS и 1% пенициллина-стрептомицина) до обработки.
  4. Держите все образцы и реагенты на льду в течение всей процедуры, а также убедитесь, что охлаждаемая центрифуга предварительно настроена на 4 °C и используется на низкой скорости, чтобы не повредить заготовку ячейки.
  5. Храните наконечники для дозаторов P1 000 и P200 в морозильной камере с температурой −20 °C, чтобы использовать их во время протокола.
  6. Перед использованием аквотируйте матрицу базальной мембраны (см. Таблицу материалов). Для этого протокола рекомендуется 250 мл аликвот.

2. Обработка свежей первичной опухолевой ткани для создания опухолевых органоидов и первичных фибробластов

ПРИМЕЧАНИЕ: Требуется не менее 3 часов для обработки свежего образца ткани (либо первичных резектабельных опухолей человека, либо PDX) и планшетирования опухолевых органоидов и фибробластов. Схема процесса подготовки органоидов показана на рисунке 1, от расщепления тканей до покрытия органоидов опухоли. Перед началом протокола выньте аликвоту матрицы базальной мембраны из морозильной камеры с температурой −20 °C и оставьте на льду примерно на 30-60 минут перед использованием.

  1. Поместите 6-луночный культуральный планшет в инкубатор для клеточных культур при температуре 37 °C за 3 часа до нанесения органоидов.
  2. Отмерьте, сфотографируйте и промойте ткань (шаг 1.3) 3 мл модифицированной орлиной среды (DMEM) и питательной смеси Dulbecco F-12 Ham (F12) с добавлением 5% фетальной бычьей сыворотки (FBS), 15 мМ Hepes, 1% L-глутамина, 1% пенициллина-стрептомицина, 125 нг/мл амфотерицина B, 0,1 мг/мл нормоцина) (см. Таблицу материалов) путем пипетирования вверх и вниз, а затем промывания 3 мл фосфатно-солевого буфера (PBS) путем пипетирования вверх и вниз.
  3. Извлеките среду путем аспирации из планшета для культивирования тканей и разрежьте ткань на3 части размером 1 мм в стерильной планшете для культуры тканей с помощью двух стерильных лезвий и 2 мл питательной среды (усовершенствованный DMEM-F12 + 10 мг коллагеназы внутривенно/мл, 0,000625% трипсина-ЭДТА и 10 мкг/мл ДНКазы). Соберите ткань в пробирку объемом 50 мл с общим количеством питательной среды 5 мл и инкубируйте в течение 1 ч при 37 °C с механическим разложением на имеющемся в продаже оборудовании (см. таблицу материалов) или с периодическим перемешиванием образца путем пипетирования образца вверх и вниз.
  4. Добавьте 5 мл Advanced DMEM-F12, чтобы инактивировать трипсин, и отфильтруйте образец через ситечко для пор 70 мкм, чтобы удалить крупный мусор.
  5. Добавьте 2 мл DMEM с 10% FBS в верхнюю часть фильтра и соберите мусор и остатки тканей для создания культур фибробластов (см. шаг 5).
  6. Центрифугируют фильтрат при 200-300 х г в течение 5 мин при комнатной температуре и аспирируют надосадочную жидкость, оставляя только клеточную гранулу. Добавьте 5 мл Advanced DMEM-F12 и центрифугируйте в течение 5 минут при 300 x g.
  7. Ресуспендируйте гранулу в 4 мл аммонийно-хлоридно-калийного буфера (ACK, см. таблицу материалов). Пропустите смесь в пробирку объемом 15 мл и инкубируйте при комнатной температуре в течение 2 минут, чтобы лизировать эритроциты.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта стадия лизиса эритроцитов может быть удалена, когда нет видимых признаков загрязнения.
  8. Центрифугу при 300 х г в течение 5 мин при комнатной температуре и аспирировать надосадочную жидкость. Добавьте 5 мл Advanced DMEM-F12 и центрифугируйте в течение 5 минут при 300 x g.
  9. Добавьте 1 мл коммерчески доступного реагента для диссоциации клеток (см. таблицу материалов) с добавлением ДНКазы (1 мкг/мл) к клеточной грануле и инкубируйте в течение 2-3 минут при комнатной температуре.
  10. Центрифугу при 300 х г в течение 5 мин и аспирировать надосадочную жидкость. Добавьте 5 мл Advanced DMEM-F12 и повторно суспендируйте клеточную гранулу.
  11. Пипетку вверх и вниз 30 раз с помощью пипетки P1,000 для диссоциации клеток, центрифугируйте в течение 5 минут при 300 x g и удалите надосадочную жидкость.
  12. Возьмите наконечники для пипеток P1 000 и P200 из морозильной камеры с температурой −20 °C и повторно суспендируйте гранулы в мембранной матрице с помощью пипетки P1 000 и холодных наконечников (50 мкл на каплю с учетом объема гранул, шесть-семь куполов на лунку). Выньте из инкубатора предварительно нагретую пластину. Установите пипетку P200 на 48 мкл и используйте холодные наконечники для создания куполов матрицы базальной мембраны в предварительно нагретой 6-луночной планшете.
  13. Поместите планшет с матрицей-куполами матрицы базальной мембраны в инкубатор с 5%CO2 при температуре 37 °C на 15 минут для затвердевания матрицы базальной мембраны.
  14. Добавьте 2-2,5 мл Advanced DMEM-F12 с добавлением 20 нг/мл рекомбинантного эпидермального фактора роста человека (EGF), 100 нг/мл человеческого фактора роста плаценты (PlGF), 10 нг/мл рекомбинантного основного фактора роста фибробластов человека (bFGF), 769 нг/мл инсулиноподобного фактора роста-1 (IGF-1) и 10,5 мкМ ингибитора ROCK (расширенный DMEM-F12 + факторы роста) (см. таблицу материалов).

3. Мониторинг органоидов

  1. Визуальный контроль культуры органоидов опухоли в течение первых 7 дней, а затем три раза в неделю.
  2. Меняйте среду два раза в неделю с помощью Advanced DMEM-F12, содержащего 20 нг/мл рекомбинантного эпидермального фактора роста человека (EGF), 100 нг/мл человеческого фактора роста плаценты (PlGF), 10 нг/мл рекомбинантного основного фактора роста фибробластов человека (bFGF), 769 нг/мл инсулиноподобного фактора роста-1 (IGF-1) и ингибитора ROCK 10,5 мкМ (Advanced DMEM-F12 + факторы роста).
  3. Периодически делайте снимки культуры органоидов опухоли на 1-й, 3-й, 7-й, 10-й и 15-й день после обработки образца и нанесения культуры в матрицу, чтобы наблюдать за ростом и жизнеспособностью.

4. Прохождение и криохранение органоидов

  1. Извлеките питательную среду из 6-луночного планшета.
  2. Добавьте 1 мл соответствующего реагента для восстановления клеток (см. Таблицу материалов), чтобы диссоциировать матрицу базальной мембраны и получить клеточную суспензию, и восстановите надосадочную жидкость в пробирке объемом 15 мл. Если матрица не диссоциирует сразу, инкубируют образец при 4 °С в течение 15-20 мин до полного растворения.
  3. Добавьте 1 мл того же реагента для восстановления клеток, который использовался на этапе 4.2, в лунку планшета для извлечения дополнительных диссоциированных клеток и добавьте надосадочную жидкость в ту же пробирку объемом 15 мл, что и на этапе 4.2.
  4. Добавьте 5 мл холодного Advanced DMEM-F12 и центрифугируйте при 200 x g в течение 5 минут.
  5. Удалите надосадочную жидкость и тщательно высушите гранулы, удалив оставшуюся жидкость пипеткой объемом 5 мл; По возможности избегайте перемещения трубки. Ресуспендируйте клеточную гранулу в удвоенном объеме матрицы базальной мембраны, чтобы получить пассаж 1:2.
  6. Для криохранения органоидных культур гранулы, полученные на стадии 4,5, ресуспендируют в 1 мл замораживающей среды (10% ДМСО, 20% ФБС, 50% ДМЕМ-Ф12, ингибитор РОК 10,5 мкМ) и хранят при −80 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем матрицы базовой мембраны может быть отрегулирован для выполнения различных проходов, например, 1:1 (используя тот же объем матрицы базальной мембраны, что и исходный) или 1:3 (добавляя в три раза больше исходного объема матрицы базальной мембраны).

5. Создание фибробластов

  1. После извлечения обломков и остатков тканей в 2 мл DMEM с 10% FBS, добавьте его в 6-луночную планшет и инкубируйте при 37 °C с 5% CO2.
  2. Удалить остатки тканей из культур фибробластов с этапа 2,5 путем аспирации среды через 2 дня или 3 дня после нанесения покрытия и заменить свежим ДМЕМ с 10% FBS.
  3. Визуальный контроль посева фибробластов проводится три раза в неделю и не реже двух раз в неделю меняется питательная среда, используя ДМЕМ с добавлением 10% FBS.

Результаты

Важно задокументировать, как культивирование органоидов опухоли прогрессирует с течением времени, особенно в первые несколько недель, чтобы оценить, как культура будет вести себя в последующих анализах. На рисунке 2 показан пример оптимального выделения опухолевых кл?...

Обсуждение

Значительные достижения в фармакологической терапии рака являются сложной задачей, поскольку вероятность одобрения лекарств в клинических исследованиях I фазы онкологии составляет 5,1%, что является самым низким показателем среди всех типов заболевания23. Основная причин?...

Раскрытие информации

Никакой.

Благодарности

Это исследование было поддержано финансированием Plataforma biobancos y biomodelos - Unidades de las Plataformas ISCIII de apoyo ala I+D+i en Biomedicina y Ciencias de la Salud (PT20/00045), Программы исследований и инноваций Европейского Союза «Горизонт 2020» в рамках грантового соглашения No 857381, проект VISION (Стратегии укрепления научного превосходства и инновационного потенциала для ранней диагностики рака желудочно-кишечного тракта), Очный конкурс на новые исследовательские проекты для клинических исследователей и новых исследовательских групп IRYCIS (2021/0446), Проект органоидов, полученных из пациентов 2.0 (CIBERONC) и проект TRANSCAN II JTC 2017 «Создание алгоритма ранней диагностики и последующего наблюдения за пациентами с нейроэндокринными опухолями поджелудочной железы (NExT)», номер гранта 1.1.1.5/ERANET/20/03. Биологические образцы, использованные в этом протоколе, были предоставлены больницей BioBank Ramón y Cajal-IRYCIS (B.0000678) и интегрированы в платформу биобанков и биомоделей ISCIII (PT20/00045). Мы также хотели бы поблагодарить Ивонн Коль (Yvonne Kohl), Агапи Катаки (Agapi Kataki Vita Rovita) и Торстена Кнолла (Thorsten Knoll) за их неоценимую поддержку в разработке этого протокола в рамках проектов NExT и VISION.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
6 well Costar Ultra-low Attachment platesBiofilTCP011006
70 μm pore strainerVWR732-2758
Ammonium Chloride Potassium (ACK) Lysis BufferGibcoA10492-01
Amphotericin BGibco15290018
Cell culture incubator (21% O2, 5% CO2 and 37 ºC)NuaireNU-4750E
Cell recovery solutionCorning 354253
Collagenase IVGibco17104019
DMEM/F-12 (1:1)(1X) with L-Glutamine and HEPESGibco31330-038
DNaseRoche10104159001
Fetal Bovine Serum (FBS)Corning35-079-CV
Freezing container, NalgeneMerckC1562
gentleMACS Octo DissociatorMilteny Biotec130-096-427
HEPESGibco15630056
Human Placenta Growth Factor (PlGF)enQuireBioQP6485-EC-100UG
Immunocompromised female 6-week-old NU-Foxn1nu nude miceJanvier, France 
Insulin-like growth factor-1 (IGF-1)InvitrogenRP10931
L-GlutamineCorning354235
Matrigel Basement Membrane Matrix Corning356234
NormocinInvivoGenant-nr-2
Pasteur pipettesDeltalab200007
Penicillin Streptomycin Solution (100x)Corning30-002-CI
Phosphate-Buffered Saline (PBS)Corning21-040-CV
Recombinant Human Basic Fibroblast Growth Factor (bFGF)GibcoPHG0026
Recombinant Human Epidermal Growth Factor (EGF)GibcoPHG0311
ROCK Inhibitor Y-27632 (Dihydrochloride)STEMCELL72304
StemPro Accutase Cell Dissociation ReagentGibcoA1110501
Surgical BladesNahitaFMB018
TrypsinGibco25300054

Ссылки

  1. April-Monn, S. L., et al. Patient-derived tumoroids of advanced high-grade neuroendocrine neoplasms mimic patient chemotherapy responses and guide the design of personalized combination therapies. bioRxiv. , (2022).
  2. Frappart, P. O., et al. Pancreatic cancer-derived organoids - A disease modeling tool to predict drug response. United European Gastroenterology Journal. 8 (5), 594-606 (2020).
  3. Tiriac, H., et al. Organoid profiling identifies common responders to chemotherapy in pancreatic cancer. Cancer Discovery. 8 (9), 1112-1129 (2018).
  4. Aberle, M. R., et al. Patient-derived organoid models help define personalized management of gastrointestinal cancer. The British Journal of Surgery. 105 (2), e48-e60 (2018).
  5. Yoshida, G. J. Applications of patient-derived tumor xenograft models and tumor organoids. Journal of Hematology & Oncology. 13 (1), 4 (2020).
  6. Hong, H. K., et al. Efficient primary culture model of patient-derived tumor cells from colorectal cancer using a Rho-associated protein kinase inhibitor and feeder cells. Oncology Reports. 42 (5), 2029-2038 (2019).
  7. April-Monn, S. L., et al. 3D primary cell culture: A novel preclinical model for pancreatic neuroendocrine tumors (PanNETs). Neuroendocrinology. 111 (3), 273-287 (2020).
  8. Pleguezuelos-Manzano, C., et al. Establishment and culture of human intestinal organoids derived from adult stem cells. Current Protocols in Immunology. 130 (1), e106 (2020).
  9. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  10. Driehuis, E., Kretzschmar, K., Clevers, H. Establishment of patient-derived cancer organoids for drug-screening applications. Nature Protocols. 15 (10), 5739 (2020).
  11. Yu, J., Huang, W. The progress and clinical application of breast cancer organoids. International Journal of Stem Cells. 13 (3), 295 (2020).
  12. Barbáchano, A., et al. Organoids and colorectal cancer. Cancers. 13 (11), 2657 (2021).
  13. Michels, B. E., et al. Human colon organoids reveal distinct physiologic and oncogenic Wnt responses. Journal of Experimental Medicine. 216 (3), 704-720 (2019).
  14. Van De Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  15. Sato, T., et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett's epithelium. Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).
  16. Porter, R. J., Murray, G. I., McLean, M. H. Current concepts in tumour-derived organoids. British Journal of Cancer. 123 (8), 1209-1218 (2020).
  17. Wang, Q., Guo, F., Jin, Y., Ma, Y. Applications of human organoids in the personalized treatment for digestive diseases. Signal Transduction and Targeted Therapy. 7 (1), 336 (2022).
  18. Wang, J., et al. Patient-derived tumor organoids: New progress and opportunities to facilitate precision cancer immunotherapy. Frontiers in Oncology. 12, 1382 (2022).
  19. Hirschhaeuser, F., et al. Multicellular tumor spheroids: An underestimated tool is catching up again. Journal of Biotechnology. 148 (1), 3-15 (2010).
  20. Weiswald, L. B., Bellet, D., Dangles-Marie, V. Spherical cancer models in tumor biology. Neoplasia. 17 (1), 1-15 (2015).
  21. Marsee, A., et al. Building consensus on definition and nomenclature of hepatic, pancreatic, and biliary organoids. Cell Stem Cell. 28 (5), 816-832 (2021).
  22. Mueller, M. T., et al. Combined targeted treatment to eliminate tumorigenic cancer stem cells in human pancreatic cancer. Gastroenterology. 137 (3), 1102-1113 (2009).
  23. Wong, C. H., Siah, K. W., Lo, A. W. Estimation of clinical trial success rates and related parameters. Biostatistics. 20 (2), 273-286 (2019).
  24. Ooft, S. N., et al. Patient-derived organoids can predict response to chemotherapy in metastatic colorectal cancer patients. Science Translational Medicine. 11 (513), (2019).
  25. Chen, P., et al. Patient-derived organoids can guide personalized-therapies for patients with advanced breast cancer. Advanced Science. 8 (22), 2101176 (2021).
  26. Furbo, S., et al. Use of patient-derived organoids as a treatment selection model for colorectal cancer: A narrative review. Cancers. 14 (4), 1069 (2022).
  27. Xu, H., Jiao, D., Liu, A., Wu, K. Tumor organoids: Applications in cancer modeling and potentials in precision medicine. Journal of Hematology & Oncology. 15 (1), 58 (2022).
  28. Xu, H., et al. Organoid technology in disease modelling, drug development, personalized treatment and regeneration medicine. Experimental Hematology & Oncology. 7 (1), 30 (2018).
  29. Watanabe, K., et al. A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells. Nature Biotechnology. 25 (6), 681-686 (2007).
  30. Ling, L., et al. Effect of heparin on the biological properties and molecular signature of human mesenchymal stem cells. Gene. 576, 292-303 (2016).
  31. Bajpai, R., Lesperance, J., Kim, M., Terskikh, A. V. Efficient propagation of single cells Accutase-dissociated human embryonic stem cells. Molecular Reproduction and Development. 75 (5), 818-827 (2008).
  32. Gonzalez, R. F., Dobbs, L. G. Isolation and culture of alveolar epithelial Type I and Type II cells from rat lungs. Methods in Molecular Biology. 945, 145-159 (2013).
  33. Walsh, A. J., et al. Drug response in organoids generated from frozen primary tumor tissues. Scientific Reports. 6, 18889 (2016).
  34. Bui, B. N., et al. Organoids can be established reliably from cryopreserved biopsy catheter-derived endometrial tissue of infertile women. Reproductive BioMedicine Online. 41 (3), 465-473 (2020).
  35. Verissimo, C. S., et al. Targeting mutant RAS in patient-derived colorectal cancer organoids by combinatorial drug screening. eLife. 5, e18489 (2016).
  36. Drost, J., et al. Sequential cancer mutations in cultured human intestinal stem cells. Nature. 521 (7550), 43-47 (2015).
  37. Protocols for Generating, Manipulating, and Analyzing Pancreatic Organoid Cultures. Cold Spring Harbor Laboratory. Tuveson Lab Available from: https://tuvesonlab.labsites.cshl.edu/protocolsreagents/ (2023)

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

195ex vivoPDX

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены